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Resumen

The present protocol describes the usefulness of multiple fluorescence in situ hybridization (mFISH) and spectral karyotyping (SKY) in identifying inter-chromosomal stable aberrations in the bone marrow cells of mice after exposure to total body irradiation.

Resumen

Ionizing radiation (IR) induces numerous stable and unstable chromosomal aberrations. Unstable aberrations, where chromosome morphology is substantially compromised, can easily be identified by conventional chromosome staining techniques. However, detection of stable aberrations, which involve exchange or translocation of genetic materials without considerable modification in the chromosome morphology, requires sophisticated chromosome painting techniques that rely on in situ hybridization of fluorescently labeled DNA probes, a chromosome painting technique popularly known as fluorescence in situ hybridization (FISH). FISH probes can be specific for whole chromosome/s or precise sub-region on chromosome/s. The method not only allows visualization of stable aberrations, but it can also allow detection of the chromosome/s or specific DNA sequence/s involved in a particular aberration formation. A variety of chromosome painting techniques are available in cytogenetics; here two highly sensitive methods, multiple fluorescence in situ hybridization (mFISH) and spectral karyotyping (SKY), are discussed to identify inter-chromosomal stable aberrations that form in the bone marrow cells of mice after exposure to total body irradiation. Although both techniques rely on fluorescent labeled DNA probes, the method of detection and the process of image acquisition of the fluorescent signals are different. These two techniques have been used in various research areas, such as radiation biology, cancer cytogenetics, retrospective radiation biodosimetry, clinical cytogenetics, evolutionary cytogenetics, and comparative cytogenetics.

Introducción

The two most reliable methods of identifying radiation-induced inter-chromosomal stable aberrations are multiple fluorescence in situ hybridization (mFISH), which allows the painting of two or more chromosomes simultaneously, and spectral karyotyping (SKY), which imparts a distinct color to each homologous chromosome pair in the genome. Unlike unstable aberrations, stable aberrations are persistent in nature and may be propagated for several generations in irradiated populations1, and are regarded as critical molecular "signatures" of radiation-induced cytogenetic lesions2. Studies by various groups have shown that stable aberrations are associated with the pathogenesis and development of a number of diseases, including cancer3. Before the era of chromosome painting (also referred as molecular cytogenetics), the conventional G-banding technique was the only method for detecting stable chromosomal aberrations. However, chromosome banding is a challenge to cytogeneticists because the resolution is limited, reproducibility is uncertain, it is a labor-intensive procedure, and it requires highly skilled and experienced cytogeneticists for reliable data interpretation4. Moreover, the classic banding technique does not allow detection of complex chromosomal rearrangements, which involve the interaction of three or more breaks distributed among two or more chromosomes, a common outcome of radiation damage. Complex aberrations may persist in individuals many years after radiation exposure, making them useful for retrospective biodosimetry5. Therefore, an alternate approach was required to overcome the limitations of conventional banding techniques to detect stable chromosomal rearrangements.

In the late 1960s, the pioneering work of Gall and Pardue (1969) on molecular hybridization using nucleic acid probes labeled with radioactive material commenced a new era in the field of cytogenetics, which allowed detection of a specific DNA sequence on chromosomes6. However, the use of radioactive probes for molecular hybridization had several drawbacks: radioactive probes are relatively unstable, probe activity depends on radioactive decay of the isotope used, hybridization takes a longer time, the resolution is limited, the probes are relatively costly, and the radioactive materials are a health hazardous. Thus, it became necessary to develop and design non-radioactive probes. The introduction of fluorescent tagged nucleic acid probes in the 1980s and 1990s overcame the limitations of radioactive probes and greatly enhanced the safety, sensitivity, and specificity of the hybridization technique7-10. Fluorescent probes give rise to extremely bright signals when observed under fluorescence microscopes equipped with the appropriate excitation and emission filters. Any loss, gain, or rearrangement of fluorescent labeled chromosome/s or a part of the chromosome is easily identifiable with this FISH technique.

Analysis of chromosomal aberrations by FISH painting has led to marked progress in cytogenetic research over the years. Designing fluorescent labeled probes for specific applications ranging from locus-specific probes to whole-chromosome painting probes has advanced the field significantly; this has also facilitated the detection of submicroscopic ("cryptic") rearrangement, which was not possible by conventional chromosome banding. Chromosome painting by mFISH and SKY have proven to be valuable tools for the identification of simple and complex inter-chromosomal rearrangements. The basic principles for both techniques are similar, but the method of detection and discrimination of fluorescent signal after in situ hybridization and the process of image acquisition are different. In mFISH, separate images of each of the four fluorochromes are captured by using narrow bandpass microscope filters; dedicated software is then used to combine the images. While in SKY, image acquirement is based on a combination of epifluorescence microscopy, charge-coupled device imaging, and Fourier spectroscopy, which allows the measurement of the entire emission spectrum with a single exposure at all image points. In both mFISH and SKY, monochrome images are captured independently, then merged, and finally, unique pseudo-colors are assigned to the chromosomes in monochromatic images based on the specific dye attached to each fluorochrome probe.

The contribution of mFISH and SKY analysis in the radiation biology field is remarkable, particularly for retrospective dose estimation of human exposure to IR (radiation biodosimetry)11-14, radiation carcinogenesis risk assessment15, as well as detection and risk estimation of radiotherapy-related secondary cancer16. A recent study on mice has shown that a FISH-based chromosome painting technique is also an important tool for evaluating the efficacy of radiation countermeasure17. In the present study, the effect of total body radiation exposure on the induction of stable chromosomal aberrations in the bone marrow cells of mice has been demonstrated using mFISH and SKY techniques.

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Protocolo

Todos los estudios con animales se llevaron a cabo en estricta conformidad con las recomendaciones de la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de los Institutos Nacionales de Salud. El protocolo animal fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de Arkansas para las Ciencias Médicas. Todos los animales fueron alojados bajo animalario climatizado estándar a 20 ± 2 ° C con 10 - 15 ciclos por hora de aire fresco y libre acceso al alimento estándar para roedores y agua. A su llegada, los ratones se mantuvieron en cuarentena durante 1 semana y siempre con comida para roedores certificado.

La exposición 1.Radiation e in vivo detención de las células en metafase

  1. exponer los ratones anestesiados un-a 2 Gy de radiación en todo el cuerpo en una cámara de irradiación. Durante la irradiación, los ratones lugar en una cámara de retención con buena ventilación para asegurarse de que no se mueven libremente y recibir una dosis uniforme.
  2. Se inyectan 100 l de solución de colchicina 0,05% (cpolvo olchicine disuelto en calcio y magnesio libre de PBS) por vía intraperitoneal usando una aguja de 25 G adjunto con jeringa de 1 ml desechable. Evitar la inyección directamente en cualquier órgano.
  3. Dejar al animal en la jaula durante 2 h antes de la cosecha de células de médula ósea. Observar el animal para detectar cualquier signo de dolor o angustia.

2. Médula Ósea de la célula de la cosecha y Aislamiento de células mononucleares de médula ósea por centrifugación en gradiente de densidad

  1. La eutanasia a los ratones por asfixia con CO2.
  2. Pulverizar 70% de etanol en el dorsal y el lado ventral.
  3. Hacer una incisión de 2 cm en la piel abdominal con unas tijeras afiladas. Agarre la piel en cada lado de la incisión con pinzas romas y tire suavemente abrir los músculos abdominales.
  4. Cortar dos de las patas traseras con las tijeras y de inmediato colocarlos en PBS enfriado previamente con 4% de FBS.
  5. Limpiar cuidadosamente todos los músculos que se unen a la extremidad posterior con una hoja de afeitar y gasa de algodón vendaje agudo.
  6. Se separa la tibia del fémur. Recorte ambas puntas de cada hueso con una hoja de afeitar.
  7. Enjuague el contenido de la médula ósea con 3 ml de PBS (con 4% de FBS) utilizando una aguja de 23 G unida a una jeringa de 3 ml y recoger el contenido en un tubo de centrífuga de 15 mL. Pasar la suspensión de células al menos 10 veces a través de la aguja para hacer una suspensión de células individuales.
  8. superponer cuidadosamente la suspensión de células en un volumen igual de medio de separación de linfocitos (3 ml) sin perturbar la interfaz entre la suspensión de células y medio de separación de linfocitos. Centrifugar a 400 xg durante 30 min a temperatura ambiente.
  9. Recoger cuidadosamente la capa leucocitaria sin molestar a las otras capas y la transferencia en un nuevo tubo de centrífuga de 15 ml.

3. Preparación de las propagaciones de metafases celulares

  1. Añadir 10 ml de PBS al tubo que contiene la capa leucocitaria.
  2. Centrifugar a 400 xg durante 5 min a temperatura ambiente.
  3. Retirar con cuidado el sobrenadante. Luego romper tél célula de pellets, sacudiendo ligeramente y añadir 10 ml de PBS.
  4. Centrifugar a 400 xg durante 5 min a temperatura ambiente.
  5. Eliminar el sobrenadante sin perturbar el sedimento celular, romper la pastilla, y añadir 4 ml de solución de cloruro de potasio 0,075 M hipotónica pre-calentado. Añadir gota a gota solución hipotónica con agitación constante suave.
  6. Se incuban las células durante 20 min a 37 ° C en una baño de agua.
  7. Después del tratamiento hipotónico añadir un volumen equivalente (4 ml) de fijador (metanol: ácido acético glacial, 3: 1 v / v) en el tubo de 15 ml y se mezcla suavemente invirtiendo el tubo.
  8. Centrifugar a 400 xg durante 5 min a temperatura ambiente y descartar el sobrenadante.
  9. Romper el sedimento celular de la función tocar seguido de vórtice suave durante unos segundos y añadir 3 ml de solución de fijación gota a gota con agitación constante.
  10. Incubar durante 30 min a temperatura ambiente y centrifugar a 400 xg durante 5 min.
  11. Eliminar el sobrenadante, romper el sedimento celular con gentLe tapping, y añadir 3 ml de fijador.
  12. Centrifugar a 400 g durante 5 min a temperatura ambiente, y se elimina el sobrenadante. Romper el sedimento celular con golpecitos suaves, frescos y añadir 3 ml de fijador.
  13. Repita el paso 3.12 dos veces más.
  14. Centrifugar a 400 xg durante 5 min a temperatura ambiente, y eliminar el sobrenadante sin alterar el sedimento celular. A continuación, añadir 400 a 600 l fijador y mezclar bien con la pipeta.
  15. Caída de 30 l células fijadas sobre portaobjetos previamente limpiados y húmedas inclinadas en un ángulo de 45 ° y permitir que los portaobjetos se sequen al aire por completo durante la noche.

4. ratón cromosoma pintura de mFISH

  1. La desnaturalización de cromosomas
    1. Colocar la placa que contiene los diferenciales de células en metafase en 2x SSC durante 2 minutos a temperatura ambiente.
    2. Deshidratar la corredera por lavado de etanol de serie de 2 min cada uno en 70%, 80% y 100%. Incubar durante 60 minutos a 65 ° C.
    3. solución de desnaturalización 40 ml de precalentamiento (70% formamida / 2x SSDO; pH 7,0) a 70 ° C (± 2 ° C) en un tarro Coplin vidrio para 30 min. Desnaturalizar cromosomas incubando el portaobjetos en solución de desnaturalización pre-calentado por 1 - 1,5 min.
    4. Se detiene inmediatamente deslice en helado de etanol al 70% durante 2 min para detener el proceso de desnaturalización, así como para evitar que los cromosomas desnaturalizados de re-recocido. Entonces deshidratar por lavado con 80% de etanol durante 2 min. Repetir el lavado con etanol con etanol al 100% durante 2 min. Completamente seco el portaobjetos a temperatura ambiente.
  2. Desnaturalización e hibridación de la sonda de mezcla
    1. Centrifugar brevemente la mezcla de sonda suministrado por el fabricante, la transferencia de 10 l de mezcla de sonda en un 500 l complemento tubo de centrífuga de casquillo, y desnaturalizar por incubación a 80 ° C (± 2 ° C) en un baño de agua durante 7 minutos.
    2. Coloque el tubo de centrífuga con la mezcla de sonda en un baño de agua a 37 ° C durante 10 minutos.
    3. Aplicar la mezcla de sonda desnaturalizada en el portaobjetos con chromoso desnaturalizadaMES.
    4. cubrir cuidadosamente el área con una x 18 mm cubreobjetos de vidrio de 18 mm y eliminar las burbujas de aire visibles presionando suavemente la hoja de la cubierta se deslice. Sellar los cuatro lados de la hoja de la cubierta con cemento de goma y se incuba durante 12 h a 16 h en la oscuridad a 37 ° C en una cámara húmeda para la hibridación.
  3. Lavado post hibridación y detección
    1. Retirar con cuidado el cemento de caucho y la hoja de la cubierta.
    2. Colocar el portaobjetos en SSC 0,4x previamente calentada a 74 ° C (± 2 ° C) durante 5 min.
    3. diapositiva de lavado en solución de lavado II (4x SSC / 0,1% de Tween-20) durante 2 min.
    4. Colocar 20 l de anti-fade medio de montaje con DAPI de contraste (1,5 mg / ml) y cubrir con un cubreobjetos de vidrio. Presione suavemente el cubreobjetos con el tejido de laboratorio para eliminar las burbujas de aire y solución de montaje exceso. Sellar los bordes del cubreobjetos con esmalte de uñas.
    5. Ver diapositivas utilizando un microscopio de fluorescencia equipado con filtros adecuados.

5. El cariotipo espectral (SKY) de cromosomas de ratón

  1. La desnaturalización de la sonda y el cromosoma
    1. Equilibrar diapositiva en 2x SSC a temperatura ambiente durante 2 minutos, sin agitar.
    2. Deshidratar diapositivas en una serie de etanol (70%, 80% y 100% de etanol) durante 2 min cada uno a temperatura ambiente. El aire seco de la corredera para eliminar el etanol por completo.
    3. solución caliente 40 ml de desnaturalización (70% de formamida / SSC 2x; pH 7,0) en un tarro Coplin vidrio para 30 min.
    4. Incubar portaobjetos en solución de desnaturalización pre-calentado por 1 a 1,5 min.
    5. Inmediatamente sumerja la diapositiva en helado de etanol 70% durante 2 min para detener el proceso de desnaturalización, así como para evitar que los cromosomas desnaturalizados de re-recocido.
    6. Deshidratar la diapositiva colocándolo en 80% de etanol durante 2 min y luego en 100% de etanol durante 2 min a temperatura ambiente.
    7. Desnaturalizar la sonda SKY (vial # 1, suministrado por el fabricante) en un baño de agua a 80 ° C (± 2 ºC)durante 7 minutos y, a continuación, colocar inmediatamente en un baño de agua diferentes establecido en 37 ° C durante 10 minutos.
  2. sonda de hibridación
    1. Añadir 10 l de sonda desnaturalizada SKY en los cromosomas desnaturalizados.
    2. Con cuidado, coloque un joven de 18 mm x 18 mm cubreobjetos de vidrio en la sonda cielo para que no queden burbujas de aire atrapadas bajo el cubreobjetos.
    3. Sellar los bordes del cubreobjetos con cemento de goma.
    4. Colocar el portaobjetos en una cámara a prueba de luz húmeda y se incuba en la oscuridad a 37 ° C durante 24 h a 36 h.
  3. Post-hibridación de lavado y detección por fluorescencia
    1. Retire el cemento de goma con mucho cuidado sin perturbar el cubreobjetos.
    2. Colocar el portaobjetos en la solución de lavado rápido precalentado (SSC 0,4x) a 72 ° C (± 2 ° C) durante 5 minutos con agitación constante. Sumergir diapositiva en solución de lavado III (4x SSC / 0,1% de Tween 20) y se incuba durante 1 min con agitación.
    3. Opcional: Añadir 80 l de reactivo de bloqueo(Vial # 2 suministrada por el fabricante) a la zona de la hibridación, coloque una 24 mm x 60 mm cubreobjetos de plástico, y se incuba en la oscuridad a 37 ° C durante 30 min en una cámara humidificada.
    4. Retire con cuidado el cubreobjetos de plástico y lavar el portaobjetos con (45 ºC) solución de lavado precalentado durante 5 minutos III.
    5. Aplique 80 l de reactivo de tinción Cy5 (vial nº 3 suministrado por el fabricante), coloque una de 24 mm x 60 mm cubreobjetos de plástico, y se incuba a 37 ° C en la oscuridad durante 40 minutos en una cámara húmeda.
    6. Sumergir el portaobjetos en una jarra Coplin de vidrio que contiene precalentado (45 ° C) solución de lavado III (4x SSC / 0,1% de Tween 20) y se incuba a 45 ° C en un baño de agua durante 2 minutos con agitación. Repita este paso de lavado 3 veces.
    7. Aplique 80 l de reactivo de tinción Cy5.5 (vial # 4 suministrado por el fabricante), coloque una de 24 mm x 60 mm cubreobjetos de plástico, y se incuba a 37 ° C en la oscuridad durante 40 minutos en una cámara húmeda.
    8. Lavar el portaobjetos 3 veces con pre-calentado (45 ºC) solución de lavado III.
    9. Mantenga la corredera en una posición inclinada contra una toalla de papel para drenar el exceso de líquido. Añadir 20 l de reactivo anti-fade DAPI (vial # 5 suministrado por el fabricante) y coloque un 24 mm x 60 mm cubreobjetos de vidrio sin introducir burbujas de aire. Sellar los bordes del cubreobjetos con esmalte de uñas y observar con un microscopio de epifluorescencia equipado para la captura de imágenes del cielo.

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Resultados

la irradiación de todo el cuerpo causa una serie de aberraciones cromosómicas en las células de médula ósea de ratones irradiados. El protocolo actual está optimizado para detención de la mitosis in vivo de células de médula ósea después de exposición a la radiación, de la cosecha de células de médula ósea de las patas traseras de los ratones irradiados, el aislamiento de células mononucleares de médula ósea por centrifugación en gradiente de densidad, la pre...

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Discusión

Varios pasos críticos determinan el éxito de mFISH y SKY. El primero y más importante paso es optimizar el tratamiento con colchicina para la detención mitótica en vivo de las células mononucleares de médula ósea. El tiempo de concentración de la colchicina y el tratamiento de forma individual o en conjunto determinan el índice mitótico, así como el cromosoma condensación de dos requisitos importantes para la pintura cromosoma eficaz. Un tiempo de tratamiento alta concentración de colchicina o má...

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Divulgaciones

The authors declare that they have no competing financial interests.

Agradecimientos

Este estudio fue apoyado por Arkansas Consorcio de Becas Espaciales y el Instituto Nacional de Investigación Biomédica Espacial a través de Aeronáutica y del Espacio Nacional, otorga NNX15AK32A (RP) y RE03701 (MH-J), y P20 GM109005 (MH-J), y la Administración de Veteranos de los Estados Unidos ( MH-J). Agradecemos a Christopher Fettes, Coordinador del Programa para el Departamento de Medio Ambiente y Salud Ocupacional de la Universidad de Arkansas para las Ciencias Médicas, por su asistencia editorial en la preparación del manuscrito.

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Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
FormamideSigma-Aldrich221198-100ML
SSC Buffer 20× ConcentrateSigma-AldrichS6639-1L
SKY Laboratory Reagent for MouseApplied Spectral ImagingFPRPR0030/M40
CAD - Concentrated Antibody Detection KitApplied Spectral ImagingFPRPR0033
Single Paints Customized - 3 Colors; Mouse chromosome 1: Red, Mouse chromosome 2: Green, Mouse chromosome 3: AquaApplied Spectral ImagingFPRPR0182/10
Glass coverslipsFisher Scientific12-545B
Tween 20Fisher ScientificBP337-100
Hydrochloric acid, 37%, Acros OrganicsFisher ScientificAC45055-0025 
Fisherbrand Glass Staining Dishes  with Screw CapFisher Scientific08-816
KaryoMAX Potassium Chloride Solution Life Technologies10575-090
Fisherbrand Superfrost Plus Microscope SlidesFisher Scientific12-550-15
Colcemid powderFisher Scientific50-464-757 
Histopaque-1083 Sigma-Aldrich10831
Shepherd Mark I, model 25 137Cs irradiatorJ. L. Shepherd & AssociatesModel 484B
Syringe 1 mLBD Biosciences647911
Ethyl Alcohol, 200 ProofFisher ScientificMEX02761
PBS, (1x PBS Liq.), w/o Calcium and MagnesiumFisher ScientificICN1860454
Fetal Bovine SerumFisher Scientific10-437-010
MethanolFisher ScientificA454SK-4
Glacial acetic acidFisher ScientificAC295320010
Zeiss MicroscopeZeissAXIO Imager.Z2

Referencias

  1. Kodama, Y., et al. Stable chromosome aberrations in atomic bomb survivors: results from 25 years of investigation. Radiat Res. 156, 337-346 (2001).
  2. Lucas, J. N. Cytogenetic signature for ionizing radiation. Int J Radiat Biol. 73, 15-20 (1998).
  3. Zaccaria, A., Barbieri, E., Mantovani, W., Tura, S. Chromosome radiation-induced aberrations in patients with Hodgkin's disease. Possible correlation with second malignancy? Boll. Ist. Sieroter. Milan. 57, 76-83 (1978).
  4. Fisher, N. L., Starr, E. D., Greene, T., Hoehn, H. Utility and limitations of chromosome banding in pre- and postnatal service cytogenetics. Am J Med Genet. 5, 285-294 (1980).
  5. Hande, M. P., et al. Complex chromosome aberrations persist in individuals many years after occupational exposure to densely ionizing radiation: an mFISH study. Genes Chromosomes. Cancer. 44, 1-9 (2005).
  6. Gall, J. G., Pardue, M. L. Formation and detection of RNA-DNA hybrid molecules in cytological preparations. Proc Natl Acad Sci U S A. 63, 378-383 (1969).
  7. Bauman, J. G., Wiegant, J., Borst, P., van, D. P. A new method for fluorescence microscopical localization of specific DNA sequences by in situ hybridization of fluorochromelabelled RNA. Exp Cell Res. 128, 485-490 (1980).
  8. Hopman, A. H., et al. Bi-color detection of two target DNAs by non-radioactive in situ hybridization. Histochemistry. 85, 1-4 (1986).
  9. Nederlof, P. M., et al. Three-color fluorescence in situ hybridization for the simultaneous detection of multiple nucleic acid sequences. Cytometry. 10, 20-27 (1989).
  10. Nederlof, P. M., et al. Multiple fluorescence in situ hybridization. Cytometry. 11, 126-131 (1990).
  11. Szeles, A., Joussineau, S., Lewensohn, R., Lagercrantz, S., Larsson, C. Evaluation of spectral karyotyping (SKY) in biodosimetry for the triage situation following gamma irradiation. Int J Radiat Biol. 82, 87-96 (2006).
  12. Camparoto, M. L., Ramalho, A. T., Natarajan, A. T., Curado, M. P., Sakamoto-Hojo, E. T. Translocation analysis by the FISH-painting method for retrospective dose reconstruction in individuals exposed to ionizing radiation 10 years after exposure. Mutat. Res. 530, 1-7 (2003).
  13. Edwards, A. A critique of 'Collaborative exercise on the use of FISH chromosome painting for retrospective biodosimetry of Mayak nuclear-industrial personnel. Int J Radiat Biol. 78, 867-871 (2002).
  14. Bauchinger, M., et al. Collaborative exercise on the use of FISH chromosome painting for retrospective biodosimetry of Mayak nuclear-industrial personnel. Int J Radiat Biol. 77, 259-267 (2001).
  15. Hieber, L., et al. Chromosomal rearrangements in post-Chernobyl papillary thyroid carcinomas: evaluation by spectral karyotyping and automated interphase FISH. J Biomed. Biotechnol. 2011, 693691(2011).
  16. Cohen, N., et al. detection of chromosome rearrangements in two cases of tMDS with a complex karyotype. Cancer Genet Cytogenet. 138, 128-132 (2002).
  17. Pathak, R., et al. The Vitamin E Analog Gamma-Tocotrienol (GT3) Suppresses Radiation-Induced Cytogenetic Damage. Pharm Res. , (2016).
  18. Spurbeck, J. L., Zinsmeister, A. R., Meyer, K. J., Jalal, S. M. Dynamics of chromosome spreading. Am J Med Genet. 61, 387-393 (1996).
  19. Deng, W., Tsao, S. W., Lucas, J. N., Leung, C. S., Cheung, A. L. A new method for improving metaphase chromosome spreading. Cytometry A. 51, 46-51 (2003).
  20. Hande, M. P., et al. Past exposure to densely ionizing radiation leaves a unique permanent signature in the genome. Am J Hum Genet. 72, 1162-1170 (2003).
  21. Tug, E., Kayhan, G., Kan, D., Guntekin, S., Ergun, M. A. The evaluation of long-term effects of ionizing radiation through measurement of current sister chromatid exchange (SCE) rates in radiology technologists, compared with previous SCE values. Mutat. Res. 757, 28-30 (2013).
  22. Kanda, R., et al. Non-fluorescent chromosome painting using the peroxidase/diaminobenzidine (DAB) reaction. Int J Radiat Biol. 73, 529-533 (1998).
  23. Kakazu, N., et al. Development of spectral colour banding in cytogenetic analysis. Lancet. 357, 529-530 (2001).
  24. Rithidech, K. N., Honikel, L., Whorton, E. B. mFISH analysis of chromosomal damage in bone marrow cells collected from CBA/CaJ mice following whole body exposure to heavy ions (56Fe ions). Radiat Environ Biophys. 46, 137-145 (2007).
  25. Abrahams, B. S., et al. Metaphase FISHing of transgenic mice recommended: FISH and SKY define BAC-mediated balanced translocation. Genesis. 36, 134-141 (2003).
  26. Savage, J. R., Simpson, P. On the scoring of FISH-"painted" chromosome-type exchange aberrations. Mutat. Res. 307, 345-353 (1994).
  27. Savage, J. R., Simpson, P. FISH "painting" patterns resulting from complex exchanges. Mutat. Res. 312, 51-60 (1994).
  28. Tucker, J. D., et al. PAINT: a proposed nomenclature for structural aberrations detected by whole chromosome painting. Mutat. Res. 347, 21-24 (1995).
  29. Knehr, S., Zitzelsberger, H., Bauchinger, M. FISH-based analysis of radiation-induced chromosomal aberrations using different nomenclature systems. Int J Radiat Biol. 73, 135-141 (1998).
  30. Lucas, J. N., et al. Rapid translocation frequency analysis in humans decades after exposure to ionizing radiation. Int J Radiat Biol. 62, 53-63 (1992).
  31. Braselmann, H., et al. SKY and FISH analysis of radiation-induced chromosome aberrations: a comparison of whole and partial genome analysis. Mutat. Res. 578, 124-133 (2005).
  32. Sokolova, I. A., et al. The development of a multitarget, multicolor fluorescence in situ hybridization assay for the detection of urothelial carcinoma in urine. J Mol Diagn. 2, 116-123 (2000).
  33. Lindholm, C., et al. Biodosimetry after accidental radiation exposure by conventional chromosome analysis and FISH. Int J Radiat Biol. 70, 647-656 (1996).

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