Unterstützt durch DK065872 (ENP), eine Smith Family Foundation Award of Excellence in Biomedical Research (ENP), F31 DA023760.

Zusammenfassung Zwei Monate alten Durchschnittsalter C57BL/6J-Mäuse oder eine gleichwertige oder drei Monate alten Durchschnittsalter Sprague Dawley Ratten oder gleichwertig sind mit Ketamin (60 mg / kg ip für Ratten, 100 mg / kg ip für Mäuse) und Xylazin (10 mg / kg, ip der beiden Arten). Sedierung wird mit einem sanften toe Prise zurückzutreten Reflex zeigte <a href="/index/details.stp?ID=236">Walantus et al.</a> (JoVE, 6, 2007) und <a href="/index/details.stp?ID=404">Szot et al.</a> (JoVE, 9, 2007). Thermoregulation kann durch eine thermostatregulated Heizkissen (ALA Instruments Inc.) zur Verfügung gestellt und überwacht durch einen rektalen Thermometer. Leiter ist der Pelz rasiert und gereinigt mit Jod, bevor Einschnitt. Nach Hautschnitt (2 cm lang für Ratten, 1 cm lang für Mäuse) und Entfernung aller Weichteile von der Oberfläche des Schädels, ist die Platzierung des Führungskanüle in Bezug auf Bregma bestimmt. Ein 6 mm Loch durch den Schädel mit einer Batterie betriebenen Bohrer für Nager Chirurgie entwickelt (Fine Science Tools, Inc.) gebohrt. Es wird darauf geachtet, so dass der Bohrer nicht durch Meningen oder Blutgefäße eindringen. Der Schädel ist mit bilateralen 5 mm 21-Gauge Edelstahl Führungswellen, die zum hinteren Nucleus accumbens, dorsale Striatum oder präfrontale Kortex implantiert. Die stereotaktischen Koordinaten nach Franklin und Paxinos, 1997 gegründet (Gehirn der Maus in stereotaktischen Koordinaten, Academic Press) oder Paxinos und Watson, 2006 (Gehirn der Ratte in stereotaktischen Koordinaten, Academic Press). Implantate sind durch Zahnzement befestigt. Ein Bolus von Ringer-Laktat-der 0,9% ige Kochsalzlösung wird am Ende der Operation (5mls SC in Ratten und 1 ml SC in Mäusen nach Flüssigkeiten werden in den normalen Körpertemperatur erwärmt), um eine Austrocknung zu verhindern gegeben. Buprenorphin (0.1-0.5mg/kg SC) ist zweimal täglich verabreicht, und dann, auf einer as-needed Basis, wenn das Tier scheint in Schmerzen. Lokale Behandlung mit Antibiotika (Bacitracin Salbe) und systemischer Antibiotika-Behandlung (Penicillin 100.000 IU / kg IM alle 12 Stunden für die ersten 48 Stunden post-op) verabreicht werden, wenn die postoperative Infektionen auftreten. Nach der Operation werden die Tiere einzeln mit Futter und Wasser ad libitum zur Verfügung untergebracht. Mindestens eine Woche zur Erholung, bevor Mikrodialyse und Euthanasie erlaubt. Nach Erholung von der Operation werden die Tiere zu einem Mikrodialyse Käfig und Mikrodialysesonden eingefügt und in die Führungswellen, dass während der Operation installiert wurden zementiert übertragen. Probe Einsetzen verursacht keine Schmerzen oder Beschwerden, weil die Sonde unter Umgehung Haut, Muskeln und meningealen Gewebe durch die Führungswelle. Deshalb ist die Sonde Einsetzen ohne Betäubung durchgeführt und jede Narkose-induzierte Effekte auf die Neurochemie oder Verhalten vermieden werden. Wir lassen die Sonden für 12 Stunden zu stabilisieren und dann beginnen wir Probenahme alle 30 Minuten zum anderen 8-12 Stunden je nach Experiment. Wir überwachen Bewegungsapparates Verhalten des Tieres durch Lichtschranken oder manuelle Aufzeichnung von Bewegung durch den Experimentator. Mikrodialysat Proben werden in einem High Performance Liquid Chromatography mit elektrochemischer Detektion (HPLC-EC) Instrument für die neurochemischen Erkennung und Analyse injiziert. Wir suchen Auswirkungen auf die basale Neurochemie und Bewegungsapparates Verhalten. Am Ende des Experiments wird das Tier durch eine Überdosis von systemischen Ketamin (200 mg / kg ip) und Xylazin (20 mg / kg, ip) eingeschläfert. Dann wird das Herz ist mit 0,9% iger Kochsalzlösung von 4% Paraformaldehyd gefolgt perfundiert. Die Gehirne werden entfernt, eingefroren und geschnitten entlang der Mikrodialysesonde-Darm-Trakt, um genaue Aufsetzen der Sonde zu überprüfen. Verfahren <ol><li> Richten Sie den stereotaktischen Instrument und alle benötigten Materialien. Achten Sie darauf, den Bereich und Instrumente gereinigt und sterilisiert. </li><li> Abrasieren Fell mit elektrischen Rasierer. Gehen Sie von den Ohren, nur in-zwischen die Augen, bewegen Rasiermesser in verschiedene Richtungen, um effektiv zu reinigen Fläche von Pelz. Bewerben Povidin / Jod zu rasierten Bereich, sondern schützen die Augen von ihr. </li><li> Montieren Sie das Tier auf den stereotaktischen Apparat, indem das Ohr Bars in den Gehörgang und Anziehen einrastet. Montieren Sie zuerst ein Ohr bar in den Gehörgang, und dann halten Sie es fest und schieben in das andere Ohr bar. Sie wissen, dass Sie an der richtigen Stelle, wenn der Kopf nicht mehr hin und her bewegt werden. Sichern Sie den Mund mit der vorderen Halterung der stereotaktischen und stellen Sie sicher, dass der Kopf Ebene mit einem Lineal wird. Legen Sie das Lineal in einer vertikalen Position in Bezug auf den stereotaktischen Instrument Plattform und suchen Sie nach einem 90 ° Winkel zwischen dem Herrscher und der Mitte des Tieres Kopfhaut). Bestätigen Sie diese durch die stereotaktische Instrument, wenn es solche Möglichkeit bietet. </li><li> Machen Sie eine anteriore / posteriore Inzision auf der Kopfhaut mit einem sterilen Skalpell, die sich von der Lambda nur in-zwischen die Augen des Tieres. Gebrauch sterilisiert Hämostatika abzukneifen der Haut und halten den Schnitt zu öffnen. Mit mehreren sterile Wattestäbchen, trocknen die exponierte Kopfoberfläche. <li> Legen Sie die Führungskanüle auf seiner Halterung, finden Bregma auf dem Schädel, und die Position der Führung Kanüle direkt über diesen Standort. Notieren Sie sich die anterior / posterioren und lateralen Koordinaten. Von Bregma, finden Sie die richtigen Koordinaten für die Platzierung Ihrer Sonde mit Hilfe des stereotaktischen Atlas benötigt. Positionieren Sie den Führungskanüle die richtigen Koordinaten durch Addieren oder Subtrahieren von Bregma. Bringen Sie Ihre Führungskanüle unten, bis sie zu berühren ist der Schädel, und notieren Sie diese ventral zu koordinieren. Machen Sie einen Bleistift mit einem sterilen Stift an dieser Stelle auf dem Schädel, das ist, wo sind Sie in der Bohrung. </li><li> Entfernen Sie die Führungskanüle und sterilisieren Sie Ihre Bohrer. Vorsichtig bohren ein Loch in der Bleistiftstrich bis Sie durch die Breite des Schädels erhalten. Prüfen Sie mit dem Guide Kanüle zu sehen, ob es das Loch, ohne die Wände zu berühren klar würde. Keep Bohren und Kontrolle, bis die Kanüle in einen geraden Weg freigeben können. Nachdem das Loch ist gemacht, mit einem sterilen Nadel vorsichtig punch den Hirnhäuten, um ungehinderten Einführen der Kanüle zu ermöglichen. </li><li> Anschließend mit einem Handbohrer, um sechs Löcher für Schrauben Schädel: zwei vordere, um die Kanüle Loch, zwei seitlichen, die Kanüle Loch, und zwei hinter den Seiten. Sterilisieren sechs Schrauben und legen Sie sie auf den Schädel, bis sie dicht am verankert sind. </li><li> Reinigen Sie die Führungskanüle mit Ethanol und Kochsalzlösung, mount, und so langsam auf die richtige ventral zu koordinieren. Stellen Sie sicher, dass die Seiten sich nicht berühren und dass es sich perfekt in vertikaler gehen. </li><li> Legen Sie die Ankerschraube medial und hinter der hinteren Schädel Schrauben und halten Sie ihn mit einer Pinzette. Mix eine dünne Partie von flüssigen Zahnzement und decken die Führungskanüle, Schrauben, und der Rest des Schädels mit einem sterilen Spatel. Machen Sie eine andere Charge, dicker dieser Zeit, und bedecken die Fläche und die Kanüle und Ankerschraube genug, um es zu sichern. </li><li> Als der Zement wird dicker und bevor es erstarrt, trennen Sie die Haut von der Cement Cup-und Formenbau der Zement-Tasse mit dem Spatel um sicherzustellen, dass der Zement-cap is all around glatt und nicht die Haut reizen später. </li><li> Lassen Sie den Zahnzement vollständig, bevor Sie das Tier aus dem Gerät trocken. Entfernen Sie die Hämostatika. Apply-Bacitracin den ganzen Weg um den Zement Kappe. </li><li> Sobald das Tier aus dem stereotaktischen Instrument, spritzen sie mit 0,25 ml Penicillin IM (intramuskulär) von 1 ml Kochsalzlösung SC (subkutan) gefolgt. </li><li> Legen Sie das Tier in seinem eigenen Käfig und zu überwachen, bis es bewusst vor der Rückgabe an ihren Platz zum erholen wird. </li><li> Monitor Tiere, bis sie aus der Narkose auf den Tag der Operation und die tägliche post-op zu erholen, bis zum Ende des Experiments, auf Anzeichen einer Infektion und Bewertung von Schmerz / Leiden. Dies schließt an Wochenenden und Feiertagen. Low spontane Bewegung, Stress Vokalisation bei der Handhabung, gekrümmte Haltung, Durchfall, Schwellungen und Entladung in den Bereich der Headmount, und der Mangel an Ernährung / Trinken sind alle Anzeichen von Schmerzen und Leiden. Buprenorphin (0.1-0.5mg/kg SC) wird zweimal täglich verabreicht, und dann, auf einer as-needed Basis, wenn das Tier scheint in Schmerzen. Lokale Behandlung mit Antibiotika (Bacitracin Salbe) und systemischer Antibiotika-Behandlung (Penicillin 100.000 IU / kg IM alle 12 Stunden für die ersten 48 Stunden post-op) verabreicht werden, wenn die postoperative Infektionen auftreten. Wenn eines dieser Symptome nach der Einnahme von Buprenorphin, zusätzliche Flüssigkeit und Antibiotika-Behandlung innerhalb von 12 Stunden nach der Operation bestehen bleiben, ist das Tier eingeschläfert. </li></ol>

<ol>
	<li>Bungay, P. M., Newton-Vinson, P., Isele, W., Garris, P. A., Justice, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microdialysis+of+dopamine+interpreted+with+quantitative+model+incorporating+probe+implantation+trauma.">Microdialysis of dopamine interpreted with quantitative model incorporating probe implantation trauma.</a> J. Neurochem. 86, 932-946 (2003).</li><li>Chen, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+tissue+trauma+on+the+characteristics+of+microdialysis+zero-net-flux+method+sampling+neurotransmitters.">Effects of tissue trauma on the characteristics of microdialysis zero-net-flux method sampling neurotransmitters.</a> Journal of Theor. Biology. 238, 863-881 (2006).</li><li>Geiger, B. M., Behr, G. G., Frank, L., Caldera-Siu, A. D., Beinfeld, M. C., Kokkotou, E. G., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+defective+mesolimbic+dopamine+exocytosis+in+obesity-prone+rats.">Evidence for defective mesolimbic dopamine exocytosis in obesity-prone rats.</a> FASEB Journal. 8, 2740-2746 (2008).</li><li>Pothos, E. N., Creese, I., Hoebel, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restricted+eating+with+weight+loss+selectively+decreases+extracellular+dopamine+in+the+nucleus+accumbens+and+alters+dopamine+response+to+amphetamine,+morphine+and+food+intake.">Restricted eating with weight loss selectively decreases extracellular dopamine in the nucleus accumbens and alters dopamine response to amphetamine, morphine and food intake.</a> The Journal of Neuroscience. 15, 6640-6650 (1995).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

In-vivo-Mikrodialyse ist das Werkzeug der Wahl für die Messung mehrerer Neurotransmitter und Metaboliten in verschiedenen Gehirn Standorten eines lebenden Tieres. Allerdings ist es nur überwacht die extrazelluläre Konzentration von Neurotransmittern und es bietet nicht die zeitliche Auflösung zu Exozytose von Neurotransmittern in Echtzeit zu überwachen. Durch eine Version der Technik namens &quot;net-flux&quot;, kann die tatsächliche Neurotransmitter-Konzentration an einem bestimmten Ort berechnet werden, was wiederum genaue Messungen...

Die Materialien werden in das Protokoll Dokument beschriebenen

survivable stereotaxic surgery in rodents 

Die Fähigkeit, extrazelluläre basale Konzentrationen von Neurotransmittern im Gehirn der Tiere wach Maßnahme kann für die Bestimmung der Auswirkungen von unterschiedlichen systemischen Herausforderungen (pharmakologische oder physiologische) an das ZNS. Zum Beispiel kann man direkt zu messen, wie das Tier Mittelhirn Dopamin Projektionen zu Dopamin-freisetzenden Drogen wie d-Amphetamin oder natürliche Reize wie Nahrung reagieren. In diesem Video zeigen wir Ihnen, wie Sie führen Kanülen auf bestimmte Websites im Gehirn der Ratte Implantat, das Einsetzen und Implantat eine Mikrodialysesonde und wie Hochleistungs-Flüssigchromatographie mit elektrochemischer Detektion (HPLC-EC) gekoppelt zu verwenden, um die extrazelluläre Konzentration von Maßnahmen oxidierbare Neurotransmitter und Metaboliten. Lokale genaue Einführung von Medikamenten durch die Mikrodialysesonde ermöglicht raffinierte Arbeiten auf der Baustelle Spezifität in einer Verbindung s Wirkmechanismus. Diese Technik hat hervorragende anatomische und chemische Auflösung, aber nur bescheidene zeitliche Auflösung als Mikrodialyseproben sind in der Regel alle 20-30 Minuten verarbeitet werden, um nachweisbar Neurotransmitter Ebenen zu gewährleisten. Ergänzende ex vivo-Tools (dh, in Scheiben schneiden und Zellkultur Elektrophysiologie) kann mit der Überwachung in Echtzeit Neurotransmission zu unterstützen.

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Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents

Die Überwachung der extrazellulären Neurotransmitter Ebenen in verschiedenen Hirnregionen der frei beweglichen Tieren bietet Einblicke über den Zusammenhang zwischen Neurotransmittern und Verhalten. In-vivo-Mikrodialyse mit elektrochemischer Detektion gekoppelt bietet eine hervorragende anatomische und chemische Auflösung, und Informationen darüber, wie basale Neurotransmission wird durch pharmakologische oder physiologische Manipulationen verändert.

Survivable stereotaktischen Chirurgie in Nagetiere

The ability to measure extracellular basal levels of neurotransmitters in the brain of awake animals allows for the determination of effects of different ...

survivable-stereotaxic-surgery-in-rodents

Research

JoVE Journal

Biology

Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents 

68.3K Aufrufe.  Tufts University. Die Überwachung der extrazellulären Neurotransmitter Ebenen in verschiedenen Hirnregionen der frei beweglichen Tieren bietet Einblicke über den Zusammenhang zwischen Neurotransmittern und Verhalten. In-vivo-Mikrodialyse mit elektrochemischer Detektion gekoppelt bietet eine hervorragende anatomische und chemische Auflösung, und Informationen darüber, wie basale Neurotransmission wird durch pharmakologische oder physiologische Manipulationen verändert.

Serie: Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents

A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an extremely useful method, because it allows the study of the live intact brain. With appropriate preparations, this technique allows the observation of the same cortical area chronically, from minutes to months. In this video, we show a preparation for chronic in vivo imaging of the brain using two-photon microscopy. This technique was initially pioneered by Dr. Karel Svoboda, who is now a Howard Hughes Medical Institute Investigator at Janelia Farm. Preparations like the one shown here can be used for imaging of neocortical structure (e.g., dendritic and axonal dynamics),  to record neuronal activity using calcium-sensitive dyes, to image cortical blood flow dynamics, or for intrinsic optical imaging studies. Deep imaging of the neocortex is possible with optimal cranial window surgeries. Operating under the most sterile conditions possible to avoid infections, together with using extreme care to do not damage the dura mater during the surgery, will result in successful and long-lasting glass-covered cranial windows.


This video and protocol demonstrate how to implant a glass-covered cranial window in rodents. These preparations can be used for chronic in vivo two-photon imaging of the neocortex over time scales of months. It may also be used for other types of imaging, including optical intrinsic signal imaging.

Ein Kraniotomie Chirurgie Verfahren für chronische Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an ...

Forschung

Biologie

Dissecting the Non-human Primate Brain in Stereotaxic Space

The use of non-human primates provides an excellent translational model for our understanding of developmental and aging processes in humans1-6. In addition, the use of non-human primates has recently afforded the opportunity to naturally model complex psychiatric disorders such as alcohol abuse7. Here we describe a technique for blocking the brain in the coronal plane of the vervet monkey (Chlorocebus aethiops sabeus) in the intact skull in stereotaxic space. The method described here provides a standard plane of section between blocks and subjects and minimizes partial sections between blocks. Sectioning a block of tissue in the coronal plane also facilitates the delineation of an area of interest. This method provides manageable sized blocks since a single hemisphere of the vervet monkey yields more than 1200 sections when slicing at 50&mu;m. Furthermore by blocking the brain into 1cm blocks, it facilitates penetration of sucrose for cyroprotection and allows the block to be sliced on a standard cryostat.

The non-human primate is an important translational species for our understanding of the normal processing of the brain. The anatomical organization of the primate brain can provide important insights into normal and pathological conditions in humans.

Grundlagen zur nicht-menschlichen Primaten Brain in stereotaktischen Raum

The use of non-human primates provides an excellent translational model for our understanding of developmental and aging processes in humans1-6. In ...

Establishing Primary Adult Fibroblast Cultures From Rodents

The importance of using primary cells, rather than cancer cell lines, for biological studies is becoming widely recognized. Primary cells are preferred in studies of cell cycle control, apoptosis, and DNA repair, as cancer cells carry mutations in genes involved in these processes. Primary cells cannot be cultured indefinitely due to the onset of replicative senescence or aneuploidization. Hence, new cultures need to be established regularly. The procedure for isolation of rodent embryonic fibroblasts is well established, but isolating adult fibroblast cultures often presents a challenge. Adult rodent fibroblasts isolated from mouse models of human disease may be a preferred control when comparing them to fibroblasts from human patients. Furthermore, adult fibroblasts are the only available material when working with wild rodents where pregnant females cannot be easily obtained. Here we provide a protocol for isolation and culture of adult fibroblasts from rodent skin and lungs. We used this procedure successfully to isolate fibroblasts from over twenty rodent species from laboratory mice and rats to wild rodents such as beaver, porcupine, and squirrel.

This article describes a protocol for isolation and maintenance of primary fibroblast cultures from skin and lung tissue of wild rodents.

Gründung Primary Adult Fibroblastenkulturen von Nagetieren

The importance of using primary cells, rather than cancer cell lines, for biological studies is becoming widely recognized.  Primary cells are preferred ...

Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon

For both scientific and animal welfare reasons, training in basic surgical concepts and techniques should be undertaken before ever seeking to perform surgery on a rodent. Students, post-doctoral scholars, and others interested in performing surgery on rodents as part of a research protocol may not have had formal surgical training as part of their required coursework. Surgery itself is a technical skill, and one that will improve with practice. The principles of aseptic technique, however, often remain unexplained or untaught. For most new surgeons, this vital information is presented in piecemeal fashion or learned on the job, neither of which is ideal. It may also make learning how to perform a particular surgery difficult, as the new surgeon is learning both a surgical technique and the principles of asepsis at the same time. This article summarizes and makes recommendations for basic surgical skills and techniques necessary for successful rodent surgery. This article is designed to supplement hands-on training by the user's institution.

Before attempting surgery, a new surgeon should have training in basic surgical techniques and concepts. This article will present basic surgical considerations with an emphasis on rodents.

Principles of Surgery Nager für die New Surgeon

For both scientific and animal welfare reasons, training in basic surgical concepts and techniques should be undertaken before ever seeking to perform ...

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. Rodents are employed by many studies to research the physiology/pathology of erectile function. Erectile function in rodents can be evaluated by measuring the intracavernosal pressure (ICP). In practice, ICP can be monitored following electrical stimulation of the cavernous nerves (CNs). The arterial pressure of the carotid artery (the mean arterial pressure) is used as the reference for ICP. Using ICP recording protocols, many key parameters of erectile function can be measured from the ICP response curve. The ICP measurement provides more information than the apomorphine-induced penile erection test, and is cheaper than telemetric monitoring of the corpus spongiosum penis, making this method the most popular one to evaluate erectile function. However, compared to the easily-performed APO-induced erectile function test, successful ICP recordings require attention to detail, practice, and adherence to the operation method. In this work, an introduction to ICP recording in rats is provided to complement the procedure efficiently.

Intracavernosal pressure recording (ICP) is an important method to evaluate the erectile function of experimental animals. Here, a detailed protocol is demonstrated for the recording procedure of ICP by catheterizing the crura penis and then electrically stimulating the cavernous nerves in rats.

Intracavernosal Druck Aufnahme, erektile Funktion bei Nagetieren zu bewerten

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and disease. EIM is obtained by applying a low-intensity, directionally focused, electrical current to a muscle of interest across a range of frequencies (i.e., from 1 kHz to 10 MHz) and recording the resulting voltages. From these, several standard impedance components, including the reactance, resistance, and phase, are obtained. When performing ex vivo measurements on excised muscle, the inherent passive electrical properties of the tissue, namely the conductivity and relative permittivity, can also be calculated. EIM has been used extensively in animals and humans to diagnose and track muscle alterations in a variety of diseases, in relation to simple disuse atrophy, or as a measure of therapeutic intervention. Clinically, EIM offers the potential to track disease progression over time and to assess the impact of therapeutic interventions, thus offering the opportunity to shorten the clinical trial duration and reduce sample size requirements. Because it can be performed noninvasively or minimally invasively in living animal models as well as humans, EIM offers the potential to serve as a novel translational tool enabling both preclinical and clinical development. This article provides step-by-step instructions on how to perform in vivo and ex vivo EIM measurements in mice and rats, including approaches to adapt the techniques to specific conditions, such as for use in pups or obese animals.

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

This article details how to perform in vivo (using surface and needle electrode arrays) and ex vivo (using a dielectric cell) electrical impedance myography on the rodent gastrocnemius muscle. It will demonstrate the technique in both mice and rats and detail the modifications available, (i.e., obese animals, pups).

Durchführung der In-vivo- und Ex-vivo-Impedanz-Myographie bei Nagetieren

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and ...

Quantifizierung der Fettinfiltration der Skelettmuskulatur durch Dezellularisierung

Decellularization-Based Quantification of Skeletal Muscle Fatty Infiltration

Fatty infiltration is the accumulation of adipocytes between myofibers in skeletal muscle and is a prominent feature of many myopathies, metabolic disorders, and dystrophies. Clinically in human populations, fatty infiltration is assessed using noninvasive methods, including computed tomography (CT), magnetic resonance imaging (MRI), and ultrasound (US). Although some studies have used CT or MRI to quantify fatty infiltration in mouse muscle, costs and insufficient spatial resolution remain challenging. Other small animal methods utilize histology to visualize individual adipocytes; however, this methodology suffers from sampling bias in heterogeneous pathology. This protocol describes the methodology to qualitatively view and quantitatively measure fatty infiltration comprehensively throughout intact mouse muscle and at the level of individual adipocytes using decellularization. The protocol is not limited to specific muscles or specific species and can be extended to human biopsy. Additionally, gross qualitative and quantitative assessments can be made with standard laboratory equipment for little cost, making this procedure more accessible across research laboratories.

Autor im Rampenlicht: Dezellularisierungsbasierte Quantifizierung der Fettinfiltration der Skelettmuskulatur  

The present study describes decellularization-based methodologies for visualizing and quantifying intramuscular adipose tissue (IMAT) deposition through intact muscle volume, as well as quantifying metrics of individual adipocytes that comprise IMAT.

Dezellularisierungsbasierte Quantifizierung der Fettinfiltration der Skelettmuskulatur

Fatty infiltration is the accumulation of adipocytes between myofibers in skeletal muscle and is a prominent feature of many myopathies, metabolic ...

Aufzucht keimfreier Nasonia-Wespen

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

Autor im Rampenlicht: Optimierung der Aufzucht von keimfreien Wespen  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

Optimierung der Aufzucht keimfreier Wespen

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...