Un modelo inmunológico para el trasplante heterotópico de células musculares cardíacas y cardíacas en ratas

Resumen

Describimos un modelo de trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratas, lo que implica modificaciones de las estrategias actuales, que conducen a un enfoque quirúrgico simplificado. Además, describimos un nuevo modelo de rechazo mediante inyección en la oreja de células musculares cardíacas vitales, permitiendo análisis inmunológicos de trasplante adicionales en ratas.

Resumen

El trasplante de corazón heterotópico en ratas ha sido un modelo comúnmente utilizado para diversos estudios inmunológicos durante más de 50 años. Se han notificado varias modificaciones desde la primera descripción en 1964. Después de 30 años de realizar un trasplante de corazón heterotópico en ratas, hemos desarrollado un enfoque quirúrgico simplificado, que se puede enseñar y realizar fácilmente sin más entrenamiento quirúrgico o antecedentes.

Después de la disección de la aorta ascendente y la arteria pulmonar y la ligadura de venas carales y pulmonares superiores e inferiores, el corazón del donante se cosecha y posteriormente se recoge con solución salina helada suplementada con heparina. Después de sujetar e incentivar los vasos abdominales receptores, la aorta ascendente del donante y la arteria pulmonar se anastomosed a la aorta abdominal receptora y vena cava inferior, respectivamente, utilizando suturas de funcionamiento continuo.

Dependiendo de las diferentes combinaciones donante-receptor, este modelo permite analizar el rechazo agudo o crónico de aloinjertos. La importancia inmunológica de este modelo se ve reforzada por un enfoque novedoso de la inyección en la oreja de células musculares cardíacas vitales y el análisis posterior del drenaje del tejido linfático cervical.

Introducción

El trasplante de corazón heterotópico es un modelo experimental frecuentemente utilizado para diferentes investigaciones sobre tolerancia al trasplante, rechazo agudo y crónico de aloinjertos, lesión isquérica-reperfusión, perfusión de máquinas o remodelación cardíaca. Entre otras ventajas, la función del injerto puede ser monitoreada no invasivamente por palpación y la falla del injerto no conduce a un deterioro vital del receptor en contraste con otros órganos, como riñones o hígados.

En 1964, Abbott et al. describieron inicialmente el trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratas¹. Más tarde, en 1966, la técnica de extremo a lado para las anastomosis fue descrita por Tomita et al.². Las bases para el modelo utilizado actualmente fueron reportadas por Ono y Lindsey en 1969^3. Durante las últimas décadas, se han publicado varias modificaciones para crear diferentes tipos de injertos cardíacos ventriculares izquierdos descargados, parcialmente cargados o cargados, incluyendo el trasplante heterotópico combinado de corazón-pulmón^4,5,6. Para los análisis inmunológicos se realiza con mayor frecuencia un trasplante de injerto cardíaco cargado sin volumen. En este caso, el flujo sanguíneo entra retrógradamente en la aorta ascendente del donante y posteriormente en las arterias coronarias. El drenaje venoso ocurre a lo largo del seno coronario en la aurícula derecha y el ventrículo(Figura 1A-B). Por lo tanto, el ventrículo izquierdo está excluido del flujo sanguíneo, aparte de las cantidades marginales de sangre de las venas de Tebesía. Esto también lo convierte en un modelo útil para estudiar los mecanismos fisiopatológicos durante la terapia del dispositivo de asistencia ventricular izquierda⁷.

El trasplante de corazón heterotópico se ha realizado en diversas especies, incluyendo ratones, conejos, cerdos e incluso se ha utilizado como dispositivo de asistencia uni- o biventricular en humanos^8,9,10,11. La rata todavía representa un animal experimental popular para los modelos de trasplante, especialmente porque los tiempos de supervivencia del injerto para diferentes combinaciones de cepas de rata han sido bien definidos en el pasado y un gran número de reactivos inmunológicos son accesibles^12,13. A diferencia de los ratones, las ratas son más grandes, lo que hace que la cirugía y el acceso al tejido linfático para análisis inmunológicos sean más factibles^12. Además, la introducción de tecnologías de clonación comercial en ratas en los últimos años probablemente conducirá a un interés recurrente en los modelos experimentales de ratas¹⁴.

En general, los injertos cardíacos heterotópicos se pueden unir a los vasos receptores ya sea mediante la realización de anastomosis cervical o abdominal. Sin embargo, algunos estudios sugieren que una anastomosis femoral facilita una mejor monitorización debido a un mejor acceso a la palpación manual o ecocardiografía transfemoral y, por lo tanto, permite una detección más precisa de la falla del injerto^15,,16.

Se ha demostrado que no hay diferencia con respecto al tiempo de operación, la tasa de complicaciones, el resultado y el tiempo de supervivencia del injerto entre ambas técnicas de anastomosis^17. Evidentemente, debe mencionarse la disponibilidad de un número suficiente de ganglios linfáticos drenantes como un beneficio de la anastomosis cervical; sin embargo, se requieren períodos de entrenamiento más largos. Por el contrario, la anastomosis abdominal es menos complicada e igualmente valiosa para las investigaciones inmunológicas, especialmente cuando se combina con los resultados de un método novedoso de inyección en la oreja de células musculares cardíacas alogénicas y posterior linfadenectomía cervical. Una combinación de ambos modelos ofrece un amplio espectro de análisis inmunológicos postintervencionales.

El siguiente protocolo se refiere a operar en pares de cirujanos con el fin de reducir el tiempo de isquemia. Sin embargo, todos los experimentos pueden ser realizados por una sola persona. La configuración de instrumentos y materiales para la explantación e implantación de los corazones se muestra en la Figura 2A-B.

Protocolo

Todas las experiencias animales se han realizado de acuerdo con las directrices de la Junta local de revisión de animales de ética de las autoridades regionales para la protección de los consumidores y la seguridad alimentaria de Baja Sajonia (LAVES, Oldenburg, Alemania) con las instrucciones de aprobación 12/0768 y 17/2472.

1. Explantación y perfusión de corazón

NOTA: Como donantes de injertos, se utilizaron ratas hembra o macho según una edad de 7-22 semanas.

1. Anestetizar la rata donante por inhalación de isoflurano (inducción al 5% y mantenimiento al 3% con un flujo O₂ de 1 L/min). Inyectar 5 mg de Carprofeno por vía subcutánea por kg de peso corporal para la analgesia perioperatoria y comprobar la ausencia del reflejo de abstinencia de pellizcar del dedo del dedo del dedo del dedo del tiempo.
2. Aplique lubricante para los ojos y retire el pelaje abdominal y torácico con una cortadora mecánica.
3. Colocar el donante en posición supina, fijar las extremidades en la base de la mesa de operaciones con bandas elásticas y esterilizar la piel con 70% de etanol u otra alternativa suficiente.
4. Incisar la piel en dirección longitudinal y después de la aplicación de anestésicos locales (p. ej., lidocaína 0,2%) realizar una laparotomía mediana mediante tijeras.
5. Inserte retractores, movilice el intestino a la izquierda del donante y exponga la vena cava inferior con hisopos de algodón esterilizados.
6. Para la anticoagulación, inyectar 500 UI de heparina disuelta en 1 ml de solución salina isotónica helada por vía intravenosa mediante la perforación de la vena cava inferior. Detener el sangrado en el lugar de la punción por compresión ligera con un hisopo de algodón después de la retracción de la aguja(Figura 3A).
7. Incise el diafragma y realice toracotomía lateral a ambos lados del donante.
8. Ancle la pared ventral movilizada del tórax a la mesa de operaciones.
9. Retire el pericardio y el nervio vagal mediante una preparación contundente utilizando dos soportes de microagujas.
10. Realizar la transección de los vasos abdominales con el fin de exsanguinar al donante y descargar el corazón.
11. Inserte la rama contundente de una sonda apuntando tijeras en los transvers pericárdicos senos parano y separe la aorta ascendente y la arteria pulmonar lo más distal posible bajo la tracción caudal ligera del corazón con una compresa humecida(Figura 3B).
12. Colocar una sola ligadura 5-0 alrededor de la vena cava superior e inferior y las venas pulmonares y apretarla lo más dorsal posible(Figura 3C).
13. Cortar el tejido dorsal a la ligadura y extraer el corazón (Figura 3D).
14. Perfunde el corazón explantado con una cánula de 18 G de un catéter intravenoso a través de la aorta ascendente y la arteria pulmonar con 30 ml de solución salina de isotona helada suplementada con 1000 UI de heparina y coloque el corazón en un tubo de 15 ml lleno de solución salina en hielo(Figura 3E-F).

2. Implantación del corazón

NOTA: Como receptores, se utilizaron ratas hembra o macho de 10-14 semanas de edad. Los donantes y los receptores coincidían aproximadamente con el peso.

1. Realizar anestesia de la rata receptora utilizando también inhalación de isoflurano (inducción al 5% y mantenimiento al 1,5-2% con un flujo de O₂ de 1 L/min). Inyectar 5 mg de Carprofeno por vía subcutánea por kg de peso corporal para la analgesia perioperatoria y comprobar la ausencia del reflejo de abstinencia de pellizcar del dedo del dedo del dedo del dedo del tiempo.
2. Aplicar lubricante para los ojos, quitar el pelaje abdominal, fijar las extremidades y esterilizar la piel de forma análoga a la preparación del donante. Para obtener un resultado postoperatorio óptimo, realice la operación en una estera de calentamiento para evitar la hipotermia intraoperatoria.
3. Después de la incisión longitudinal de la piel, aplicar un anestésico local, como lidocaína (0,2%), en la fascia abdominal. Abra la cavidad abdominal mediante la laparotomía mediana e inserte retractores.
4. Movilice el intestino a la parte superior izquierda del receptor y colóquelo en una compresa caliente y húmeda.
5. Después de movilizar el duodeno y el jejunum proximal, respectivamente, utilizando el microscopio quirúrgico (o gafas de aumento) con un aumento de 5-7x, exponer la aorta abdominal y la vena cava inferior mediante una preparación contundente con hisopos de algodón. No separe los vasos abdominales.
6. Elevar los vasos abdominales utilizando dos micro portaagujas sin dañar las venas lumbares y colocar la abrazadera vascular Cooley(Figura 4A).
7. Perforar los vasos abdominales con una cánula arqueada de 30-45o de 27 G(Figura 4B).
8. Agrandar el sitio de punción utilizando tijeras Potts para crear una incisión longitudinal que coincida con el tamaño del lumen de los vasos donantes(Figura 4C-D)y perfumar los vasos receptores con solución salina con el fin de eliminar coágulos y prevenir la trombosis postoperatoria.
9. Coloque el injerto en el situs y fije la aorta ascendente del donante a la aorta abdominal receptora por dos simples puntos interrumpidos (8-0 monofilamento sutura no resorbable) en la esquina craneal y caudal de la incisión longitudinal(Figura 4E).
10. Anastomosa la aorta ascendente del donante con la aorta abdominal del receptor por un correr 8-0 sutura monofilamento en dos pasos: en primer lugar, colocar el injerto a la derecha de los vasos receptores y realizar la primera mitad de la anastomosis(Figura 4E). Posteriormente, coloque el injerto a la izquierda de los vasos receptores y realice la segunda mitad de la anastomosis(Figura 4F).
11. Fijar la arteria pulmonar del donante a la vena cava inferior de forma análoga a la anastomosis aortal (8-0 monofilamento sutura no resorbable). Suturar la primera mitad de la anastomosis venosa del lado intraluminal del recipiente(Figura 4G-H).
12. Enjuague las anastomosas con salina directamente antes de apretar los nudos para evitar la embolia periférica.
13. Coloque una gasa hemostática alrededor de ambas anastomosas y suelte cuidadosamente la abrazadera vascular Cooley para que pueda comenzar la reperfusión del injerto. Manipule el sangrado a lo largo de las anastomosas mediante una ligera compresión con hisopos de algodón esterilizados.
    NOTA: El injerto debe comenzar a latir después de alrededor de 60 s.
14. Reemplazar el intestino en un meandro como la moda. Asegúrese de que no haya malrotaciones del radio mesentérico para prevenir la necrosis intestinal u obstrucción mecánica.
15. Cierre los músculos abdominales/fascia y la piel por separado usando suturas continuas de 3-0 polifilamento.

3. Cuidado postoperatorio

1. Para la analgesia postoperatoria, suministre a los receptores una inyección subcutánea adicional de 5 mg de Carprofeno por kg de peso corporal el primer día postoperatorio (POD). Además, añadir 1 g de Metamizol a 500 ml de agua potable hasta el tercer POD.
2. Comience a monitorear la función del injerto cardíaco por palpación abdominal diaria en el tercer POD.
   NOTA: En caso de fallo del injerto antes del tercer POD, se debe considerar una falla quirúrgica en lugar de inmunológica. Sin embargo, esto, por supuesto, depende de la combinación de cepas elegida y del modelo inmunológico respectivo (por ejemplo, el rechazo hiperagudo después de la inmunización previa).
3. Después del rechazo del injerto, extraiga tejidos como los ganglios linfáticos retroperitoneales drenantes craneales de las anastomosas, el bazo, la sangre, el timo y el injerto para análisis inmunológicos adicionales a través de la citometría de flujo o inmunohistoquímica.

4. Digestión enzimática del corazón y inyección subcutánea de células cardíacas en el oído

1. Realizar la explantación cardíaca y la perfusión de forma análoga al trasplante de corazón heterotópico (ver paso 1).
2. Triturar el corazón en bloques de 3 mm x 3 mm usando un bisturí estéril o tijeras estériles e incubarlo durante 30 min a 37 oC en medio de cultivo que contenga 0,5 mg/ml de colágeno.
   NOTA: Es importante utilizar un medio de cultivo que contenga penicilina, estreptomicina y glutamina sin suero fetal de ternero (FCS), especialmente porque fcS inhibe la digestión de la colagenasa.
3. Agregue el tejido digerido a un tamiz de poros grandes, mientras que la eliminación del medio de cultivo y la pica a fondo para obtener una suspensión de las células musculares cardíacas vitales, en su mayoría células cardíacas muertas y las células sanguíneas restantes. Lave la suspensión celular dos veces con solución salina isotónica estéril.
   NOTA: Ajustes de centrifugación: 10 min, 200 x g, 20 oC
4. Filtrar la suspensión con un colador de células de 40 m y recoger las fugas celulares vitales mediante el lavado del colador celular con 5-10 ml de solución salina isotónica.
5. Después de la centrifugación, resuspenda las células musculares cardíacas en solución salina disuelta a una concentración de 5x10⁵ células/ml y extraiga la solución celular en una jeringa de 1 ml.
6. Realizar anestesia de forma análoga al protocolo descrito para la narcosis receptora (ver paso 2) para el trasplante cardíaco heterotópico.
7. Coloque el recipiente en una posición lateral y fije la oreja con un dedo con cinta adhesiva de doble cara(Figura 5A).
8. Inyectar 20 l de la solución de células musculares cardíacas (que contiene 1 x 10⁴ células) a través de una cánula de 27 G s.c. cerca de los vasos capilares visuales en el oído del receptor(Figura 5B).
9. Después de un período de observación definido (dependiendo de la combinación de tensión elegida y la fuerza del rechazo), extraiga los ganglios linfáticos cervicales drenantes y realice análisis adicionales como citometría de flujo o cocultivos(Figura 5C).
   NOTA: Además, se puede realizar un análisis histológico del pinna para determinar la infiltración celular.

Resultados

En el pasado, se han abordado diferentes cuestiones inmunológicas sobre la base del modelo, que fue validado en el grupo de trabajo por más de 500 trasplantes con una tasa de supervivencia de más del 95%^{13,,18,,19,,20,,21,,22,,23,}

Discusión

El método descrito anteriormente de trasplante cardíaco heterotópico en ratas se basa principalmente en la descripción de Ono y Lindsey en 1969³. Desde entonces, se han introducido varias modificaciones en varias especies que conducen a una amplia diversidad de este modelo. Combinando varias de estas modificaciones e introduciendo nuestra propia experiencia resultante de más de 30 años de realización de trasplantes de corazón heterotópicos en el laboratorio, creamos un enfoque quirúrgico...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Anesthesia device (including isoflurane vaporizer)	Summit Anesthesia Solutions	No Catalog Number available
Cannula (27 G)	BD Microlance	302200
Carprofen	Pfizer	Rimadyl 50 mg/mL
Cellstar Tubes (15 mL)	GreinerBioOne	188271
Cell strainer (40 µm)	BD Falcon	2271680
Collagenase Type CLSII	Biochrome	C2-22
Compresses 5x5 cm	Fuhrmann	31501
Compresses 7.5x7.5 cm	Fuhrmann	31505
Cotton swabs	Heinz Herenz Medizinalbedarf	1032128
Dexpathenol (5 %)	Bayer	"Bepanthen"
DPBS BioWhittaker	Lonza	17-512F
Forceps	B. Braun	Aesculap BD557R
Forceps	B. Braun	Aesculap BD313R
Forceps	B. Braun	Aesculap BD35
Heating mat	Gaymar Industries	"T/Pump"
Hemostatic gauze	Ethicon	Tabotamp
Heparin-Natrium 25 000 I.E.	Ratiopharm	No Catalog Number available
Isofluran CP	CP-Pharma	No Catalog Number available
Large-pored sieve (stainless steel)	Forschungswerkstätten Hannover Medical School	No Catalog Number available
Lidocaine	Astra Zeneca	2 % Xylocain
Metamizol-Natrium	Ratiopharma	Novaminsulfon 500 mg/mL
Micro forceps	B. Braun	Aesculap BD3361
Micro needle holder	Codman, Johnson & Johnson Medical	Codmann 80-2003
Micro needle holder	B. Braun	Aesculap BD336R
Micro needle holder	B. Braun	Aesculap FD241R
Micro scissors	B. Braun	Aesculap FD101R
Micro scissors	B. Braun	Aesculap FM471R
Needle holder	B. Braun	Aesculap BM221R
Penicillin/Streptomycin/Glutamine (100x)	PAA	P11-010
Peripheral venous catheter (18 G)	B. Braun	4268334B
Peripheral venous catheter (22 G)	B. Braun	4268091B
Probe pointed scissors	B. Braun	Aesculap BC030R
Retractors	Forschungswerkstätten Hannover Medical School	No Catalog Number available
RPMI culture medium	Lonza	BE12-702F
Saline solution (NaCl 0.9 %)	Baxter	No Catalog Number available
Scissors	B. Braun	Aesculap BC414
Surgical microscope	Carl-Zeiss	OPMI-MDM
Sutures (anastomoses)	Catgut	Mariderm 8-0 monofil
Sutures (ligature)	Resorba	Silk 5-0 polyfil
Sutures (skin, fascia)	Ethicon	Mersilene 3-0
Syringe (1 mL)	B. Braun	9166017V
Syringe (10 mL)	B. Braun	4606108V
Syringe (20 mL)	B. Braun	4606205V
Vascular clamp	B. Braun	Aesculap FB708R