Tecniche di necropsia della rabbia negli animali grandi e piccoli

Riepilogo

L'obiettivo di questo protocollo è quello di dimostrare tecniche di necroscopia sicure in animali piccoli e grandi per ottenere campioni di tessuto soddisfacenti per i test sulla rabbia.

Abstract

Il New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory riceve tra 6.000 e 9.000 esemplari all'anno ed esegue test sulla rabbia per l'intero stato, con l'eccezione di New York City. Il laboratorio di rabbia necropsie una varietà di animali di dimensioni che vanno da pipistrelli a bovidi. La maggior parte di questi esemplari sono animali che presentano segni neurologici, tuttavia, meno del 10% effettivamente test positivo per la rabbia; che implica traumi, lesioni o altri agenti infettivi come causa di questi sintomi. A causa del rischio di aerosolizing di agenti infettivi non diagnosticati, il Laboratorio della Rabbia non utilizza strumenti di potere o seghe. Saranno presentate tre tecniche di necroscopia per gli animali i cui teschi sono impenetrabili con le forbici. Il laboratorio ha implementato queste tecniche per ridurre la potenziale esposizione agli agenti infettivi, eliminare inutili manipolazioni del campione e ridurre i tempi di elaborazione. I vantaggi di una tecnica preferita opposta ad un'altra sono soggetti all'individuo addestrato che elabora il campione.

Introduzione

Lavorare sul pavimento della necropsia di un laboratorio di rabbia è intrinsecamente pericoloso. A volte, gli esemplari arrivano con aculei di porcospino incorporati, oggetti estranei tra cui frecce / proiettili / pellet o frammenti ossei esposti che possono penetrare l'involucro di spedizione protettivo. Un imballaggio improprio può causare perdite, mettendo in pericolo gli individui che disfare i campioni. Oltre alle lesioni fisiche, i tecnici della necropsia rischiano l'esposizione a agenti infettivi zoonotici sconosciuti provenienti dal SNC e ai fluidi corporei dei campioni. Inoltre, gli ectoparassiti trasportati dall'esemplare possono trasmettere altre malattie zoonotiche, poiché le pulci e le zecche sono comunemente viste sugli animali presentati. A seconda della posizione geografica e delle specie coinvolte, le malattie esposte variano. Arbovirus come il virus dell'encefalite equina orientale (EEEV) o il virus del Nilo occidentale (WNV), le malattie trasmesse dalle zecche tra cui la malattia di Lyme o tularemia, i batteri che causano febbre Q o tubercolosi e i prioni infettivi nominano un piccolo numero dei possibili pericoli^{1 , 2 Il} nome del sistema ^{, 3}.

Lo scopo di questi metodi è quello di dimostrare tecniche di necroscopia sicure ed efficienti utilizzando strumenti che minimizzano il potenziale di aerosolizzazione a differenza degli utensili elettrici o delle seghe^4,5. Comunemente, la necropsia dei piccoli animali nel laboratorio della rabbia richiede di tagliare i muscoli cranici e di usare un martello e uno scalpello per aprire la parte dorsale caudale del calvario⁶. La rimozione di quest'area di calvario espone il cervello posteriore, compreso l'intero cervelletto e il tronco cerebrale cranico. Le tecniche di necroscopia modificate possono essere eseguite sulla parte ventrale del cranio, evitando i grandi muscoli cranici e le regioni più spesse del cranio. Tuttavia, queste tecniche di necropsia modificate sono possibili solo quando il campione è senza vertebre cervicali.

Allo stesso modo, il tessuto cerebrale in grandi animali può essere rimosso separando i muscoli cranici e aprendo la parte dorsale caudale del cranio⁷. È necessario un notevole sforzo per esporre il cervelletto e il tronco encefalico, poiché i teschi di animali più grandi sono generalmente più spessi. Per evitare di penetrare nel cranio, la testa di un grande animale è posizionata in modo che la parte ventro-caudal del cranio sia rivolta verso il tecnico. Utilizzando strumenti modificati, il cervelletto e il tronco cerebrale vengono rimossi attraverso il forame magnum. Questo è simile al metodo di acquisizione del campione raccomandato dal TSE European Union Reference Laboratory for Transmissible Spongiform Encephalopathy (TSE) indagini⁸. Le vertebre craniche devono essere rimosse in anticipo per fornire l'accesso al forame magnum.

L'applicazione di queste tecniche è vantaggiosa per i tecnici adeguatamente formati nei laboratori di rabbia. Poiché il laboratorio della rabbia riceve campioni di varie dimensioni, dai pipistrelli giovani al girone adulto⁹, il tecnico ha diversi metodi tra cui scegliere in base alla circostanza individuale. Il metodo dimostrato per un grande animale è adatto anche per i veterinari che eseguono necroscopia sul campo, poiché il trasporto di un intero capo animale di grandi dimensioni per il test della rabbia è ingombrante e costoso. L'implementazione di una di queste tecniche migliorerà la sicurezza diminuendo il potenziale della produzione di aerosol, ridurrà la movimentazione del provino e farà risparmiare tempo di lavorazione. Tuttavia, poiché il campo non presenta gli stessi vantaggi di un laboratorio specifico per la sperimentazione della rabbia, è essenziale che qualsiasi modifica apportata a queste procedure si concentri sulla sicurezza, in particolare sull'uso di dispositivi di protezione personale (PPE).

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Protocollo

Tutti i metodi descritti sono stati approvati dal Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).

1. Preparazione

1. Don PPE, al minimo protezione degli occhi (occhiali o scudo viso), maschera chirurgica o N-95, e guanti non lattice.
2. Preparare l'area di lavoro, idealmente un mobile bio-sicurezza (BSC), con una copertura di superficie di lavoro usa e getta (ad esempio, carta kraft o pastiglie assorbenti) e strumenti di necropsia puliti (Figura 1).
3. Posizionare il campione sul piano di lavoro e utilizzare strumenti per manipolarlo per valutare lo stato del campione, comprese le prove di decomposizione, danni al cranio, potenziali pericoli (ad esempio, aculei di istrici, lame di bisturi) e la qualità della decapitazione.

2. Metodo Ventrale

NOTA: Quando l'esemplare viene correttamente decapitato alla mascella, il forame magnum e il condilo occipitale saranno esposti. Il metodo ventrale è meno complicato per il recupero del cervelletto e del tronco encefalico.

1. Posizionare il campione con il lato ventrale verso l'alto e il naso dirigendo distay verso la parte posteriore della BSC.
2. Tenere un martello/ martello ortopedico nella mano destra (se destrorso) e allo stesso tempo tenere uno scalpello dei consiglieri nella mano sinistra.
3. Posizionare lo scalpello ad un angolo di 45 gradi con il punto d'angolo dello scalpello dirigendosi tra il lato destro dell'osso temporale e l'osso occipitale facendo un'apertura "V".
4. Colpire la parte superiore dello scalpello con il martello fino a quando le due ossa si separano. Effettuare il taglio adiacente all'osso basisphenoide.
5. Ripetere sul lato sinistro dell'osso temporale/occipitale (Figura 2A).
6. Piegare l'area "V" del cranio verso il basso con lo scalpello. Esporre l'intera area del rombo del cervello (cervelletto e tronco cerebrale) (Figura 2B).
7. Scoop fuori il tronco encefalico e cervelletto con forbici e pinze. Rimuovere eventuali pezzi rimanenti dal cranio se il tronco encefalico e il cervelletto non sono usciti in un unico pezzo.

3. Metodo dorsale

NOTA: Se l'esemplare ha una scarsa decapitazione (foramen magnum non visibile) e il collo non può essere facilmente rimosso durante la necropsia o se si sospetta un danno al cervelletto, il metodo dorsale deve essere utilizzato.

1. Posizionare il campione dorsalmente con il naso dirigendo distay verso la parte posteriore di BSC.
2. Utilizzando tenacula tumorale, afferrare il muscolo temporale sinistro con i denti di tenacula e bloccare stringendo la maniglia.
3. Tagliare il muscolo temporale fino all'osso con coltello da intaglio affilato.
4. Ruotare il campione di 180 gradi con tenacula e coltello (non mano) e ripetere il processo sul muscolo temporale opposto. Esporre il cranio.
5. Posizionare uno scalpello ad un angolo di 45 gradi con il punto d'angolo dello scalpello al centro del cranio nella giunzione dell'osso parietale e intraparietale.
6. Colpire la parte superiore dello scalpello con un martello fino a quando non viene fatta un'apertura orizzontale sulla metà superiore del cranio all'osso parietale.
7. Ruotare il campione di 180 gradi e ripetere il processo sul lato opposto.
8. Inserire il punto dello scalpello alla fine del taglio 1 (Figura 3A) e a 90 gradi di apertura orizzontale. Colpire con il martello fino a raggiungere l'osso occipitale (circa 10 cm a seconda delle dimensioni del campione).
9. Rotolare il campione e ripetere sul lato opposto alla fine del taglio 2.
   NOTA: Con il campione dorsale e il naso posizionati verso la parte posteriore della BSC, le aperture nel cranio assomigliano a una "U" capovolta.
10. Inserire i denti della tenacula nel cranio nella parte inferiore della "U" e pry verso se stessi. Esporre l'estremità caudale del cervello e il cervelletto (Figura 3B).
11. Utilizzare le forbici come uno scoop e ricavare l'intero cervelletto dall'interno della cavità.
12. Utilizzare pinze tissutali per prendere in giro il cervello derivano dal forame.

4. Grande metodo animale

1. Posizionare il campione in modo che la parte dorsale del cranio sia a contatto con la superficie necroscolina con la porzione caudale del cranio e il foramen magnum rivolto verso il tecnico.
2. Inserire il coltello a spillo modificato nel forame magnum tra il midollo spinale e le meningi spinali, per quanto possibile.
3. Punteggio intorno al midollo spinale per separare il cervelletto e il cervello derivano dalle meningi spinali. Dopo che il coltello è stato inserito attraverso il foramen magnum, angolare delicatamente il coltello per seguire lungo il cranio il più possibile.
4. Inserire una spatola chimica o sottile, cucchiaio lungo manico nello spazio tra il tessuto neurale e le meningi spinali.
5. Sonda intorno al midollo spinale e cervelletto per garantire il collegamento con le meningi spinali sono stati interrotti.
6. Tenere il tronco encefalico con le pinze. Con l'altra mano, far avanzare il cucchiaio squillo poi dorsalmente per raccogliere il cervelletto. Contemporaneamente tirare indietro sul tronco encefalico con le pinze e raccogliere il cervelletto utilizzando il cucchiaio.
   NOTA: Potrebbe essere necessario più di un tentativo di recupero di cervelletto adeguato per i test sulla rabbia.

5. Post necropsia

1. Smaltire tutti i materiali monouso (guanti, tamponi, rivestimenti delle aree di lavoro) e i tessuti inutilizzati nei rifiuti biopericolosi.
2. Pulire e disinfettare tutti gli strumenti con metodo disponibile (ad esempio, lavastoviglie industriale, autoclave, disinfettante chimico, ebollizione).
3. Pulire e disinfettare tutte le superfici di lavoro con il 20% di candeggina e/o 70% di etanolo.

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Risultati

Tutti i campioni terrestri presentati con teschi tra il 31 gennaio 2019 e il 28 febbraio 2019 avevano informazioni sulla presenza di un collo e sul metodo di necropsia raccolto. Durante questo periodo, 170 teste sono state necropsied con 18 specie rappresentate. Il 52% (89/170) è stato correttamente decapitato. Il resto aveva almeno una vertebra attaccata, tra cui tre esemplari interi. Il metodo ventrale è stato utilizzato il 75% (128/170) del tempo, di quelli, colli erano presenti su 4...

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Discussione

Le spettri presentate per la necropsia hanno spesso una storia di segni clinici compatibili con una malattia neurologica. La presenza di malattie cliniche può essere associata a una varietà di disturbi, tra cui malattie zoonotiche, aumentando il rischio per il personale di un'infezione acquisita in laboratorio. Per ridurre questi rischi, sono state implementate tecniche che riducono la manipolazione e la manipolazione dei campioni.

I metodi dimostrati rappresentano un evento di necropsia per...

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Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Chemistry spoon	Any
Curved, sharp-blunt mayo scissors	Sklar	14-2055	Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt
Large sharp restaurant-quality carving knife	Dexter	P94848	8" Scalloped Utility Knife, white handle
Locking tumor-tenacula	Diamond Scientific and Surgicals	N/A	Czerny Tenaculum Forcep
Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide)	Dexter	P94848	Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Orthopedic mallet-hammer	Mortech	N/A	Postmortem hammer with hook
Sharp councilman orthopedic bone chisel	Shandon	60-5	Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in
Sharpened tablespoon or other long handled spoon	Any
Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth	Shandon	63-03	Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Powder-free non-latex gloves	Any
Safety glasses, goggles, or faceshield	Any
Surgery or N-95 mask	Any
Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc	Any