Generación de un modelo Murino ortotópico de cáncer de mama metastásico y la realización de mastectomía Radical murino

Resumen

Presentamos un modelo de cáncer de mama Murino ortotópico y mastectomía radical modelo con tecnología de bioluminiscencia para cuantificar la carga del tumor para imitar la progresión del cáncer de mama humano.

Resumen

Modelos de ratón in vivo para evaluar la progresión del cáncer de mama son esenciales para la investigación del cáncer, incluyendo el desarrollo preclínico de fármacos. Sin embargo, la mayoría de los detalles técnicos y prácticos comúnmente se omite en los manuscritos publicados que, por lo tanto, hace que sea difícil de reproducir los modelos, particularmente cuando se trata de técnicas quirúrgicas. Tecnología de bioluminiscencia permite la evaluación de pequeñas cantidades de células cancerosas incluso cuando un tumor no palpable. Utilizando las células de cáncer expresan luciferasa, establecemos una técnica de inoculación de mama cáncer ortotópico con una tasa alta de tumorigénesis. Metástasis del pulmón se evalúa utilizando una técnica ex vivo . Nosotros, entonces, establecer un modelo de mastectomía con una tasa baja de recurrencia local para evaluar la carga de tumor metastático. Adjunto, describimos, detalladamente, las técnicas quirúrgicas de implantación ortotópica y mastectomía para cáncer de mama con una tasa alta de tumorigenesis y tasas de baja recurrencia local, respectivamente, para mejorar la eficiencia de modelo de cáncer de mama.

Introducción

Modelos animales juegan un papel clave en la investigación del cáncer. Cuando una hipótesis se prueba in vitro, debe ser probado in vivo para evaluar su relevancia clínica. Metástasis y progresión del cáncer son a menudo mejor capturados por los modelos animales en comparación con modelos in vitro, y es esencial para probar un nuevo fármaco en un modelo animal como un estudio preclínico de drogas desarrollo^1,2. Sin embargo, los detalles técnicos de los experimentos con animales a menudo no son bien descritos en los artículos publicados, lo que es difícil reproducir el modelo con éxito. De hecho, los autores que establecieron estos modelos de la inoculación y la mastectomía de orthotopic pasaron a través de largos y rigurosos procesos de prueba y error. La tasa de éxito de tumorigenesis después de la inoculación de células de cáncer es uno de los factores clave para determinar el éxito y la eficiencia de un animal de estudio³. La línea celular y el número de células a inocular, el sitio de inoculación y la cepa de los ratones, son factores importantes. Es bien sabido que hay enormes variaciones en los resultados de los experimentos en animales debido a las diferencias individuales, en comparación con técnicas in vitro. Por lo tanto, usando un modelo bien establecido con una técnica estándar es importante para obtener resultados estables, para mejorar la eficiencia de los experimentos con animales y para evitar resultados engañosos.

Este artículo ofrece técnicas bien establecidas⁴ para generar modelos de ratón de cáncer ortotópico y mastectomía de mama. Los objetivos de estos métodos son 1) para imitar la progresión del cáncer de mama humanas y cursos del tratamiento y 2) para llevar a cabo experimentos en vivo con una mayor eficiencia y mayores tasas de éxito en comparación con otros inoculación de cáncer de mama o mastectomía técnicas. En la inoculación de células de cáncer ortotópico, para imitar la progresión del cáncer de mama humano, elegimos la almohadilla de grasa mamaria #2 como un sitio de la inoculación, que se encuentra en el pecho. En la mayoría de los estudios, las células de cáncer de mama son inoculadas por vía subcutánea⁵. Esta técnica no requiere cirugía y por lo tanto, es simple y sencillo. Sin embargo, el microambiente subcutáneo es absolutamente diferente del microambiente de la glándula mamaria, que resulta en la progresión del cáncer diferentes y perfiles incluso molecular^6,7. Algunos estudios usan la glándula mamaria de #4, que se encuentra en el abdomen, como una inoculación sitio⁶. Sin embargo, puesto que las glándulas mamarias #4 se encuentran en el abdomen, el patrón más común de metástasis es carcinomatosis peritoneal⁷, que se produce con menos de 10% de cáncer de mama metastásico⁸. Generados por la técnica presentada aquí, en la glándula mamaria de #2, el cáncer de mama metastatiza en el pulmón, que es uno de los más común cáncer mama sitios metastáticos⁹.

Con esta técnica, el objetivo también es alcanzar una tasa de tumorigenesis con variabilidad de tamaño de tumor mínimo en comparación con otras técnicas de inoculación del cáncer de mama. Para ello, se inoculan células cancerosas suspendidas en una mezcla de proteína gelatinosa bajo visión directa a través de una incisión de la pared de pecho anterior mediana. Esta técnica produce una tasa alta de tumorigenesis con menos variabilidad en el tamaño del tumor y la forma en comparación con la inyección subcutánea o no quirúrgicos, como previamente divulgados^3,7.

También presentamos una técnica de mastectomía radical de ratón en el que el tumor de mama ortotópico es resecado con los tejidos circundantes y los ganglios linfáticos axilares. En el ajuste clínico, el estándar de cuidado para pacientes de cáncer de mama sin enfermedad metástasis distante es mastectomía^10,11. Antes de una mastectomía, metástasis de nodo de linfa axilar es examinada por la proyección de imagen y el centinela biopsia de ganglio linfático. Si no existe evidencia de metástasis ganglionar axilar, el paciente entonces se trata con una mastectomía total o parcial, en la que se omite la resección ganglionar axilar. Mastectomía total es una técnica para extirpar el cáncer de mama con el tejido de la mama en bloque, mientras mastectomía parcial es para resecar el cáncer de mama con un margen de tejido mamario normal, conservando así el tejido mamario normal restante en la paciente. Sin embargo, los pacientes que conservan resto de tejido mamario normal después de una mastectomía parcial requieren radioterapia postoperatoria para evitar la recidiva local¹⁰. Pacientes que tienen metástasis de nodo de linfa axilar mastectomía radical que elimina el cáncer de mama con todo normal se comprometen los ganglios linfáticos tejidos y axilar de la mama e invadieron tejidos en bloque^10,11. En el modelo murino, vigilancia para axilar del nodo de linfa metástasis o en el post-operatorio la radiación no es razonable o factible. Así, utilizamos la técnica de mastectomía radical para evitar la metástasis de nodo de linfa axilar o local.

Inoculación de células de cáncer a través de la vena de la cola es el más frecuente pulmón metástasis ratón modelo¹², la llamada "metástasis experimental". Este modelo es fácil de generar y no requiere cirugía; sin embargo, no imitar a progresión del cáncer de mama que puede generar un comportamiento diferente de enfermedad metastásica. Con el fin de imitar el curso de tratamiento de cáncer de mama donde la metástasis a menudo se produce después de la mastectomía, se quita el tumor primario después de la inoculación de células de cáncer ortotópico. Esta técnica produce menos recidiva local en comparación con la resección simple del tumor, previamente divulgados¹³y es útil para nuevas terapias, estudios preclínicos y para estudios de investigación de cáncer de mama metastásico. Las técnicas aquí descritas son aplicables para la mayoría mamas cáncer orthotopic modelo de los experimentos. Sin embargo, es importante considerar que la mezcla de proteína gelatinosa puede afectar el microambiente y la cirugía puede afectar la respuesta de estrés inmunitario¹⁴. Por lo tanto, los investigadores estudian el microambiente y/o la respuesta de estrés inmunitario deben ser conscientes de potenciales factores de confusión.

Protocolo

Se obtuvo aprobación del Comité de uso y Roswell Park Cancer Center institucional Animal atención integral para todos los experimentos.

Nota: Se obtienen nueve a ratones BALB/c hembras de doce semanas de edad. Se utilizan células luc2 4T1, un ratón adenocarcinoma mamario línea celular derivada de ratones BALB/c que ha sido diseñado para luciferase expresa. Estas células se cultivan en medio de Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 con 10% suero bovino fetal (FBS).

1. preparación de instrumentos

1. Descongelar una mezcla de proteína gelatinosa congelada (por ejemplo, Matrigel) en el hielo en una campana de cultivo de tejidos.
2. Limpieza y autoclave dos sets de instrumentos quirúrgicos (microdisección tijeras, fórceps de Adson y un sostenedor de la aguja) antes de la cirugía. Preparar esterilizada 5-0 suturas de seda y seca esterilizante (cirugías seriales están previstas).
3. Clip del pelo en el pecho media de los ratones utilizando una maquinilla y marque los ratones para identificación perforando la oreja antes de la hora de la cirugía.
4. Preparar la mesa de procedimiento, que puede utilizarse inmediatamente para la operación.
   1. Difundir una almohadilla absorbente y fijar las esquinas con cinta adhesiva, fije anestesia nariz conos con cinta, poner esterilizante y desinfectante (clorhexidina, yodo, etanol del 75%) al lado del espacio del funcionamiento y los ratones en orden de operación.

2. preparación de las células (para 10 ratones)

Nota: Las células deben ser inoculadas dentro de 1 h después de ser separado del plato para evitar la viabilidad celular disminuida. Específicamente, se debe mezclar la suspensión de células en la mezcla de proteína gelatinosa dentro de 15 min después de separar las células de la fuente para mantener su viabilidad.

1. Cultura 4T1-luc2 células, una línea de células de adenocarcinoma mamario de ratón expresan luciferasa en Medio RPMI 1640 con 10% FBS en un incubador humedecido a 37 ° C en 5% CO₂.
2. Lavar las células adherentes 4T1-luc2 en un plato de 10 cm con solución salina tamponada con fosfato (PBS) con una pipeta serológica de 10 mL. Añadir 1 mL de tripsina 0,25% con una pipeta P1000 y, luego, incubar la muestra a 37 ° C durante 5 minutos. A continuación, añadir 4 mL de medio de crecimiento (RPMI-1640 con 10% FBS) usando serológica 5 mL pipeta y transferir la suspensión de células a un tubo cónico de 15 mL en una campana de cultivo de tejidos. Centrifugue la suspensión de células a 180 x g durante 5 minutos.
3. Aspirar el sobrenadante y resuspender las células en 2 mL de PBS; entonces, contar las células con el hemocitómetro.
4. Suspender 2 x 10⁶ células 4T1-luc2 en 40 μL de PBS frío (pH 7,4, 4 ° C) en la campana de cultivo de tejidos.
5. La suspensión de células de 40 μL de la mezcla con 360 μL de la mezcla de proteína gelatinosa en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL en hielo en la campana de cultivo de tejidos.
   Nota: La concentración final es de 1 x 10⁵20 μL (1:9 PBS: mezcla de proteína gelatinosa). Para el modelo ortotópico (sin mastectomía), se utilizó 1 x 10⁴20 μL de la concentración final, para evitar llegar a criterios de eutanasia (tumor tamaño > 2 cm) dentro de dos semanas.

3. inoculación de células de cáncer

1. Pusieron los ratones en la cámara de inducción de la anestesia con 2-4% de isoflurano y 0,2 L/min flujo de oxígeno hasta que los ratones respiran tranquilamente (2-3 min).
2. Sujete el ratón e inyectar 0,05 mg/kg de buprenorfina en su hombro por vía subcutánea.
3. Adecuada anestesia para confirmar la falta de reacción a un pellizco del dedo del pie. Introduzca la nariz del ratón en el orificio de la máscara de ratón, que permite la anestesia por inhalación con 2-4% de isoflurano y flujo de oxígeno de 2 L/min a una unidad de cartucho de carbón.
4. Refrenar la extremidades del ratón usando cinta de laboratorio y esteriliza la piel con clorhexidina, el yodo y el 75% de etanol, utilizando bastoncillos de algodón.
5. Haga una incisión de piel de 5 mm en el centro de la pared de pecho anterior utilizando tijeras estériles microdissection, levante el lado derecho al lado de la incisión de la piel y separar la piel de la pared de pecho con las tijeras y luego invierta la piel para exponer el derecho #2 almohadilla de grasa mamaria.
6. Cuidadosamente inyectar 20 μL de la suspensión de células de Cáncer utilizando una jeringa de insulina 1 mL con una aguja de 28,5 G en la almohadilla de grasa bajo visión directa a través de la herida.
   Nota: La aguja pasa a través de la herida, no la piel. Seguir manteniendo la aguja en la almohadilla de grasa 5 antes de s a tirar de él hacia fuera, que permite la mezcla de proteína gelatinosa solidificar.
7. Cerrar las incisiones de piel costura, utilizando suturas no absorbibles estériles de 5-0.
8. Después de la cirugía, regresar los animales a una jaula limpia y controlarlos hasta que se han recuperado y se muevan libremente (después de ~ 1-2 min). Si un animal no parece estar en buena salud dentro de las 24 h de la cirugía, administrar buprenorfina (0,2 mg/kg).
9. Retire las suturas bajo anestesia (ver paso 3.1) 7 d después de la cirugía.

4. mastectomía

Nota: El momento de la mastectomía es muy importante. Si se hace demasiado pronto, no se produce la metástasis del pulmón. Si se hace demasiado tarde, el tumor primario ha invadido los vasos sanguíneos principales, que hacen difícil una completa resección oncológica. Así, varios puntos de tiempo fueron probadas para que mastectomía determinar qué punto de tiempo un equilibrio adecuado en espera de metástasis antes de la resección se convirtió demasiado provocativos. Después de hacerlo en más de 50 experimentos de ratón, se demostró que la mastectomía a los 8 días después de la inoculación de células de cáncer (o cuando el tamaño de tumor alcanza 5 m m) fue el ideal el tiempo para lograr el punto equilibrio¹³.

1. Anestesiar un ratón con 2-4% inhalado isoflurano e inyectar buprenorfina (ver pasos 3.1 y 3.2).
2. Refrenar el ratón y para esterilizar su piel (véase el paso 3.4).
3. Hacer una incisión de piel de 5 mm de 2 mm a la izquierda de la cicatriz quirúrgica que se realizó en la inoculación de células de cáncer inicial, usando las tijeras de microdisección. Extender la incisión hacia la raíz de la extremidad delantera para extirpar el tumor, la piel incluyendo la cicatriz quirúrgica y la lesión en contacto con el tumor, así como la cuenca ganglionar axilar en el que la mayoría de las veces no ganglionar visible existe en el momento de la mastect Omy¹³. Asegúrese de no dañar la vena axilar.
4. Cerrar los defectos de la piel por costura, utilizando suturas no absorbibles estériles de 5-0 en la forma de una "Y".
5. Al igual que en paso 3.8, retomar el ratón una jaula limpia y un monitor hasta que han recuperado.
6. Retire las suturas bajo anestesia (ver paso 3.1) 7 días después de la cirugía.

5. bioluminiscente cuantificación del Tumor primario (ortotópico inoculación sin mastectomía) o metástasis del pulmón (modelo de mastectomía)

Nota: Para la cuantificación de la carga del tumor primario, la bioluminiscencia es medida 2 x una semana desde el día después de la inoculación de orthotopic. Para la cuantificación de la metástasis de pulmón, la bioluminiscencia es medida 2 x una semana desde el día después de la mastectomía.

1. Diluir D-luciferin con tampón fosfato salino de Dulbecco, (DPBS) para una concentración final de 15 mg/mL en una campana de cultivo de tejidos. Alícuota en microcentrífuga 1.5ml protegidos de la luz tubos. Almacenar la solución diluida a-80 ° C.
   Nota: Para un ratón de 20 g, 200 μL del diluido D-luciferin es necesario.
2. Abra el software de proyección de imagen y haga clic en inicializar.
   Nota: Tarda unos 15 minutos para enfriar el dispositivo de carga acoplada (CCD). Cuando el CCD alcanza la temperatura, el color de la barra de temperatura cambia de rojo a verde.
3. Anestesiar los ratones con 2-4% de isoflurano en una cámara de inducción dedicado antes de la proyección de imagen (ver paso 3.1).
4. Peso de los ratones.
5. Inyectar el luciferin D 150 mg/kg por vía intraperitoneal en el punto de la parte central del abdomen, utilizando una aguja 28,5 G.
6. Ajuste cada ratón con un cono de nariz dentro del sistema de proyección de imagen en la posición supina (lugar de un máximo de cinco ratones al mismo tiempo). Mantener anestesia en 1-3% de isoflurano (en oxígeno al 100%) a través de los conos de nariz durante proyección de imagen.
7. Capturar una imagen cada 5 min para la detección de la bioluminiscencia de pico durante 50 minutos (o hasta la bioluminiscencia pico confirmada).
   1. Seleccione luminiscencia como Auto, Binning como medioy campo de visión como D.
   2. Haga clic en adquirir para capturar la imagen.
8. Volver a los ratones a su cage(s) y controlarlos hasta que han recuperado (ver paso 3.8).

6. pulmón metástasis Tumor carga cuantificación por proyección de imagen de Ex Vivo

Nota: Cuantificación de metástasis de pulmón es aplicable para la inoculación de orthotopic con y sin modelos de mastectomía. En el modelo de la mastectomía, es elegido ex vivo observación de imágenes o supervivencia, dependiendo de la finalidad. En el modelo ortotópico de inoculación (sin mastectomía), la mayoría de los casos produce criterios de eutanasia tumor primario tamaño (> 2 cm) aproximadamente 21 días después de la inoculación.

1. Cuantificar las lesiones metastásicas pulmonares 21 días después de la inoculación de células de cáncer por ex vivo la proyección de imagen.
2. Anestesiar los ratones con 2-4% de isoflurano en una cámara de inducción dedicado (ver paso 3.1).
3. Peso de los ratones.
4. Inyectar por vía intraperitoneal 150 mg/kg D luciferin (ver paso 5.6).
5. Eutanasia a los ratones por dislocación cervical, 15 minutos después de las inyecciones.
6. Abierto el abdomen cortando la piel y el peritoneo en el abdomen medio, usando tijeras de Mayo curvas. Extender la incisión hacia la derecha y la izquierda. Saque el hígado con pinzas hasta que se visualiza el diafragma; Luego, se corta el diafragma.
7. Usando las tijeras de Mayo curvas, corte las costillas bilaterales de caudad (12 costillas) a cefálica (1 º costillas) para exponer los pulmones poniendo la pared anterior del tórax.
8. Identificar el esófago torácico, que parece un cable de conexión de los pulmones a la espina dorsal, levantando los pulmones con unas pinzas y, luego, se corta el esófago con las tijeras de microdisección.
9. Levante los pulmones bilaterales y el corazón con unas pinzas (ejerciendo una tracción tirando hacia abajo, en dirección cefálica a él) y, luego, cortar la tráquea y los grandes vasos sanguíneos hasta el ápice del pulmón en la cefálica, con unas tijeras de microdissection.
   Nota: Esto permite el aislamiento del pulmón y del corazón del cuerpo.
10. Quite el corazón del pulmón con unas tijeras de microdissection.
11. Poner los pulmones en una placa de Petri de 10 cm.
12. Capturar la imagen de bioluminiscencia (ver pasos 5.7.1 y 5.7.2) 5 min después de la eutanasia (a 20 min después de la inyección de luciferin).

Resultados

El propósito del modelo ortotópico es imitar la progresión del cáncer humano (es decir, el crecimiento del tumor primario, seguido por metástasis de ganglios linfáticos y metástasis del pulmón entonces distante)¹⁵. Después de la inoculación de células de cáncer, la bioluminiscencia se cuantifica regularmente (dos o tres veces / semana) (figura 1A). La bioluminiscencia en los pulmones es más profundo y más pequeñ...

Discusión

En la última década, hemos venido estableciendo varios modelos murinos de cáncer, incluyendo mama cáncer modelos^{3,7,13,16,20,21}. Previamente, hemos demostrado que mama cáncer células orthotopic la inoculación en el tejido de la glándula mamaria bajo visión directa produce un tumor más grande con menos variabilidad d...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Micro Dissection Scissors	Roboz	RS-5983	For cancer cell inoculation and masstectomy
Adson Forceps	Roboz	RS-5233	For cancer cell inoculation and masstectomy
Needle Holder	Roboz	RS-7830	For cancer cell inoculation and masstectomy
Mayo	Roboz	RS-6873	For ex vivo
5-0 silk sutures	Look	774B	For cancer cell inoculation and masstectomy
Dry sterilant (Germinator 500)	Braintree Scientific	GER 5287-120V	For cancer cell inoculation and masstectomy
Clipper	Wahl	9908-717	For cancer cell inoculation and masstectomy
Matrigel	Corning	354234	For cancer cell inoculation
D-Luciferin, potassium salt	GOLD-Bio	LUCK-1K	For bioluminescence quantification
Roswell Park Memorial Insitute 1640	Gibco	11875093	For cell culture
Fetal Bovine Serub	Gibco	10437028	For cell culture
Trypsin-EDTA (0.25%)	Gibco	25200056	For cell culture