Techniques d'autopsie de la rage chez les grands et les petits animaux

Résumé

L'objectif de ce protocole est de démontrer des techniques d'autopsie sûres chez les petits et grands animaux afin d'obtenir des échantillons de tissus satisfaisants pour les tests de dépistage de la rage.

Résumé

Le New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory reçoit entre 6 000 et 9 000 spécimens par an et effectue des tests de dépistage de la rage pour l'ensemble de l'État, à l'exception de la ville de New York. Le laboratoire de la rage écorferme une variété d'animaux allant de la taille des chauves-souris aux bovidés. La plupart de ces spécimens sont des animaux présentant des signes neurologiques, cependant, moins de 10% effectivement testé positif pour la rage; traumatismes, lésions ou autres agents infectieux comme cause de ces symptômes. En raison du risque d'aérosol des agents infectieux non diagnostiqués, le Laboratoire de la rage n'utilise pas d'outils électriques ou de scies. Trois techniques d'autopsie seront présentées pour les animaux dont les crânes sont impénétrables avec des ciseaux. Le laboratoire a mis en œuvre ces techniques pour réduire l'exposition potentielle aux agents infectieux, éliminer la manipulation inutile de l'échantillon et réduire le temps de traitement. Les avantages d'une technique préférée par opposition à une autre sont soumis au traitement individuel formé du spécimen.

Introduction

Travailler sur le plancher d'autopsie d'un laboratoire de la rage est intrinsèquement dangereux. Parfois, les spécimens arrivent avec des piquants de porc-épic intégrés, des objets étrangers, y compris des flèches/balles/pellets ou des éclats d'os exposés qui peuvent pénétrer dans l'enveloppe d'expédition protectrice. Un emballage inadéquat peut entraîner des fuites, mettant en danger les individus qui déballent des spécimens. En plus des blessures physiques, les techniciens en autopsie risquent d'être exposés à des agents infectieux zoonotiques inconnus du SNC et aux liquides organiques des spécimens. En outre, les ectoparasites transportés par le spécimen peuvent transmettre d'autres maladies zoonotiques, comme les puces et les tiques sont couramment observées sur les animaux soumis. Selon l'emplacement géographique et les espèces concernées, les maladies exposées varient. Les arbovirus tels que le virus de l'encéphalite équine orientale (EEEV) ou le virus du Nil occidental (VNO), les maladies transmises par les tiques, y compris la maladie de Lyme ou la tularémie, les bactéries causant la fièvre Q ou la tuberculose, et les prions infectieux nom un petit nombre des dangers possibles^{1 , 2 (en) , 3}.

Le but de ces méthodes est de démontrer des techniques d'autopsie sûres et efficaces à l'aide d'instruments qui minimisent le potentiel d'aérosol contrairement aux outils électriques ou aux scies^4,5. Généralement, l'autopsie des petits animaux dans le laboratoire de la rage nécessite de couper les muscles crâniens et à l'aide d'un marteau et un ciseau pour ouvrir la partie dorsal caudale du calvarium⁶. L'enlèvement de cette zone de calvarium expose le cerveau postérieur, y compris le cervelet entier et le tronc crânien de cerveau. Des techniques d'autopsie modifiées peuvent être pratiquées sur la partie ventrale du crâne, en évitant les grands muscles crâniens et les régions plus épaisses du crâne. Cependant, ces techniques d'autopsie modifiées ne sont possibles que lorsque le spécimen est sans vertèbres cervicales.

De même, le tissu cérébral chez les grands animaux peut être enlevé en séparant les muscles crâniens et en ouvrant la partie dorsal caudale du crâne⁷. Des efforts considérables sont nécessaires pour exposer le cervelet et le tronc cérébral car les crânes des plus grands animaux sont généralement plus épais. Pour éviter de pénétrer le crâne, la tête d'un gros animal est positionnée de sorte que la partie ventro-caudale du crâne est face au technicien. À l'aide d'instruments modifiés, le cervelet et le tronc cérébral sont enlevés par le magnum foramen. Ceci est similaire à la méthode d'acquisition d'échantillons recommandée par le Laboratoire de référence de l'Union européenne tSE pour les enquêtes sur l'encéphalopathie spongiforme transmissible (TSE)⁸. Les vertèbres crâniennes doivent être enlevées à l'avance pour donner accès au magnum foramen.

L'application de ces techniques est bénéfique pour les techniciens dûment formés dans les laboratoires de la rage. Comme le laboratoire de la rage reçoit des échantillons de différentes tailles, des chauves-souris juvéniles aux chevaux de trait adultes⁹, le technicien a plusieurs méthodes à choisir en fonction de la circonstance individuelle. La méthode démontrée pour un gros animal est également appropriée pour les vétérinaires qui effectuent des nécropsies sur le terrain, puisque l'expédition d'une tête entière de gros animal pour l'essai de rage est lourde et coûteuse. La mise en œuvre de l'une ou l'autre de ces techniques améliorera la sécurité en diminuant le potentiel de production d'aérosols, en réduisant la manipulation du spécimen et en économisant le temps de traitement. Cependant, comme le domaine n'a pas les mêmes avantages qu'un laboratoire mis en place spécifiquement pour les tests de dépistage de la rage, il est essentiel que toute modification apportée à ces procédures se concentre sur la sécurité, en particulier l'utilisation d'équipements de protection individuelle (PPE).

Protocole

Toutes les méthodes décrites ont été approuvées par le Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).

1. Préparation

1. Don PPE, au minimum de protection oculaire (lunettes ou bouclier facial), masque chirurgical ou N-95, et gants non latex.
2. Préparer une aire de travail, idéalement une armoire de biosécurité (BSC), avec un revêtement de surface de travail jetable (p. ex., papier kraft ou coussinets absorbants) et des instruments d'autopsie propres (figure 1).
3. Placez le spécimen sur la surface de travail et utilisez des instruments pour le manipuler pour évaluer l'état de l'échantillon, y compris des signes de décomposition, de dommages au crâne, de dangers potentiels (p. ex. piquants de porc-épic, lames de scalpel) et de la qualité de la décapitation.

2. Méthode Ventral

REMARQUE : Lorsque le spécimen est correctement décapité à la mâchoire, le magnum de foramen et le condyle occipital seront exposés. La méthode ventrale est moins compliquée pour récupérer le cervelet et le tronc cérébral.

1. Placez le spécimen avec le côté ventral vers le haut et le nez dirigeant distally vers l'arrière du BSC.
2. Tenez un marteau orthopédique/mallet dans la main droite (si droitier) et en même temps tenez un ciseau de conseillers dans la main gauche.
3. Placez le ciseau à un angle de 45 degrés avec le point d'angle du ciseau en dirigeant entre le côté droit de l'os temporel et l'os occipital faisant une ouverture « V ».
4. Frapper le haut du ciseau avec le marteau jusqu'à ce que les deux os se séparent. Faire la coupe à côté de l'os de basephenoid.
5. Répéter sur le côté gauche de l'os temporel / os occipital (Figure 2A).
6. Pliez la zone "V" du crâne vers le bas avec le ciseau. Exposer toute la zone du rhombencephalon du cerveau (cerebellum et tronc cérébral) (Figure 2B).
7. Éteignons le tronc cérébral et le cervelet avec des ciseaux et des forceps. Enlever les morceaux restants du crâne si le tronc cérébral et le cervelet ne sont pas sortis en une seule pièce.

3. Méthode Dorsal

REMARQUE : Si le spécimen a une mauvaise décapitation (foramen magnum non visible) et que le cou ne peut pas être facilement enlevé pendant l'autopsie ou si des dommages au cervelet sont soupçonnés, la méthode dorsal doit être utilisée.

1. Placez le spécimen dorsally avec le nez dirigeant distally vers l'arrière de BSC.
2. Utilisant la tumeur tenacula, saisissez le muscle temporel gauche avec des dents de tenacula et verrouillez en serrant la poignée.
3. Couper le muscle temporel jusqu'à l'os avec un couteau à découper pointu.
4. Faites pivoter le spécimen à 180 degrés avec la tenacula et le couteau (pas la main) et répétez le processus sur le muscle temporel opposé. Exposez le crâne.
5. Placez un ciseau à un angle de 45 degrés avec le point d'angle du ciseau au centre du crâne à la jonction de l'os pariétal et intrapariétal.
6. Frapper le haut du ciseau avec un marteau jusqu'à ce qu'une ouverture horizontale soit faite sur la moitié supérieure du crâne à l'os pariétal.
7. Faites pivoter le spécimen à 180 degrés et répétez le processus du côté opposé.
8. Insérer le point du ciseau à l'extrémité de la coupe 1 (Figure 3A) et à 90 degrés d'ouverture horizontale. Frapper avec le marteau jusqu'à ce que l'ouverture atteigne l'os occipital (environ 10 cm selon la taille du spécimen).
9. Rouler le spécimen et répéter sur le côté opposé à la fin de la coupe 2.
   REMARQUE : Avec le spécimen dorsal et le nez placé vers l'arrière du BSC, les ouvertures dans le crâne ressemblent à un « U » à l'envers.
10. Insérez les dents de la tenacula dans le crâne au bas du "U" et indiscret vers soi-même. Exposer l'extrémité caudale du cerveau et du cervelet (figure 3B).
11. Utilisez des ciseaux comme une cuillère et extraire le cervelet entier de l'intérieur de la cavité.
12. Utilisez des forceps tissulaires pour taquiner le tronc cérébral du foramen.

4. Grande méthode animale

1. Placez le spécimen de manière à ce que la partie dorsale du crâne soit en contact avec la surface d'autopsie avec la partie caudale du crâne et le magnum de foramen face au technicien.
2. Insérez le couteau à talons aiguilles modifié dans le magnum foramen entre la moelle épinière et les méninges de la colonne vertébrale dans la mesure du possible.
3. Score autour de la moelle épinière pour séparer le cervelet et le cerveau tige des méninges spinales. Après que le couteau est inséré à travers le magnum foramen, angle doucement le couteau à suivre le long du crâne autant que possible.
4. Insérez une spatule de chimie ou une cuillère mince et longue manipulée dans l'espace entre le tissu neural et les méninges spinales.
5. Sonde autour de la moelle épinière et du cervelet pour s'assurer que la connexion aux méninges de la colonne vertébrale a été sectionnée.
6. Tenez le tronc cérébral avec des forceps. D'autre part, avancez la cuillère vers le haut puis doracer pour ramasser le cervelet. Simultanément tirer vers l'arrière sur le tronc cérébral avec les forceps et retirer le cervelet à l'aide de la cuillère.
   REMARQUE : Il peut prendre plus d'une tentative pour récupérer le cervelet proportionné pour l'essai de rage.

5. Post nécropsie

1. Éliminer tous les matériaux jetables (gants, tampons, revêtements de surface de travail) et les tissus inutilisés dans les déchets biodangereux.
2. Nettoyer et désinfecter tous les instruments avec la méthode disponible (p. ex. lave-vaisselle industriel, autoclave, désinfectant chimique, ébullition).
3. Nettoyez et désinfectez toutes les surfaces de travail avec 20 % d'eau de Javel et/ou 70 % d'éthanol.

Résultats

Tous les échantillons terrestres soumis avec des crânes entre le 31 janvier 2019 et le 28 février 2019 avaient des informations concernant la présence d'un cou et la méthode d'autopsie recueillie. Pendant ce temps, 170 têtes ont été nécropsiées avec 18 espèces représentées. 52 % (89/170) ont été correctement décapités. Le reste avait au moins une vertèbre attachée comprenant trois spécimens entiers de corps. La méthode ventrale a été utilisée 75% (128/170) du temps...

Discussion

Les spécimens soumis pour l'autopsie de la rage ont souvent des antécédents de signes cliniques compatibles avec une maladie neurologique. La présence de maladies cliniques peut être associée à une variété de troubles, y compris les maladies zoonotiques, ce qui augmente le risque pour le personnel d'une infection acquise en laboratoire. Pour réduire ces risques, des techniques ont été mises en œuvre qui réduisent la manipulation et la manipulation des spécimens.

Les méthodes d?...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Chemistry spoon	Any
Curved, sharp-blunt mayo scissors	Sklar	14-2055	Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt
Large sharp restaurant-quality carving knife	Dexter	P94848	8" Scalloped Utility Knife, white handle
Locking tumor-tenacula	Diamond Scientific and Surgicals	N/A	Czerny Tenaculum Forcep
Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide)	Dexter	P94848	Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Orthopedic mallet-hammer	Mortech	N/A	Postmortem hammer with hook
Sharp councilman orthopedic bone chisel	Shandon	60-5	Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in
Sharpened tablespoon or other long handled spoon	Any
Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth	Shandon	63-03	Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Powder-free non-latex gloves	Any
Safety glasses, goggles, or faceshield	Any
Surgery or N-95 mask	Any
Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc	Any