JoVE Logo

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Sıçanlarda heterotopik karın kalp transplantasyonunun bir modelini açıklayarak, basitleştirilmiş bir cerrahi yaklaşıma yol açan mevcut stratejilerde değişiklik ima ediyoruz. Ayrıca, hayati kardiyak kas hücrelerinin kulak içi enjeksiyonu ile yeni bir ret modeli tarif, sıçanlarda daha fazla nakil immünolojik analizler sağlayan.

Özet

Sıçanlarda heterotopik kalp nakli 50 yılı aşkın bir süredir çeşitli immünolojik çalışmalarda yaygın olarak kullanılan bir model olmuştur. 1964'teki ilk açıklamadan bu yana çeşitli değişiklikler bildirilmiştir. Sıçanlarda heterotopik kalp naklinin 30 yıl sonra, daha ileri cerrahi eğitim veya arka plan olmadan kolayca öğretilebilen ve yapilebilen basitleştirilmiş bir cerrahi yaklaşım geliştirdik.

Artan aort ve pulmoner arter indiksiyonu ve superior ve inferior kaval ve pulmoner venlerin ligasyonundan sonra donör kalp hasat edilir ve daha sonra heparin ile takviye buz gibi tuzlu çözeltiile perfüzyon. Alıcı karın damarlarının kenetlenme ve kesici haleledilmesinden sonra, aort ve pulmoner arter ilerleyen donör, sürekli çalışan dikişler kullanılarak sırasıyla alıcı abdominal aort ve inferior vena kavaya anastomozlanır.

Farklı donör alıcı kombinasyonlarına bağlı olarak, bu model allogreftlerin akut veya kronik reddinin analizini sağlar. Bu modelin immünolojik önemi daha hayati kardiyak kas hücrelerinin kulak içi enjeksiyon ve servikal lenfatik doku drenaj sonraki analizi yeni bir yaklaşım ile geliştirilmiştir.

Giriş

Heterotopik kalp transplantasyonu transplantasyon toleransı, akut ve kronik allogreft ret, iskemi-reperfüzyon yaralanması, makine perfüzyonu veya kardiyak remodelling ile ilgili farklı araştırmalarda sıkça kullanılan deneysel bir modeldir. Diğer avantajların yanı sıra, greft fonksiyonu palpasyon ve greft yetmezliği ile noninvaziv olarak izlenebilir böbrekler veya karaciğer gibi diğer organların aksine alıcının hayati bir bozulmaya yol açmaz.

1964 yılında, Abbott ve ark. başlangıçta sıçanlarda heterotopik karın kalp nakli açıklanan1. Daha sonra, 1966 yılında, anastomozlar için uçtan uca tekniği Tomita ve ark.2tarafından tanımlanmıştır. Şu anda kullanılan model için zemin Ono ve Lindsey tarafından 1969yılında3 bildirilmiştir. Son yıllarda, çeşitli değişiklikler kombine heterotopik kalp-akciğer nakli4dahil olmak üzere boşaltılmış, kısmen yüklü veya yüklü sol ventrikül kalp greftleri farklı oluşturmak için yayınlanmıştır4 ,5,6. İmmünolojik analizler için hacimsiz yüklü kalp grefti transplantasyonu en sık yapılır. Bu durumda, kan akımı retrograd aort ve daha sonra koroner arterler artan donör girer. Venöz drenaj sağ atriyum ve ventrikül içine koroner sinüs boyunca oluşur (Şekil 1A-B). Bu nedenle, sol ventrikül kan akımı dışında, Dışında Thebesian damarlarından kan marjinal miktarda. Bu da sol ventrikül yardımcı cihaz tedavisi sırasında patofizyolojik mekanizmaları incelemek için yararlı bir model yapar7.

Heterotopik kalp nakli fareler, tavşanlar, domuzlar da dahil olmak üzere çeşitli türlerde yapılmıştır ve hatta insanlarda tek veya biventriküler yardımcı cihaz olarak kullanılmıştır8,9,10,11. Sıçan hala organ nakli modelleri için popüler bir deneysel hayvan temsil eder, farklı sıçan suş kombinasyonları için greft sağkalım süreleri geçmişte iyi tanımlanmış ve immünolojik reaktifler çok sayıda erişilebilir beri12,13. Farelerin aksine, sıçanlar daha büyük yapma cerrahi ve immünolojik analizler için lenfatik doku erişimi daha uygulanabilir12. Ayrıca, son yıllarda sıçanlarda ticari klonlama teknolojilerinin tanıtımı büyük olasılıkla deneysel sıçan modelleri yinelenen bir ilgi yol açacaktır14.

Genel olarak, heterotopik kalp greftleri servikal veya abdominal anastomoz yaparak alıcı damarlara bağlanabilir. Ancak, birkaç çalışma femoral anastomoz manuel palpasyon veya transfemoral ekokardiyografi için daha iyi erişim nedeniyle gelişmiş izleme kolaylaştırır ve böylece greft yetmezliği daha kesin bir tespit sağlar öneririz15,16.

Her iki anastomoztekniğiarasında operasyon süresi, komplikasyon oranı, sonuç ve greft sağkalım süresi arasında bir fark olmadığı gösterilmiştir. Açıkçası, drenaj lenf düğümleri yeterli sayıda durumu servikal anastomoz bir yararı olarak belirtilmelidir; ancak, daha uzun eğitim süreleri gereklidir. Buna karşılık, abdominal anastomoz daha az karmaşık ve immünolojik araştırmalar için eşit derecede değerli, özellikle allojenik kalp kası hücrelerinin kulak içi enjeksiyon ve sonraki servikal lenfadenektomi yeni bir yöntem sonuçları ile kombine. Her iki modelin bir kombinasyonu girişim sonrası immünolojik analizler geniş bir yelpazede sunuyor.

Aşağıdaki protokol, iskemi süresini azaltmak için cerrah çiftleri halinde çalışma anlamına gelir. Ancak, tüm deneyler tek bir kişi tarafından gerçekleştirilebilir. Kalp eksplantasyonu ve implantasyonu için alet ve malzemelerin kurulumu Şekil 2A-B'degösterilmiştir.

Protokol

Tüm hayvan deneyimleri, Aşağı Saksonya'nın (LAVES, Oldenburg, Almanya) tüketici koruma ve gıda güvenliği için yerel Etik Hayvan İnceleme Kurulu'nun yönergelerine uygun olarak 12/0768 ve 17/2472 onay lı olarak gerçekleştirilmiştir.

1. Kalp eksplantasyonu ve perfüzyonu

NOT: Greft donörolarak 7-22 haftalık kadın veya erkek sıçanlar kullanıldı.

  1. Donör sıçanı isofluran emdirerek anestezi edin (%5'te indüksiyon ve 1 L/dk O2 akışı ile %3'te bakım). Perioperatif analjezi için vücut ağırlığı başına 5 mg Carprofen deri altı enjekte edin ve ayak ucutu yoksunluk refleksinin yokluğunu kontrol edin.
  2. Göz yağlayıcı uygulayın ve mekanik bir makas kullanarak karın ve torasik kürk çıkarın.
  3. Bir supine pozisyonda donör yerleştirin, elastik bantları ile operasyon masasının tabanında ekstremite düzeltmek ve% 70 etanol veya başka bir yeterli alternatif ile cildi sterilize.
  4. Cildi uzunlamasına yönde ve lokal anestezi uygulamasından sonra (örn. lidokain %0,2) makas kullanarak ortanca laparotomi gerçekleştirin.
  5. Retraktörler takın, donörün solundaki bağırsağı harekete geçirin ve sterilize edilmiş pamuklu bezlerle inferior vena kavayı ortaya çıkarın.
  6. Antikoagülasyon için, 500 I.U. heparin enjekte 1 mL buz gibi iyotonik tuzlu çözeltisi intravenöz inferior vena kava delinerek çözülmüş. İğnenin geri çekilmesinden sonra pamuklu bir bez le hafif sıkıştırma ile delinme yerindeki kanamayı durdurun(Şekil 3A).
  7. Diyaframı incise ve donörün her iki tarafına lateral torakotomi yapmak.
  8. Toraksın harekete geçirilmiş ventral duvarını operasyon masasına sabitle.
  9. İki mikro iğne tutucu kullanarak künt preparat ile perikard ve vagal sinir çıkarın.
  10. Donör exsanguinate ve kalp boşaltmak için karın damarlarının trazeksiyon gerçekleştirin.
  11. Transvers perikardiyal sinüs içine bir sonda sivri makas künt dalı yerleştirin ve ıslak bir kompres ile kalbin hafif kaudal çekiş altında mümkün olduğunca distal olarak artan aort ve pulmoner arter ayrı(Şekil 3B).
  12. Superior ve inferior vena kava ve pulmoner venlerin etrafına tek bir 5-0 ligatür yerleştirin ve mümkün olduğunca dorsal olarak sıkın(Şekil 3C).
  13. Doku dorsal'ı ligatüre doğru koparın ve kalbi ayıklayın(Şekil 3D).
  14. Ekteki kalbe, artan aort ve pulmoner arterden gelen 18 G kanülile, 30 mL buz gibi buz soğuğu, 1000 I.U. heparin ile takviye edilmiş izoton salin çözeltisi ve kalbi tuzlu çözeltiile buz üzerinde doldurulmuş 15 mL'lik bir tüpe yerleştirin(Şekil 3E-F).

2. Kalp implantasyonu

NOT: Alıcı olarak 10-14 haftalık dişi veya erkek sıçanlar kullanılmıştır. Bağışçılar ve alıcılar yaklaşık ağırlık uyumlu idi.

  1. Isofluran inhalasyonu (%5'te indüksiyon ve 1 L/dk O2 akışı ile %1,5-2 oranında bakım) kullanarak alıcı farenin anestezisini gerçekleştirin. Perioperatif analjezi için vücut ağırlığı başına 5 mg Carprofen deri altı enjekte edin ve ayak ucutu yoksunluk refleksinin yokluğunu kontrol edin.
  2. Göz yağlayıcı uygulayın, karın kürkkaldırmak, uzuvları düzeltmek ve donör hazırlık benzer şekilde cildi sterilize. Optimal postoperatif sonuç için, intraoperatif hipotermiyi önlemek için bir ısıtma paspas üzerinde operasyon gerçekleştirin.
  3. Derinin uzunlamasına kesiden sonra abdominal fasyayayayali lidokain (%0.2) gibi lokal anestezi uygulayın. Median laparotomi ile karın boşluğuaçın ve retraktör ler takın.
  4. Alıcının sol üst tarafına bağırsak seferber ve sıcak, ıslak kompres yerleştirin.
  5. Duodenum ve proksimal jejunum seferber sonra, sırasıyla, cerrahi mikroskop kullanarak (veya büyüteç gözlük) 5-7x büyütme ile, pamuk lu bez ile künt hazırlık ile abdominal aort ve inferior vena kava maruz. Karın damarlarını ayırmayın.
  6. Lomber damarları yaralamadan iki mikro iğne tutucukullanarak karın damarlarını yükseltin ve Cooley vasküler kelepçeyi yerleştirin (Şekil 4A).
  7. 30-45° kemerli 27 G kanül(Şekil 4B)ile karın damarlarını delin.
  8. Donör damarların lümenbüyüklüğüne(Şekil 4C-D)uyan uzunlamasına bir kesi oluşturmak ve pıhtıları çıkarmak ve postoperatif trombozönlemek için alıcı damarları tuzlu çözelti ile perfüzyon yapmak için Potts makası kullanarak delinme alanını büyütün.
  9. Grefti situsa yerleştirin ve aort artan donörü alıcı karın aortuna iki basit kesme dikişle sabitle (8-0 monofilament rezorbable sütür) uzunlamasına kesikranial ve kaudal köşesinde(Şekil 4E).
  10. Anastomoz bir çalışan 8-0 ile alıcının karın aort ile donörün yükselen aort monofilament sütür iki adımda: birincisi, grefti alıcı damarların sağına yerleştirin ve anastomozun ilk yarısını gerçekleştirin (Şekil 4E). Daha sonra, grefti alıcı damarların soluna yerleştirin ve anastomozun ikinci yarısını gerçekleştirin (Şekil 4F).
  11. Donör pulmoner arteri inferior vena kavasına benzer şekilde aort anastomozuna sabitletirin (8-0 monofilament resüsite edilemeyen sütür). Venöz anastomozun ilk yarısını damar ın intraluminal tarafından diker (Şekil 4G-H).
  12. Periferik emboli önlemek için düğüm sıkma önce doğrudan tuzlu ile anastomoz flush.
  13. Hem anastomozların etrafına hemostatik gazlı bez yerleştirin ve greftin reperfüzyonunun başlayabilmesi için Cooley vasküler kelepçeyi dikkatlice bırakın. Sterilize pamuk lu bezler ile hafif sıkıştırma ile anastomozlar boyunca kanama yıkın.
    NOT: Greft yaklaşık 60 s sonra dayak başlamalıdır.
  14. Bağırsaklarını moda gibi kıvrımlı bir şekilde değiştirin. Bağırsak nekrozu veya mekanik tıkanıklığı önlemek için mezenterik radiks hiçbir malrotasyonlar olmadığından emin olun.
  15. Sürekli 3-0 polifilament çalışan dikişleri kullanarak karın kaslarını/fasyayı ve deriyi ayrı ayrı kapatın.

3. Ameliyat sonrası bakım

  1. Postoperatif analjezi için, ilk ameliyat sonrası gün vücut ağırlığı kg başına 5 mg Carprofen ek bir deri altı enjeksiyon ile alıcılar tedarik (POD). Ayrıca, üçüncü POD kadar içme suyu 500 mL 1 g Metamizol ekleyin.
  2. Üçüncü POD'da günlük abdominal palpasyon ile kalp grefti fonksiyonunu izlemeye başlayın.
    NOT: Üçüncü POD'dan önce greft yetmezliği olması durumunda immünolojik bir yetmezlik yerine cerrahi bir cerrahi olgu düşünülmelidir. Ancak, bu tabii ki seçilen suş kombinasyonu ve ilgili immünolojik modele bağlıdır (örneğin, önce bağışıklama sonrası hiperakut ret).
  3. Greft reddinden sonra, akan sitometri veya immünohistokimya yoluyla daha fazla immünolojik analiz için anastomozların drenaj retroperitoneal lenf düğümleri, dalak, kan, timus ve greft gibi dokuları ayıklayın.

4. Kalp enzimatik sindirim ve kulakta kalp hücrelerinin deri altı enjeksiyonu

  1. Heterotopik kalp nakline benzer şekilde kalp eksplantasyonu ve perfüzyon uyguluyor (bkz. adım 1).
  2. Kalbi steril bir neşter veya steril makas kullanarak 3 mm x 3 mm bloklar halinde parçala ve 0,5 mg/mL kollajenaz içeren kültür ortamında 37 °C'de 30 dakika kuluçkaya yatırın.
    NOT: Özellikle FCS kollajenaz sindirimi inhibe ederken, fetal baldır serumu (FCS) olmadan penisilin, streptomisin ve glutamin içeren kültür ortamının kullanılması önemlidir.
  3. Büyük gözenekli elek için sindirilmiş doku ekleyin, kültür orta ve iyice hayati kalp kas hücrelerinin bir süspansiyon almak için kıyma kaldırırken, çoğunlukla ölü tek kalp hücreleri ve kalan kan hücreleri. Hücre süspansiyonuna steril isotonik tuzlu solüsyon ile iki kez yıkayın.
    NOT: Santrifüj ayarları: 10 dk, 200 x g, 20 °C
  4. Süspansiyonu 40 μm'lik hücresüz kullanarak filtreleyin ve hücre süzgecini 5-10 mL İzotonik tuzlu çözelti ile yıkarak hayati hücre kongerilerini toplayın.
  5. Santrifüjden sonra, 5x105 hücre/mL konsantrasyonda çözünmüş ve hücre çözeltisini 1 mL şırıngaya doğru çeker.
  6. Heterotopik kalp nakli için alıcı narkoz için açıklanan protokole benzer anestezi uygulayın (bkz. adım 2).
  7. Alıcıyı yanal bir konuma yerleştirin ve kulağı çift taraflı bant kullanarak parmakla düzeltin(Şekil 5A).
  8. 27 G kanül s.c. ile kardiyak kas hücresi solüsyonunun 20 μL'sini (1 x 104 hücre içeren) alıcının kulağına görsel kılcal damarlara yakın bir şekilde enjekte edin(Şekil 5B).
  9. Tanımlanmış bir gözlem döneminden sonra (seçilen gerinim kombinasyonuna ve ret gücüne bağlı olarak), drenaj lı servikal lenf düğümlerini ayıklayın ve akış sitometrisi veya ko-kültürler gibi daha fazla analiz yapın(Şekil 5C).
    NOT: Ayrıca hücre infiltrasyonunu belirlemek için pinnahistolojik analizi yapılabilir.

Sonuçlar

Geçmişte, farklı immünolojik sorunlar model temelinde ele alınmıştır, hangi fazla bir sağkalım oranı ile 500'den fazla organ nakli ile çalışma grubunda doğrulandı13, 1818,,19,20,21,22,23,24. Toplam çalışma...

Tartışmalar

Sıçanlarda heterotopik kardiyak transplantasyonun daha önce açıklanan yöntemi esas olarak 1969 yılında Ono veLindsey'intanımına dayanmaktadır 3 . O zamandan beri, çeşitli türlerde çeşitli değişiklikler bu modelin geniş bir çeşitlilik yol açmaktadır. Bu değişikliklerin birçoğunu birleştirerek ve 30 yılı aşkın heterotopik kalp naklinin laboratuvarda yapılmasından kaynaklanan kendi deneyimimizi sunarak, uzun eğitim süreleri veya cerrahi arka plan gerektirmeyen uygu...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Britta Trautewig, Corinna Löbbert ve Ingrid Meder'e bağlılıkları için teşekkür etmek istiyoruz.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia device (including isoflurane vaporizer)Summit Anesthesia SolutionsNo Catalog Number available
Cannula (27 G)BD Microlance302200
CarprofenPfizerRimadyl 50 mg/mL
Cellstar Tubes (15 mL)GreinerBioOne188271
Cell strainer (40 µm)BD Falcon2271680
Collagenase Type CLSIIBiochromeC2-22
Compresses 5x5 cmFuhrmann31501
Compresses 7.5x7.5 cmFuhrmann31505
Cotton swabsHeinz Herenz Medizinalbedarf1032128
Dexpathenol (5 %)Bayer"Bepanthen"
DPBS BioWhittakerLonza17-512F
ForcepsB. BraunAesculap BD557R
ForcepsB. BraunAesculap BD313R
ForcepsB. BraunAesculap BD35
Heating matGaymar Industries"T/Pump"
Hemostatic gauzeEthiconTabotamp
Heparin-Natrium 25 000 I.E.RatiopharmNo Catalog Number available
Isofluran CPCP-PharmaNo Catalog Number available
Large-pored sieve (stainless steel)Forschungswerkstätten Hannover Medical SchoolNo Catalog Number available
LidocaineAstra Zeneca2 % Xylocain
Metamizol-NatriumRatiopharmaNovaminsulfon 500 mg/mL
Micro forcepsB. BraunAesculap BD3361
Micro needle holderCodman, Johnson & Johnson MedicalCodmann 80-2003
Micro needle holderB. BraunAesculap BD336R
Micro needle holderB. BraunAesculap FD241R
Micro scissorsB. BraunAesculap FD101R
Micro scissorsB. BraunAesculap FM471R
Needle holderB. BraunAesculap BM221R
Penicillin/Streptomycin/Glutamine (100x)PAAP11-010
Peripheral venous catheter (18 G)B. Braun4268334B
Peripheral venous catheter (22 G)B. Braun4268091B
Probe pointed scissorsB. BraunAesculap BC030R
RetractorsForschungswerkstätten Hannover Medical SchoolNo Catalog Number available
RPMI culture mediumLonzaBE12-702F
Saline solution (NaCl 0.9 %)BaxterNo Catalog Number available
ScissorsB. BraunAesculap BC414
Surgical microscopeCarl-ZeissOPMI-MDM
Sutures (anastomoses)CatgutMariderm 8-0 monofil
Sutures (ligature)ResorbaSilk 5-0 polyfil
Sutures (skin, fascia)EthiconMersilene 3-0
Syringe (1 mL)B. Braun9166017V
Syringe (10 mL)B. Braun4606108V
Syringe (20 mL)B. Braun4606205V
Vascular clampB. BraunAesculap FB708R

Referanslar

  1. Abbott, C. P., et al. A Technique for Heart Transplantation In the Rat. Archives of Surgery. 89 (4), 645-652 (1964).
  2. Tomita, F. Heart homotransplantation in the rat. Sapporo igaku zasshi. The Sapporo Medical Journal. 30 (4), 165-183 (1966).
  3. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  4. Wen, P., et al. A simple technique for a new working heterotopic heart transplantation model in rats. Transplantation Proceedings. 45 (6), 2522-2526 (2013).
  5. Benke, K., et al. Heterotopic abdominal rat heart transplantation as a model to investigate volume dependency of myocardial remodeling. Transplantation. 101 (3), 498-505 (2017).
  6. Kearns, M. J., et al. Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration. Journal of Visualized Experiments. (99), 52418 (2015).
  7. Ibrahim, M., et al. Heterotopic abdominal heart transplantation in rats for functional studies of ventricular unloading. The Journal of Surgical Research. 179 (1), e31-e39 (2013).
  8. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (6), 238 (2007).
  9. Lu, W., et al. A new simplified volume-loaded heterotopic rabbit heart transplant model with improved techniques and a standard operating procedure. Journal of Thoracic Disease. 7 (4), 653-661 (2015).
  10. Kitahara, H., et al. Heterotopic transplantation of a decellularized and recellularized whole porcine heart. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 22 (5), 571-579 (2016).
  11. Kadner, A., et al. Heterotopic heart transplantation: experimental development and clinical experience. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 17 (4), 474-481 (2000).
  12. Zinöcker, S., et al. Immune reconstitution and graft-versus-host reactions in rat models of allogeneic hematopoietic cell transplantation. Frontiers in Immunology. 3 (NOV), 1-12 (2012).
  13. Klempnauer, J., et al. Genetic control of rat heart allograft rejection: effect of different MHC and non-MHC incompatibilities. Immunogenetics. 30, 81-88 (1989).
  14. Huang, G., et al. Genetic manipulations in the rat: Progress and prospects. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 20 (4), 391-399 (2011).
  15. Gordon, C. R., et al. Pulse doppler and M-mode to assess viability of cardiac allografts using heterotopic femoral heart transplantation in rats. Microsurgery. 27 (4), 240-244 (2007).
  16. Gordon, C. R., et al. A new modified technique for heterotopic femoral heart transplantation in rats. The Journal of Surgical Research. 139 (2), 157-163 (2007).
  17. Ma, Y., Wang, G. Comparison of 2 heterotopic heart transplant techniques in rats: cervical and abdominal heart. Experimental and Clinical Transplantation. 9 (2), 128-133 (2011).
  18. Bektas, H., et al. Differential effect of donor-specific blood transfusions after kidney, heart, pancreas, and skin transplantation in major histocompatibility complex-incompatible rats. Transfusion. 37 (2), 226-230 (1997).
  19. Saiho, K. O., et al. Long-term allograft acceptance induced by single dose anti-leukocyte common antigen (RT7) antibody in the rat. Transplantation. 71 (8), 1124-1131 (2001).
  20. Bektas, H., et al. Blood transfers infectious immunologic tolerance in MHC-incompatible heart transplantation in rats. Journal of Heart and Lung Transplantation. 24 (5), 614-617 (2005).
  21. Jäger, M. D., et al. Sirolimus promotes tolerance for donor and recipient antigens after MHC class II disparate bone marrow transplantation in rats. Experimental Hematology. 35 (1), 164-170 (2007).
  22. Timrott, K., et al. Application of allogeneic bone marrow cells in view of residual alloreactivity: Sirolimus but not cyclosporine evolves tolerogenic properties. PLoS ONE. 10 (4), 1-16 (2015).
  23. Hadamitzky, M., et al. Memory-updating abrogates extinction of learned immunosuppression. Brain, Behavior, and Immunity. 52, 40-48 (2016).
  24. Beetz, O., et al. Recipient natural killer cells alter the course of rejection of allogeneic heart grafts in rats. Plos One. 14 (8), e0220546 (2019).
  25. Hirschburger, M., et al. Nicotine Attenuates Macrophage Infiltration in Rat Lung Allografts. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 28 (5), 493-500 (2009).
  26. Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplantation Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
  27. Wang, D., et al. A simplified technique for heart transplantation in rats: abdominal vessel branch-sparing and modified venotomy. Microsurgery. 26 (6), 470-472 (2006).
  28. Wang, C., et al. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. Journal of Visualized Experiments. (88), (2014).
  29. Al-Amran, F. G., Shahkolahi, M. M. Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model. Transplantation Proceedings. 45 (2), 625-629 (2013).
  30. Hoerstrup, S. P., et al. Modified technique for heterotopic rat heart transplantation under cardioplegic arrest. Journal of Investigative Surgery. 13 (2), 73-77 (2000).
  31. Fry, D. L. Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity gradients. Circulation Research. 22 (2), 165-197 (1968).
  32. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  33. Schmid, C., et al. Successful heterotopic heart transplantation in rat. Microsurgery. 15 (4), 279-281 (1994).
  34. Shan, J., et al. A modified technique for heterotopic heart transplantation in rats. Journal of Surgical Research. 164 (1), 155-161 (2010).
  35. Moris, D., et al. Mechanisms of liver-induced tolerance. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (1), 71-78 (2017).
  36. Bickerstaff, A. A., et al. Murine renal allografts: spontaneous acceptance is associated with regulated T cell-mediated immunity. Journal of Immunology. 167 (9), 4821-4827 (2001).
  37. Mottram, P. L., et al. Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice. Cardiovascular Research. 22 (5), 315-321 (1988).
  38. Torre-Amione, G., et al. Decreased expression of tumor necrosis factor-α in failing human myocardium after mechanical circulatory support: A potential mechanism for cardiac recovery. Circulation. 100 (11), 1189-1193 (1999).
  39. Goldstein, D. J., et al. Circulatory resuscitation with left ventricular assist device support reduces interleukins 6 and 8 levels. The Annals of Thoracic Surgery. 63 (4), 971-974 (1997).
  40. Tang-Quan, K. R., et al. Non-volume-loaded heart provides a more relevant heterotopic transplantation model. Transplant Immunology. 23 (1-2), 65-70 (2010).
  41. Lakhal-Naouar, I., et al. Transcutaneous immunization using SLA or rLACK skews the immune response towards a Th1 profile but fails to protect BALB/c mice against a Leishmania major challenge. Vaccine. 37 (3), 516-523 (2019).
  42. Sousa-Batista, A. J., et al. Novel and safe single-dose treatment of cutaneous leishmaniasis with implantable amphotericin B-loaded microparticles. International Journal for Parasitology: Drugs and Drug Resistance. , (2019).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

mm noloji ve EnfeksiyonSay 159kalp naklis an organ naklih cre naklinakil modeliret modelideneysel mikrocerrahi

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Araştırma

Eğitim

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır