Die Autoren danken Dr. Peter Gerrits für die Zeichnungen in dem Video verwendet.

Hinweis: Antiseptische Techniken sollten während des gesamten Verfahrens eingesetzt werden. Alle Instrumente und Materialien (Baumwolle-bestückte Tupfer, Gaze, etc.), die während der Operation eingesetzt werden, sollten durch Autoklavieren sterilisiert werden. Ein OP-Maske, Haar-Motorhaube und sterile Handschuhe getragen werden. Der Arbeitsbereich und der stereotaktischen Gerät gründlich gereinigt werden, und desinfiziert mit einer 70% igen Ethanol-Lösung. 1. Pre-chirurgische Eingriffe <ol><li> Richten Sie den stereotaktischen Apparat und alle benötigten Materialien. Pre-warm die Heizkissen. </li><li> Legen Sie die Kanüle in seine Unterstützung und prüfen, ob sie gerade ist. </li><li> Schalten Sie das Gasnetz - Mischung aus Luft und Sauerstoff (30-35% des gesamten Flow sollte Sauerstoff). </li><li> Wiegen Sie die Ratte und die Verwaltung der Betäubung. Wir verwenden eine Mischung aus Ketamin (37,5 mg / kg) und Dexmedetomidin (0,25 mg / kg) subkutan injiziert. Für verschiedene Narkose-Protokollen finden Sie Flecknell 4 und Hellebrekers et al. 7. </li><li> Nachdem die Ratte das Bewusstsein verloren, rasieren Kopfbereich geht aus den Ohren, nur zwischen den Augen mit einem elektrischen Rasierapparat. </li><li> Legen Sie die Ratte auf dem Heizkissen, mit der Nase vor der Luftschlauch. Verwenden Sie ein Pulsoximeter, um sicherzustellen, dass die Ratte eine angemessene Blutoxygenierung Ebene (sollte nicht fallen &lt;90%) hat. Bitte folgen Sie den Anweisungen des Herstellers für die richtige Nutzung der Geräte. </li><li> Übernehmen Augencreme (Duratears Z, Alcon) auf beiden Hornhäute zur Austrocknung zu vermeiden. </li><li> Überprüfen Sie die Ratte die Reflexe (tail Reflex oder Zehen-Pinch-Reflex, als in Walantus et al. 8 gezeigt), um sicherzustellen, dass es ausreichend betäubt ist. Wenn die Ratte weiterhin starke Reflexe zeigen, könnte Supplementierung der Narkose erforderlich sein. </li><li> Wenn keine Zehen-Pinch-Reflex wird gezeigt, Ort der Ratte in der stereotaktischen Apparat, passen Sie die Ohr-Bars, so dass es gleich zu lesen auf beiden Seiten zeigt, und legen wieder den Atemschlauch vor dem Tierdurch die Festsetzung es mit der Nase bar. Überprüfen Sie noch einmal, wenn die Ratte zeigt eine Blutoxygenierung von 90% oder höher. Wenn nicht, stellen Sie entweder den Schlauch, eine Annäherung an die Nase, oder erhöhen Sie die Zufuhr von Sauerstoff. Überwachen Sie die Blutoxygenierung Ebene und die Herzfrequenz während der Operation. </li><li> Kontinuierliche Überwachung der Ratte Temperatur mit einem Thermometer rektal (vorzugsweise auf einem Heizkissen angeschlossen) und notieren Sie die Werte am Anfang und am Ende der Operation. Passen Sie die Heizkissen oder eine Decke auf eine Körpertemperatur von 37,5 bis 38,5 ° C zu halten </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Spritzen Sie das Analgetikum. Wir sind mit einem einzigen peri-operative Verabreichung von Carprofen (4,0 bis 5,0 mg / kg subkutan). Für verschiedene Schmerzmittel Protokollen finden Hellebrekers et al. 7. </li><li> Reinigen Sie den rasierten Bereich der ter Haut von der Mitte zu den Haaren Umfang dreimal mit einem Desinfektionsmittel (zB Chlorhexidin 0,5%) und lokal zu injizieren eine Mischung von Lidocain (20 mg / ml) und Adrenalin (5 mg / ml) zur Lokalanästhesie und Vasokonstriktion (um zu verhindern starke Blutungen). </li><li> Machen Sie eine anterior-posteriore Inzision von etwa 2,5 cm auf der Mittellinie der Kopfhaut, und zwar von zwischen den Augen, bis die Rückseite der Ohren. Verwenden Sie 4-6 Bulldogklemmen abzukneifen der Haut und halten den Schnitt zu öffnen. Entfernen Sie alle Bindegewebe mit einem Spatel und / oder Wattestäbchen und reinigen Sie den Bereich um den Schädel Oberfläche freizulegen. </li><li> Prüfen Sie, ob der Kopf Ebene: Erstens finden Lambda und Ort der Führungskanüle genau über dieser Stelle berühren den Schädel. Notieren Sie sich die dorso-ventrale koordinieren. Als nächstes legen Sie die Führungskanüle genau über Bregma, berührt den Schädel, und notieren Sie die dorso-ventrale koordinieren. Diese beiden Koordinaten sollten identisch sein. Ist die Differenz&gt; 0,3 mm, passen Sie die Nase bar zu korrigieren. </li><li> Make zwei kleine Löcher für die Befestigung des Schädels Schrauben mit einem sterilisierten Handbohrmaschine (eine ca. 5 mm anterior der Kanüle Lage in einer der Hemisphären und die anderen 5 mm hinter der Kanüle Lage in der kontralateralen Hemisphäre). Legen Sie zwei sterile Schrauben in die Löcher, bis sie fest verankert sind, ohne vollständig in den Schädel eingesetzt. </li><li> Mit der Führung Kanüle gelegt genau an Bregma, notieren Sie die anterior-posterioren und lateralen Koordinaten. Die korrekte Lage der Führungskanüle Platzierung für jede Region des Gehirns können durch Addieren oder Subtrahieren von Bregma, mit Hilfe eines stereotaktischen Atlas 9-11 berechnet werden. </li><li> Positionieren Sie den Führungskanüle in die richtige Position, leicht berühren den Schädel. Notieren Sie sich die dorso-ventrale koordinieren. Für bilaterale Kanüle Platzierung neben der Kanüle Lage in die andere Hemisphäre zu finden, und erneut ein Rekordergebnis der dorso-ventralen koordinieren. Beide Koordinaten sollten identisch sein (oder unterscheiden &lt;0,3 mm). </li><li>Markieren Sie die Kanüle Standorten auf den Schädel mit einem sterilen Stift und mit der Hand Bohrer, machen die Bohrlöcher, die Überprüfung der Größe und der richtigen Stelle mit Hilfe des Leitfadens Kanüle. Sobald die Löcher sind, verwenden Sie eine sterile Nadel vorsichtig punch den Hirnhäuten zum ungehinderten Einführen der Kanüle zu ermöglichen. </li><li> Legen Sie die Kanüle in das erste Loch und senken Sie es sorgfältig, bis sie die endgültige ventralen koordinieren erreicht. Bereiten Sie den Zahnzement und großzügig auftragen es um die Kanüle und einer oder beide Schrauben, um die Kanüle zu fixieren. Warten Sie, bis der Zement vollständig getrocknet ist. Danach entfernen Sie vorsichtig die Kanüle zu unterstützen, indem Sie die dorso-ventrale bar nach oben. </li><li> Legen Sie die zweite Kanüle in die Unterstützung und gehen Sie auf die Kanüle Lage in die andere Hemisphäre. Legen Sie die Kanüle in das Loch, und wiederholen Sie den vorherigen Schritt. Bedecken Sie die Schrauben und eine große Oberfläche der Kanülen mit dem Zement und bevor der Zement trocken ist, entfernen Sie alle Überschüsse aus der Haut. </li><li> Inject warm (~ 37 ° C) steriler Kochsalzlösung (~ 10 ml / kg, sc) zu Rehydrierung zu gewährleisten. </li><li> Nach der Zement vollständig getrocknet ist, entfernen Sie die Kanüle zu unterstützen und legen Sie eine sterile Nadel in jede Kanüle zur Obstruktion zu verhindern. </li><li> Reinigen Sie die Wunde mit einer sterilen Kochsalzlösung und Naht der Vorder-und Rückseite der Wunde. </li><li> Entfernen Sie das Tier aus der stereotaktischen Apparat, anstelle der Gasschlauch vor seiner Nase. Fahren Sie mit dem Sauerstoffsättigung und Körpertemperatur überwachen. </li><li> Wenn eine injizierbare Betäubungsmittel mit Dexmedetomidin verwendet wird, injizieren ihre Antagonisten Atipamezol (0,25 mg / kg, sc) und warten, bis das Tier erwacht (ca. 5 Minuten). </li><li> Legen Sie die Ratte in eine Erholung Käfig. Zur Vermeidung von Unterkühlung, platzieren Sie den Käfig in einem Brutschrank bei 28 ° C oder auf einem Heizkissen in einem Ort, wo man das Tier für mindestens eine Stunde beobachten können, vor der Rückgabe an das Vivarium Raum. </li></ol> 3. Post-OP-Pflege <ol><li> Während<html> die ersten 4 Tage nach der Operation, überwachen die Ratte Genesung, indem sie täglich Aufzeichnungen über Gewicht und andere Beobachtungen über den Zustand des Tieres im Labor Logbüchern oder &quot;Tierschutz Tagebücher&quot;. </li><li> Tiere, die deutliche Zeichen für eine Krankheit, Infektion der Wunde, Verlust von Körpergewicht oder andere Anzeichen verminderter Wohlbefinden zu unterziehen besondere Sorgfalt zeigen: z. B. eine zusätzliche Dosis von Schmerzmitteln zu post-operativen Schmerzen, eine Mischung aus Pulver Nahrung und Wasser zu minimieren Zusätzlich zu den Standard chow zur Förderung der Ratte den Appetit, und / oder eine subkutane Injektion von Kochsalzlösung auf Rehydrierung zu unterstützen. </li><li> Wenn die Ratte zeigt keine Verbesserung nach diesen Eingriffen, oder der Verlust von Körpergewicht&gt; 15% (im Vergleich zu vor der Operation das Gewicht), das Opfer das Tier mit einer Überdosis des Narkosemittels (humane Endpunkt). </li><li> Ratten müssen in der Regel für mindestens 7 Tage vor Beginn der Verhaltensexperimente erholen. </li></ol> 4. Repräsentative Ergebnisse jove_content &quot;&gt; Um festzustellen, ob die verschiedenen Änderungen an unseren chirurgischen Eingriff, insbesondere im Hinblick auf zusätzlichen Sauerstoff und die kontinuierliche Überwachung von Blutoxygenierung Ebenen, Herzfrequenz und Körpertemperatur, das Tier das Überleben erweitert und verbessert den allgemeinen Zustand nach der Operation, verglichen wir die Nicht-Überlebensrate von 20 Kohorten von Tieren (bestehend aus 20 Ratten pro Stück), dass eine Operation unterzogen, nachdem wir diese Änderungen umgesetzt mit dem Nicht-Überlebensrate von 24 Kohorten (20 Ratten pro Stück) mit dem Standard-Protokoll betrieben. Wie in Abbildung 1a , die Nicht-Überlebensrate war signifikant in der Stichprobe der Kohorten, die mit dem modifizierten Protokoll (P &lt;0,05; Mann-Whitney-U-Test, zwei tailed) betrieben wurde reduziert. Außerdem ist, wie in Abbildung 1b, post-chirurgische Gewichtsverlust gezeigt von Ratten mit dem modifizierten Protokoll betrieben wurde ebenfalls signifikant reduziert, um die von Ratten, die mit dem Standardverfahren (post-operativen Tag 1 betrieben Vergleich: P &lt;0,05; postoperativen Tag 2: p &lt;0,01; postoperativen Tag 3: P = 0,17; Student t-Tests). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3528/3528fig1.jpg" /> Abbildung 1. Effect von chirurgischen Modifikationen auf Nicht-Überlebensrate und postoperativen Gewichtsabnahme. (A.) Non-Überlebensrate von Ratten, die mit dem modifizierten Protokoll betrieben werden, dass von Ratten mit dem Standard-Protokoll betrieben verglichen. Die Nicht-Überlebensrate (Median ± Interquartilbereichs) wurde als Prozentsatz der Ratten berechnet, pro Gruppe von 20 Ratten, die nicht überlebt haben Chirurgie. * P &lt;0,05, Mann-Whitney-U-Test wurden zwei tailed (n = 20 Kohorten für die modifizierten Protokoll und 24 Kohorten für das Standard-Protokoll). (B.) Gewichtsverlust (Mittelwert ± SEM in Prozent des vor der Operation Gewicht) während der ersten (POD1), zweiten (POD2) und dritten (POD3) postoperativen Tag. * P &lt;0,05, ** P &lt;0,01, Student t-Test (n = 60 pro Gruppe).

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	<li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Principles of Humane Experimental Technique. , (1959).</li><li>Richardson, C. A., Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia+and+post-operative+analgesia+following+experimental+surgery+in+laboratory+rodents:+are+we+making+progress?.">Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress?.</a> Altern. Lab Anim. 33, 119-127 (2005).</li><li>Stokes, E. L., Flecknell, P. A., Richardson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reported+analgesic+and+anaesthetic+administration+to+rodents+undergoing+experimental+surgical+procedures.">Reported analgesic and anaesthetic administration to rodents undergoing experimental surgical procedures.</a> Lab Anim. 43, 149-154 (2009).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory Animal Anaesthesia - A Practical Introduction for Research Workers and Technicians. , (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DIRECTIVE+2010/63/EU+OF+THE+EUROPEAN+PARLIAMENT+AND+OF+THE+COUNCIL+of+22+September+2010+on+the+protection+of+animals+used+for+scientific+purposes.">DIRECTIVE 2010/63/EU OF THE EUROPEAN PARLIAMENT AND OF THE COUNCIL of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes.</a> Official Journal of the European Union. , (2010).</li><li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents.">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880-e880 (2008).</li><li>Hellebrekers, L. J., Booij, L. H. D. J., Flecknell, P. A., Van Zutphen, L. F. M., Baumans, V., Beynen, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia,+analgesia+and+euthanasia.">Anaesthesia, analgesia and euthanasia.</a> Principles of Laboratory Animal Science. , 277-311 (2001).</li><li>Walantus, W., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E16+rat+embryos.">In utero intraventricular injection and electroporation of E16 rat embryos.</a> J. Vis. Exp. (6), e236-e236 (2007).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1986).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).</li><li>Swanson, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Brain Maps: Structure of the Rat Brain. , (1992).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Der Hauptzweck dieses Video-Präsentation ist es, Verhaltens-Neurowissenschaftler mit den Grundprinzipien der stereotaktischen Chirurgie vertraut zu machen. Forscher, die bereits gute Ergebnisse erzielen stereotaktischen Operation könnte auch aus diesem Video profitieren und betrachten einige der verfahrenstechnischen Verbesserungen für den Einsatz im eigenen Labor. Eine ständig wachsende Wissen über die Optimierung von chirurgischen Techniken 1-3, die Entwicklung neuer Anästhetika und Analgetika für de...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td></tr><tr><td> Alcohol 70% </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Antisedan (Atipamezol) </td><td> Orion </td></tr><tr><td> Atropinsulfat 0,5 </td><td> Pharmachemie BV </td></tr><tr><td> Bulldog hämostatische Klemme </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Kanülen </td><td> Component Supply Co. </td></tr><tr><td> Chlorhexidin 0,5% </td><td> AppepPharma </td></tr><tr><td> Reinigungspulver </td><td> Alconox </td></tr><tr><td> Cotton-Sticks </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> Dexdomitor (Dexmedetomidin) </td><td> Orion </td></tr><tr><td> Drill </td><td> Dremel 8000 </td></tr><tr><td> Duratears Z </td><td> Alcon </td></tr><tr><td> Durogrip Naaldvoerder unterhalten 130mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Durotip fijne schaar ret.sp / st 110 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Gaze </td><td> Medicomp (5x5) </td></tr><tr><td> Heizkissen </td><td> Harvard Apparatus </td></tr><tr><td> Insect Pins (Stilette) </td><td> Entosphinx (Tschechische Republik) </td></tr><tr><td> Ketamin 10% (Ketamin) </td><td> Alfasan </td></tr><tr><td> Micro-Halsted gerader Spitze </td><td> Aesculap-vet </td></tr><tr><td> Molinea </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> NaCl 0,9% </td><td> Baxter </td></tr><tr><td> Nadeln (25G) </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Oximeter </td><td> Edan Instruments, Inc. </td></tr><tr><td> Pentobarbital </td><td> Pharmazie der UMCG </td></tr><tr><td> Rimadyl </td><td> Pfizer </td></tr><tr><td> Skalpell Nr. 23 </td><td> Swann Morton </td></tr><tr><td> Scalpelholder NR. 4 133 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Schraubendreher </td><td> konventionelle Hardware Store </td></tr><tr><td> Simplex Rapid (Zahnzement) </td><td> Kemdent </td></tr><tr><td> Schädel Schrauben </td><td> Component Supply Co. </td></tr><tr><td> Spachtel </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Spongestan spezielle </td><td> Johnson &amp; Johnson </td></tr><tr><td> Stereotacts </td><td> Kopf Instruments </td></tr><tr><td> Chirurgische Pinzette 100mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Nahtmaterial Safil 5 / 0 </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Spritze 10 ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Spritze 1ml </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Spritze 5ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Xylocain (Lidocain / Adrenalin) </td><td> Astra Zeneca </td></tr></tbody></table>

rodent stereotaxic surgery and animal welfare outcome improvements for behavioral neuroscience

Stereotaktischen Operation zur Implantation von Kanülen in bestimmten Hirnregionen seit vielen Jahrzehnten eine sehr erfolgreiche experimentelle Technik, um die Auswirkungen von lokal manipuliert Neurotransmitter und Signalwege in wach, sich verhaltenden Tier zu untersuchen. Darüber hinaus hat die stereotaktische Implantation von Elektroden für elektrophysiologische Stimulation und Ableitung Studien maßgeblich zu unserem heutigen Verständnis der Neuroplastizität und Gehirn Netzwerke im sich verhaltenden Tier. Bei immer mehr Wissen über die Optimierung von chirurgischen Techniken in Nagetieren 1-4, das öffentliche Bewusstsein in Bezug auf Fragen des Tierschutzes und der strengen Gesetzgebung (zB die 2010 EU-Richtlinie über die Verwendung von Versuchstieren 5) hat uns veranlasst, diesen chirurgischen Eingriffen zu suchen, insbesondere im Hinblick um die Umsetzung neuer Verfahren für die Sauerstoff-Supplementierung und die kontinuierliche Überwachung von Blut mit Sauerstoff und Herzfrequenz-Niveaus während der Operation sowieEinführung eines standardisierten Protokolls zur postoperativen Pflege. Unsere Beobachtungen zeigen, dass diese Änderungen in einer erhöhten Überlebensrate und eine Verbesserung der allgemeinen Zustand der Tiere nach der Operation (z. B. weniger Gewichtsverlust und eine aktivere Tier) geführt. Dieses Video-Präsentation zeigt die allgemeinen Verfahren in dieser Art von stereotaktischen Operation mit besonderem Augenmerk auf unsere verschiedenen Modifikationen beteiligt. Wir illustrieren diese chirurgischen Verfahren bei Ratten, aber es ist auch möglich, diese Art der Chirurgie in Mäusen oder anderen kleinen Labortieren durchgeführt durch die Verwendung spezieller Adapter für die stereotaktische Vorrichtung 6.

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Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Stereotaktischen Operation an Nagern ermöglicht eine gezielte Verabreichung von Medikamenten oder Elektrostimulation und Aufnahmen an wachen, sich verhaltenden Tier. In diesem Video-Präsentation werden wir den letzten prozedurale Verfeinerungen dieser langjährigen Verfahren, die erfolgreich eine verbesserte Überlebensrate und weniger postoperative Gewichtsverlust zu demonstrieren.

Rodent stereotaktischen Chirurgie und Tierschutz Outcome Verbesserungen für Behavioral Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

rodent-stereotaxic-surgery-animal-welfare-outcome-improvements-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

38.9K Aufrufe.  University of Groningen. Stereotaktischen Operation an Nagern ermöglicht eine gezielte Verabreichung von Medikamenten oder Elektrostimulation und Aufnahmen an wachen, sich verhaltenden Tier. In diesem Video-Präsentation werden wir den letzten prozedurale Verfeinerungen dieser langjährigen Verfahren, die erfolgreich eine verbesserte Überlebensrate und weniger postoperative Gewichtsverlust zu demonstrieren.

Serie: Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution in assessing therapeutic efficacy. Between the two major classifications of administration, local vs. systemic, systemic delivery approaches are often preferred due to ease of administration. However, systemic delivery may result in suboptimal drug concentration being achieved in the CNS, and lead to erroneous conclusions regarding agent efficacy. Local drug delivery methods are more invasive, but may be necessary to achieve therapeutic CNS drug levels. Here, we demonstrate proper technique for three routes of systemic drug delivery: intravenous injection, intraperitoneal injection, and oral gavage. In addition, we show a method for local delivery to the brain: convection-enhanced delivery (CED). The use of fluorescently-labeled compounds is included for in vivo imaging and verification of proper drug administration. The methods are presented using murine models, but can easily be adapted for use in rats.

Thorough preclinical testing of drugs that act in the central nervous system often involves assessing and comparing drug biodistribution in association with specific routes of administration. Here, three commonly used methods of systemic delivery (intravenous, intraperitoneal, and oral) as well as a method for local delivery (convection-enhanced delivery) are demonstrated in mice.

Systemischen und lokalen Drug Delivery zur Behandlung von Erkrankungen des Zentralen Nervensystems in Nagermodellen

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution ...

Forschung

Neurowissenschaften

Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small pieces of tissue, larger specimens like the intact brain pose a problem for immersion fixation because the fixative does not reach all regions of the tissue at the same rate 5,7. Often, changes in response to hypoxia begin before the tissue can be preserved 12. The advantage of directly perfusing fixative through the circulatory system is that the chemical can quickly reach every corner of the organism using the natural vascular network. In order to utilize the circulatory system most effectively, care must be taken to match physiological pressures 3. It is important to note that physiological pressures are dependent on the species used. Techniques for perfusion fixation vary depending on the tissue to be fixed and how the tissue will be processed following fixation. In this video, we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain for immunohistochemistry. The main advantage of this technique (vs. gravity-fed systems) is that the circulatory system is utilized most effectively.

Here we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain.

Ganze Tier Perfusionsfixierung für Nager

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small ...

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

Stereotaktischen Chirurgie für Exzitotoxische Läsion Spezifische Hirnareale in der erwachsenen Ratte

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

A Lightweight, Headphones-based System for Manipulating Auditory Feedback in Songbirds

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and sensorimotor plasticity1. Consistent sensory perturbations result in compensatory changes in motor output, reflecting changes in feedforward motor control that reduce the experienced feedback error. By quantifying how different sensory feedback errors affect human behavior, prior studies have explored how visual signals are used to recalibrate arm movements2,3 and auditory feedback is used to modify speech production4-7. The strength of this approach rests on the ability to mimic naturalistic errors in behavior, allowing the experimenter to observe how experienced errors in production are used to recalibrate motor output.
Songbirds provide an excellent animal model for investigating the neural basis of sensorimotor control and plasticity8,9. The songbird brain provides a well-defined circuit in which the areas necessary for song learning are spatially separated from those required for song production, and neural recording and lesion studies have made significant advances in understanding how different brain areas contribute to vocal behavior9-12. However, the lack of a naturalistic error-correction paradigm - in which a known acoustic parameter is perturbed by the experimenter and then corrected by the songbird - has made it difficult to understand the computations underlying vocal learning or how different elements of the neural circuit contribute to the correction of vocal errors13.
The technique described here gives the experimenter precise control over auditory feedback errors in singing birds, allowing the introduction of arbitrary sensory errors that can be used to drive vocal learning. Online sound-processing equipment is used to introduce a known perturbation to the acoustics of song, and a miniaturized headphones apparatus is used to replace a songbird's natural auditory feedback with the perturbed signal in real time. We have used this paradigm to perturb the fundamental frequency (pitch) of auditory feedback in adult songbirds, providing the first demonstration that adult birds maintain vocal performance using error correction14. The present protocol can be used to implement a wide range of sensory feedback perturbations (including but not limited to pitch shifts) to investigate the computational and neurophysiological basis of vocal learning.

We describe the design and assembly of miniaturized headphones suitable for replacing a songbird&#x2019;s natural auditory feedback with a manipulated acoustic signal. Online sound processing hardware is used to manipulate song output, introduce real-time errors in auditory feedback via the headphones, and drive vocal motor learning.

Ein Leichtes, Kopfhörer-basierte System zur Manipulation Auditory Feedback in Songbirds

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Stereotaktische Infusion von oligomeren Amyloid-beta in die Maus-Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

Nicht beschränkende EEG Radiotelemetrie: epidurale und Deep Intrazerebrale Stereotaktische EEG Elektrodenplatzierung

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

Stereotaktischen Chirurgie für Genmanipulation in Striatale Zellen des Neugeborenen Mäusegehirnen

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in regulating neuronal growth and development. However, the mechanisms underlying Drd1&#945; receptor abnormalities mediating behavioral responses and modulating working memory function are still unclear. Using a novel RNA in situ hybridization assay, the current study identified dopamine Drd1&#945; receptor and tyrosine hydroxylase (TH) RNA expression from DA-related circuitry in the nucleus accumbens (NAc) area and substantia nigra region (SNR), respectively. Drd1&#945; expression in the NAc shows a &#34;discrete dot&#34; staining pattern. Clear sex differences in Drd1&#945; expression were observed. In contrast, TH shows a &#34;clustered&#34; staining pattern. Regarding TH expression, female rats displayed a higher signal expression per cell relative to male animals. The methods presented here provide a novel in situ hybridization technique for investigating changes in dopamine system dysfunction during the progression of central nervous system diseases.

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

Identification of dopamine D1-alpha receptor in the nucleus accumbens is critical for clarifying D1 receptor dysfunction during a central nervous system disease. We performed a novel RNA in situ hybridization assay to visualize single RNA molecules in a specific brain area.

Identifizierung von Dopamin-D1-Alpha-Rezeptor im Nagetier Nucleus Accumbens durch eine Innovative RNA- In Situ -Detection-Technologie

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel telemetric electroencephalography system in combination with standard self-adhesive hydrogel electrodes. The piglets are calmed down without the use of sedatives. After their release into the pigpen, the piglets behave normally&#8212;they drink and sleep in the same cycle as their siblings. Their sleep phases are used for the EEG recordings.

Here, we present a protocol to record telemetric electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen without the use of a sedative, making it possible to record typical EEG patterns during non-REM sleep, like spindle bursts.

Nicht-invasive EEG-Ableitungen von frei beweglichen Ferkel

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...