Tollwut-Nekropsie-Techniken bei großen und kleinen Tieren

Zusammenfassung

Ziel dieses Protokolls ist es, sichere Nekropsietechniken bei kleinen und großen Tieren zu demonstrieren, um zufriedenstellende Gewebeproben für Tollwuttests zu erhalten.

Zusammenfassung

Das Tollwutlabor des New York State Department of Health (NYSDOH) erhält jährlich zwischen 6.000 und 9.000 Exemplare und führt Tollwuttests für den gesamten Bundesstaat durch, mit Ausnahme von New York City. Das Tollwut-Labor nekroropisiert eine Vielzahl von Tieren von Fledermäusen bis zu Bovids. Die meisten dieser Exemplare sind Tiere, die neurologische Symptome aufweisen, jedoch testen weniger als 10% tatsächlich positiv auf Tollwut; Trauma, Läsionen oder andere Infektionserreger als Ursache dieser Symptome. Aufgrund des Risikos, nicht diagnostizierte Infektionserreger zu aerosolisieren, verwendet das Tollwutlabor keine Elektrowerkzeuge oder Sägen. Für Tiere, deren Schädel mit einer Schere undurchdringlich sind, werden drei Nekropsietechniken vorgestellt. Das Labor hat diese Techniken implementiert, um die potenzielle Exposition gegenüber Infektionserregern zu verringern, unnötige Manipulationen der Probe zu vermeiden und die Verarbeitungszeit zu verkürzen. Die Vorteile einer bevorzugten Technik im Gegensatz zu einer anderen unterliegen der geschulten Einzelverarbeitung der Probe.

Einleitung

Die Arbeit am Nekropsieboden eines Tollwutlabors ist von Natur aus gefährlich. Manchmal kommen Proben mit eingebetteten Stachelschwein-Quills, Fremdkörpern wie Pfeilen/Bullets/Pellets oder freiliegenden Knochenscherben an, die in die schützende Versandfolie eindringen können. Unsachgemäße Verpackungen können zu Leckagen führen und Personen gefährden, die Proben auspacken. Neben körperlichen Verletzungen riskieren Nekropsietechniker die Exposition gegenüber unbekannten zoonotischen Infektionserregern aus dem ZNS und Körperflüssigkeiten der Proben. Darüber hinaus können Von der Probe getragene Ektoparasiten andere Zoonoseerkrankungen übertragen, da Flöhe und Zecken häufig bei eingereichten Tieren zu sehen sind. Je nach geographischer Lage und Arten betroffen die Krankheiten ausgesetzt variieren. Arboviren wie Eastern Equine Encephalitis Virus (EEEV) oder West-Nil-Virus (WNV), Zecken übertragene Krankheiten einschließlich Lyme-Borreliose oder Tularämie, Bakterien verursachen Q-Fieber oder Tuberkulose, und infektiöse Prionen nennen eine kleine Anzahl der möglichen Gefahren^{1 , 2 , 3}.

Der Zweck dieser Methoden ist es, sichere und effiziente Nekropsie-Techniken mit Instrumenten zu demonstrieren, die das Potenzial für Aerosolisierung im Gegensatz zu Elektrowerkzeugen oder Sägen minimieren^4,5. Üblicherweise erfordert die Nekropsie von Kleintieren im Tollwutlabor das Abschneiden der Schädelmuskeln und die Verwendung von Hammer und Meißel, um den kaudalen dorsalen Teil des Kalbs zu öffnen⁶. Entfernen dieses Bereichs von Calvarium setzt das Hinterhirn, einschließlich der gesamten Kleinhirn und Schädel Hirnstamm. Modifizierte Nekropsietechniken können auf dem ventralen Teil des Schädels durchgeführt werden, um die großen Schädelmuskeln und dickere Bereiche des Schädels zu vermeiden. Diese modifizierten Nekropsietechniken sind jedoch nur möglich, wenn die Probe ohne Halswirbel ist.

Ebenso kann Hirngewebe bei großen Tieren entfernt werden, indem die Schädelmuskeln getrennt und der kaudale dorsale Teil des Schädels geöffnet wird⁷. Erhebliche Anstrengungen sind erforderlich, um das Kleinhirn und den Hirnstamm freizulegen, da die Schädel größerer Tiere in der Regel dicker sind. Um ein Eindringen in den Schädel zu vermeiden, wird der Kopf eines großen Tieres so positioniert, dass der ventrokaudale Teil des Schädels dem Techniker zugewandt ist. Mit modifizierten Instrumenten werden Kleinhirn und Hirnstamm durch das Foramen magnum entfernt. Dies ähnelt der vom TSE-Referenzlabor der Europäischen Union für transmissible spongiforme Enzephalopathie (TSE)-Untersuchungen empfohlenen Methode zur Probenerfassung⁸. Cranial Wirbel sollten vorher entfernt werden, um den Zugang zum Foramen magnum zu ermöglichen.

Die Anwendung dieser Techniken ist für entsprechend ausgebildete Techniker in Tollwutlaboratorien von Vorteil. Da das Tollwutlabor Proben in verschiedenen Größen erhält, von Jungfledermäusen bis hin zu erwachsenen Zugpferden⁹, hat der Techniker mehrere Methoden zur Auswahl, die auf den individuellen Umständen basieren. Die Methode, die für ein großes Tier demonstriert wird, ist auch für Tierärzte geeignet, die Nekropsien auf dem Feld durchführen, da die Verschiffung eines ganzen großen Tierkopfes für Tollwuttests umständlich und kostspielig ist. Die Implementierung dieser Techniken wird die Sicherheit verbessern, indem das Potenzial der Aerosolproduktion verringert, der Umgang mit der Probe reduziert und Verarbeitungszeit gespart wird. Da das Feld jedoch nicht die gleichen Vorteile hat wie ein Labor, das speziell für Tollwuttests eingerichtet wurde, ist es von wesentlicher Bedeutung, dass sich alle Änderungen an diesen Verfahren auf die Sicherheit konzentrieren, insbesondere auf die Verwendung persönlicher Schutzausrüstungen (PSA).

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Protokoll

Alle beschriebenen Methoden wurden vom Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt.

1. Vorbereitung

1. Don PPE, bei minimalem Augenschutz (Brille oder Gesichtsschutz), chirurgische oder N-95-Maske und Nicht-Latex-Handschuhe.
2. Vorbereiten des Arbeitsbereichs, idealerweise eines Biosicherheitsschranks (BSC), mit Einweg-Arbeitsflächenbelag (z. B. Kraftpapier oder saugfähige Pads) und sauberen Nekropsieinstrumenten (Abbildung1).
3. Legen Sie die Probe auf die Arbeitsfläche und verwenden Sie Instrumente, um sie zu manipulieren, um den Zustand der Probe zu bewerten, einschließlich Desviduz, Schädelschädigung, potenzielle Gefahren (z. B. Stachelschweinfedern, Skalpellklingen) und die Qualität der Enthauptung.

2. Ventral-Methode

HINWEIS: Wenn die Probe an der Kieferlinie ordnungsgemäß enthauptet wird, werden das Foramen magnum und die okzipitale Kondyle freigelegt. Die ventrale Methode ist weniger kompliziert für das Abrufen des Kleinhirns und des Hirnstamms.

1. Positionieren Sie die Probe mit der ventralen Seite nach oben und der Nase, die sich distally auf den Rücken von BSC richtet.
2. Halten Sie einen orthopädischen Hammer/Mallet in der rechten Hand (wenn rechtshändig) und halten Sie gleichzeitig einen Ratsmeißel in der linken Hand.
3. Positionieren Sie den Meißel in einem 45°-Winkel mit dem Eckpunkt des Meißels, der zwischen der rechten Seite des temporalen Knochens und dem okzipitalen Knochen eine "V"-Öffnung macht.
4. Schlagen Sie die Oberseite des Meißels mit dem Hammer, bis sich die beiden Knochen trennen. Machen Sie den Schnitt neben dem BasisphenoidKnochen.
5. Wiederholen Sie dies auf der linken Seite des temporalen Knochens/Okzipitalknochens (Abbildung 2A).
6. Biegen Sie den "V" Bereich des Schädels nach unten mit dem Meißel. Belichten Sie den gesamten Rhombencephalonbereich des Gehirns (Kleinhirn und Hirnstamm) (Abbildung 2B).
7. Aushöhlen Sie den Hirnstamm und Kleinhirn mit Schere und Zange. Entfernen Sie alle verbleibenden Stücke aus dem Schädel, wenn der Hirnstamm und das Kleinhirn nicht in einem Stück herauskamen.

3. Dorsale Methode

HINWEIS: Wenn die Probe eine schlechte Enthauptung hat (foramen magnum nicht sichtbar) und der Hals während der Nekropsie nicht leicht entfernt werden kann oder wenn eine Schädigung des Kleinhirns vermutet wird, sollte die dorsale Methode verwendet werden.

1. Positionieren Sie die Probe dorsal mit der Nase, die distally auf den Rücken von BSC gerichtet ist.
2. Mit Tumor tenacula, greifen Sie den linken zeitlichen Muskel mit Zähnen von Tenacula und sperren, indem Sie den Griff drücken.
3. Schneiden Sie den zeitlichen Muskel bis auf den Knochen mit scharfen Schnitzmesser.
4. Drehen Sie die Probe um 180° mit Tenacula und Messer (nicht Hand) und wiederholen Sie den Prozess auf dem gegenüberliegenden zeitlichen Muskel. Setzen Sie den Schädel aus.
5. Positionieren Sie einen Meißel in einem 45°-Winkel mit dem Eckpunkt des Meißels in der Mitte des Schädels an der Stelle des parietalen und intraparietalen Knochens.
6. Schlagen Sie die Oberseite des Meißels mit einem Hammer, bis eine horizontale Öffnung auf der oberen Hälfte des Schädels an parietalen Knochen gemacht wird.
7. Drehen Sie die Probe um 180° und wiederholen Sie den Vorgang auf der gegenüberliegenden Seite.
8. Setzen Sie den Punkt des Meißels in das Ende des Schnitts 1 (Abbildung 3A) und bei 90° der horizontalen Öffnung ein. Schlagen Sie mit dem Hammer, bis die Öffnung okzipitalen Knochen erreicht (ca. 10 cm je nach Größe der Probe).
9. Die Probe rollen und auf der gegenüberliegenden Seite am Ende von Schnitt 2 wiederholen.
   HINWEIS: Mit Exemplar dorsal und Nase in Richtung der Rückseite von BSC positioniert, die Öffnungen im Schädel ähneln einem umgedrehten "U".
10. Setzen Sie die Zähne der Tenacula in den Schädel an der Unterseite des "U" und hebeln Sie sich selbst an. Expose das kaudale Ende des Großhirns und des Kleinhirns (Abbildung 3B).
11. Verwenden Sie die Schere als Schaufel und hebeln Sie das gesamte Kleinhirn aus dem Hohlraum heraus.
12. Verwenden Sie Gewebezangen, um den Hirnstamm aus dem Foramen herauszukitzeln.

4. Große Tiermethode

1. Positionieren Sie die Probe so, dass der dorsale Teil des Schädels mit der Nekropsieoberfläche in Kontakt mit dem kaudalen Teil des Schädels und Foramen magnum gegenüber dem Techniker steht.
2. Setzen Sie das modifizierte Stilettomesser so weit wie möglich in das Foramenmagnum zwischen Rückenmark und Rückenmarksmeningen ein.
3. Score um das Rückenmark, um das Kleinhirn und Gehirn Stamm von den Spinalmeningen zu trennen. Nachdem das Messer durch das Foramen magnum eingeführt wurde, winkeln Sie das Messer vorsichtig, um so weit wie möglich am Schädel entlang zu folgen.
4. Legen Sie einen Chemiespachtel oder einen dünnen, lang gehandhabten Löffel in den Raum zwischen Dem Neuralgewebe und den Spinalmeningen ein.
5. Sonde um das Rückenmark und Kleinhirn, um sicherzustellen, dass die Verbindung zu den Wirbelsäulenmeningen durchtrennt wurde.
6. Halten Sie den Hirnstamm mit Zange. Mit der anderen Hand, den Löffel rostral dann dorsal vorrücken, um das Kleinhirn zu schöpfen. Ziehen Sie gleichzeitig mit der Zange auf den Hirnstamm zurück und schaufeln Sie das Kleinhirn mit dem Löffel aus.
   HINWEIS: Es kann mehr als einen Versuch dauern, um angemessenes Kleinhirn für Tollwuttests zurückzugewinnen.

5. Postnekropsie

1. Entsorgen Sie alle Einwegmaterialien (Handschuhe, Pads, Arbeitsbereichsbeläge) und ungenutzte Gewebe in biogefährlichen Abfällen.
2. Reinigen und desinfizieren Sie alle Instrumente mit dem verfügbaren Verfahren (z.B. industrielle Spülmaschine, Autoklav, chemisches Desinfektionsmittel, Kochen).
3. Reinigen und desinfizieren Sie alle Arbeitsflächen mit 20% Bleichmittel und/oder 70% Ethanol.

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Ergebnisse

Alle terrestrischen Proben, die zwischen dem 31. Januar 2019 und dem 28. Februar 2019 mit Schädeln eingereicht wurden, hatten Informationen über das Vorhandensein eines Halses und die Methode der Nekropsie gesammelt. In dieser Zeit wurden 170 Köpfe mit 18 vertretenen Arten verkropiert. 52% (89/170) wurden ordnungsgemäß enthauptet. Die übrigen hatten mindestens einen Wirbel, darunter drei Ganzkörperproben, angebracht. Die ventrale Methode wurde 75% (128/170) der Zeit verwendet, davo...

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Diskussion

Proben, die für Tollwutnekropsie eingereicht werden, haben oft eine Vorgeschichte von klinischen Symptomen, die mit einer neurologischen Erkrankung vereinbar sind. Das Vorhandensein einer klinischen Erkrankung kann mit einer Vielzahl von Erkrankungen verbunden sein, einschließlich Zoonoseerkrankungen, was das Risiko für das Personal einer im Labor erworbenen Infektion erhöht. Um diese Risiken zu reduzieren, wurden Techniken implementiert, die den Umgang mit und die Manipulation von Proben verringern.

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Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Chemistry spoon	Any
Curved, sharp-blunt mayo scissors	Sklar	14-2055	Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt
Large sharp restaurant-quality carving knife	Dexter	P94848	8" Scalloped Utility Knife, white handle
Locking tumor-tenacula	Diamond Scientific and Surgicals	N/A	Czerny Tenaculum Forcep
Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide)	Dexter	P94848	Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Orthopedic mallet-hammer	Mortech	N/A	Postmortem hammer with hook
Sharp councilman orthopedic bone chisel	Shandon	60-5	Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in
Sharpened tablespoon or other long handled spoon	Any
Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth	Shandon	63-03	Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Powder-free non-latex gloves	Any
Safety glasses, goggles, or faceshield	Any
Surgery or N-95 mask	Any
Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc	Any