Técnicas de Necropsia de Rabia en Animales Grandes y Pequeños

Resumen

El objetivo de este protocolo es demostrar técnicas de necropsia seguras en animales pequeños y grandes para obtener muestras de tejido satisfactorias para pruebas de rabia.

Resumen

El Laboratorio de Rabia del Departamento de Salud del Estado de Nueva York (NYSDOH) recibe entre 6.000 y 9.000 especímenes al año y realiza pruebas de rabia para todo el estado, con la excepción de la ciudad de Nueva York. El laboratorio de rabia necropsia una variedad de animales que varían en tamaño desde murciélagos hasta ávidos. La mayoría de estos especímenes son animales que presentan signos neurológicos, sin embargo, menos del 10% en realidad dan positivo para la rabia; traumatismos, lesiones u otros agentes infecciosos como causa de estos síntomas. Debido al riesgo de aerosolizar agentes infecciosos no diagnosticados, el Laboratorio de Rabia no utiliza herramientas eléctricas ni sierras. Se presentarán tres técnicas de necropsia para animales cuyos cráneos son impenetrables con tijeras. El laboratorio ha implementado estas técnicas para disminuir la exposición potencial a agentes infecciosos, eliminar la manipulación innecesaria de la muestra y reducir el tiempo de procesamiento. Las ventajas de una técnica preferida opuesta a otra están sujetas al procesamiento individual entrenado de la muestra.

Introducción

Trabajar en el suelo de necropsia de un laboratorio de rabia es inherentemente peligroso. A veces, los especímenes llegan con plumas de puercoespín incrustadas, objetos extraños incluyendo flechas/ balas / pellets o fragmentos óseos expuestos que pueden penetrar en la envoltura de envío de protección. Un embalaje inadecuado puede provocar fugas, poniendo en peligro a las personas que desemman. Además de las lesiones físicas, los técnicos de necropsia corren el riesgo de exponerse a agentes infecciosos zoonóticos desconocidos del SNC y fluidos corporales de las muestras. Además, los ectoparásitos transportados por el espécimen pueden transmitir otras enfermedades zoonóticas, ya que las pulgas y las garrapatas se ven comúnmente en los animales presentados. Dependiendo de la ubicación geográfica y las especies involucradas las enfermedades expuestas varían. Arbovirus como el virus de la encefalitis equina oriental (EEEV) o el virus del Nilo Occidental (VNU), enfermedades transmitidas por garrapatas como la enfermedad de Lyme o la tularemia, las bacterias que causan fiebre Q o tuberculosis, y los priones infecciosos nombran un pequeño número de los posibles peligros^{1 , 2 , 3}.

El propósito de estos métodos es demostrar técnicas de necropsia seguras y eficientes utilizando instrumentos que minimizan el potencial de aerosolización a diferencia de las herramientas eléctricas o sierras^4,5. Comúnmente, la necropsia de los animales pequeños en el laboratorio de la rabia requiere cortar los músculos craneales y el uso de un martillo y un cincel para abrir la porción dorsal caudal del calvario^6. Extracción de esta área de calvarium expone el cerebro posterior, incluyendo todo el cerebelo y el tronco craneal del cerebro. Las técnicas de necropsia modificadas se pueden realizar en la parte ventral del cráneo, evitando los músculos craneales grandes y las regiones más gruesas del cráneo. Sin embargo, estas técnicas de necropsia modificadas sólo son posibles cuando el espécimen está sin vértebras cervicales.

Del mismo modo, el tejido cerebral en animales grandes se puede extraer separando los músculos craneales y abriendo la porción dorsal caudal del cráneo⁷. Se requiere un esfuerzo considerable para exponer el cerebelo y el tallo cerebral, ya que los cráneos de animales más grandes son generalmente más gruesos. Para evitar penetrar el cráneo, la cabeza de un animal grande se coloca de modo que la porción ventrocaudal del cráneo está frente al técnico. Usando instrumentos modificados, el cerebelo y el tallo cerebral se eliminan a través del foramen magnum. Esto es similar al método de adquisición de muestras recomendado por el Laboratorio de Referencia de la Unión Europea de la EET para las investigaciones de encefalopatía espongiforme transmisible (EET)⁸. Las vértebras craneales deben retirarse de antemano para proporcionar acceso al foramen magnum.

La aplicación de estas técnicas es beneficiosa para los técnicos adecuadamente capacitados en laboratorios de rabia. Como el laboratorio de rabia recibe muestras de variostamaños, desde murciélagos juveniles hasta caballos de barril adultos 9, el técnico tiene varios métodos para elegir en función de las circunstancias individuales. El método demostrado para un animal grande también es apropiado para los veterinarios que realizan necropsias en el campo, ya que el envío de una cabeza de animal grande entera para pruebas de rabia es engorroso y costoso. La implementación de cualquiera de estas técnicas mejorará la seguridad al disminuir el potencial de producción de aerosoles, reducir el manejo de la muestra y ahorrar tiempo de procesamiento. Sin embargo, como el campo no tiene las mismas ventajas que un laboratorio configurado específicamente para las pruebas de rabia, es esencial que cualquier modificación hecha a estos procedimientos se centre en la seguridad, especialmente el uso de equipos de protección personal (EPP).

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Protocolo

Todos los métodos descritos fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC, por sus) del Centro Wadsworth.

1. Preparación

1. Don PPE, con protección ocular mínima (gafas o protector facial), mascarilla quirúrgica o N-95 y guantes sin látex.
2. Preparar el área de trabajo, idealmente un armario de bioseguridad (BSC), con una cubierta de superficie de trabajo desechable (por ejemplo, papel kraft o almohadillas absorbentes) e instrumentos de necropsia limpios (Figura1).
3. Coloque la muestra en la superficie de trabajo y utilice instrumentos para manipularla para evaluar el estado de la muestra, incluyendo evidencia de descomposición, daños en el cráneo, peligros potenciales (por ejemplo, plumas de puercoespín, cuchillas de bisturí) y la calidad de la decapitación.

2. Método ventral

NOTA: Cuando la muestra se decapita correctamente en la línea de la mandíbula, el foramen magnum y el cóndilo occipital serán expuestos. El método ventral es menos complicado para recuperar el cerebelo y el tronco cerebral.

1. Coloque la muestra con el lado ventral hacia arriba y la nariz que se dirige discadamente hacia la parte posterior de BSC.
2. Sostenga un martillo/mallet ortopédico en la mano derecha (si es diestro) y al mismo tiempo sostenga un cincel concejal en la mano izquierda.
3. Coloque el cincel en un ángulo de 45o con el punto de esquina del cincel que dirige entre el lado derecho del hueso temporal y el hueso occipital haciendo una abertura "V".
4. Golpea la parte superior del cincel con el martillo hasta que los dos huesos se separen. Haga el corte adyacente al hueso basefenoides.
5. Repetir en el lado izquierdo del hueso temporal/hueso occipital (Figura2A).
6. Dobla el área "V" del cráneo hacia abajo con el cincel. Exponer toda el área rommbencefalona del cerebro (cerebelo y tallo cerebral) (Figura 2B).
7. Saca el tallo cerebral y el cerebelo con tijeras y fórceps. Retire las piezas restantes del cráneo si el tallo cerebral y el cerebelo no salieron en una sola pieza.

3. Método dorsal

NOTA: Si la muestra tiene una decapitación deficiente (foramen magnum no visible) y el cuello no se puede quitar fácilmente durante la necropsia o si se sospecha daño al cerebelo, se debe utilizar el método dorsal.

1. Coloque el espécimen dorsalmente con la nariz dirigiendo distalmente hacia la parte posterior de BSC.
2. Usando tenacula tumoral, agarre el músculo temporal izquierdo con dientes de tenacula y cierre apretando el mango.
3. Cortar el músculo temporal hasta el hueso con un cuchillo de talla rita.
4. Gire la muestra 180o con tenacula y cuchillo (no mano) y repita el proceso en el músculo temporal opuesto. Exponga el cráneo.
5. Coloque un cincel en un ángulo de 45o con el punto de esquina del cincel en el centro del cráneo en la coyuntura del hueso parietal e intraparietal.
6. Golpea la parte superior del cincel con un martillo hasta que se haga una abertura horizontal en la mitad superior del cráneo en el hueso parietal.
7. Gire la muestra 180o y repita el proceso en el lado opuesto.
8. Inserte el punto del cincel en el extremo del corte 1 (Figura3A)y a 90o de apertura horizontal. Golpea con el martillo hasta que la abertura alcance el hueso occipital (aproximadamente 10 cm dependiendo del tamaño de la muestra).
9. Enrolle la muestra y repita en el lado opuesto al final del corte 2.
   NOTA: Con la muestra dorsal y la nariz colocada hacia la parte posterior de BSC, las aberturas en el cráneo se asemejan a una "U" al revés.
10. Inserte los dientes de la tenacula en el cráneo en la parte inferior de la "U" y haga palanca hacia uno mismo. Exponer el extremo caudal del cerebro y el cerebelo (Figura3B).
11. Usa tijeras como una cucharada y saca todo el cerebelo desde dentro de la cavidad.
12. Usa fórceps tisulares para burlarte del tallo cerebral del foramen.

4. Método animal grande

1. Coloque el espécimen de modo que la parte dorsal del cráneo esté en contacto con la superficie de necropsia con la porción caudal del cráneo y el foramen magnum frente al técnico.
2. Inserte el cuchillo de aguja modificado en el foramen magnum entre la médula espinal y las meninges espinales en la medida de lo posible.
3. Puntuación alrededor de la médula espinal para separar el cerebelo y el tallo cerebral de las meninges espinales. Después de insertar el cuchillo a través del foramen magnum, ángulo suavemente el cuchillo para seguir a lo largo del cráneo tanto como sea posible.
4. Inserte una espátula química o una cuchara finos y largas en el espacio entre el tejido neural y las meninges espinales.
5. Sonda alrededor de la médula espinal y el cerebelo para asegurar se ha cortado la conexión con las meninges espinales.
6. Sostenga el tronco cerebral con fórceps. Con la otra mano, avance la cuchara rostrally luego dorsalmente para recoger el cerebelo. Simultáneamente tire hacia atrás en el tallo cerebral con los fórceps y sacar el cerebelo usando la cuchara.
   NOTA: Puede tomar más de un intento de recuperar el cerebelo adecuado para la prueba de la rabia.

5. Post necropsia

1. Deseche todos los materiales desechables (guantes, almohadillas, revestimientos de área de trabajo) y los tejidos no utilizados en residuos biopeligrosos.
2. Limpie y desinfecte todos los instrumentos con el método disponible (por ejemplo, lavavajillas industrial, autoclave, desinfectante químico, ebullición).
3. Limpie y desinfecte todas las superficies de trabajo con un 20% de lejía y/o un 70% de etanol.

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Resultados

Todas las muestras terrestres presentadas con cráneos entre el 31 de enero de 2019 y el 28 de febrero de 2019 tenían información sobre la presencia de un cuello y el método de necropsia recogido. Durante ese tiempo, 170 cabezas fueron necropsiadas con 18 especies representadas. 52% (89/170) fueron debidamente decapitados. El resto tenía al menos una vértebra unida, incluyendo tres especímenes de cuerpo entero. El método ventral se utilizó 75% (128/170) de la época, de los que, c...

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Discusión

Los especímenes sometidos a necropsia de rabia a menudo tienen antecedentes de signos clínicos compatibles con una enfermedad neurológica. La presencia de enfermedad clínica puede estar asociada con una variedad de trastornos, incluyendo enfermedades zoonóticas, lo que aumenta el riesgo para el personal de una infección adquirida en un laboratorio. Para reducir estos riesgos, se han implementado técnicas que disminuyen el manejo y manipulación de muestras.

Los métodos demostrados repr...

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Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Chemistry spoon	Any
Curved, sharp-blunt mayo scissors	Sklar	14-2055	Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt
Large sharp restaurant-quality carving knife	Dexter	P94848	8" Scalloped Utility Knife, white handle
Locking tumor-tenacula	Diamond Scientific and Surgicals	N/A	Czerny Tenaculum Forcep
Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide)	Dexter	P94848	Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Orthopedic mallet-hammer	Mortech	N/A	Postmortem hammer with hook
Sharp councilman orthopedic bone chisel	Shandon	60-5	Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in
Sharpened tablespoon or other long handled spoon	Any
Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth	Shandon	63-03	Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Powder-free non-latex gloves	Any
Safety glasses, goggles, or faceshield	Any
Surgery or N-95 mask	Any
Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc	Any