JoVE Logo
Autores
Contáctenos

Iniciar sesión

Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

En este artículo

  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

Se describe un protocolo para utilizar el dióxido de carbono en el gas de combustión de la planta de energía de gas natural para cultivar microalgas en estanques abiertos de canales. La inyección de gases de combustión se controla con un sensor de pH, y el crecimiento de las microalgas se monitorea con mediciones en tiempo real de la densidad óptica.

Resumen

En los Estados Unidos, el 35% de las emisiones totales de dióxido de carbono (CO2) provienen de la industria de la energía eléctrica, de las cuales el 30% representa la generación de electricidad a gas natural. Las microalgas pueden biofijar el CO2 de 10 a 15 veces más rápido que las plantas y convertir la biomasa de algas en productos de interés, como los biocombustibles. Así, este estudio presenta un protocolo que demuestra las sinergias potenciales del cultivo de microalgas con una central eléctrica de gas natural situada en el suroeste de Estados Unidos en un clima cálido semiárido. Las tecnologías de vanguardia se utilizan para mejorar la captura y utilización de carbono a través de la especie de algas verdes Chlorella sorokiniana, que se puede procesar aún más en biocombustible. Describimos un protocolo que involucra un estanque de pista de rodadura abierto semiautomatizado y discutimos los resultados de su rendimiento cuando se probó en la planta de Tucson Electric Power, en Tucson, Arizona. El gas de combustión se utilizó como la principal fuente de carbono para controlar el pH, y se cultivó Chlorella sorokiniana . Se utilizó un medio optimizado para cultivar las algas. La cantidad de CO2 añadida al sistema en función del tiempo fue monitoreada de cerca. Además, se monitorearon otros factores fisicoquímicos que afectan la tasa de crecimiento de algas, la productividad de la biomasa y la fijación de carbono, incluida la densidad óptica, el oxígeno disuelto (DO), la electroconductividad (EC) y las temperaturas del aire y del estanque. Los resultados indican que se puede alcanzar un rendimiento de microalgas de hasta 0,385 g/L de peso seco libre de cenizas, con un contenido lipídico del 24%. Aprovechar las oportunidades sinérgicas entre los emisores de CO2 y los agricultores de algas puede proporcionar los recursos necesarios para aumentar la captura de carbono al tiempo que apoya la producción sostenible de biocombustibles y bioproductos de algas.

Introducción

El calentamiento global es uno de los problemas ambientales más importantes que enfrenta el mundo hoyen día 1. Los estudios sugieren que la causa principal es el aumento de las emisiones de gases de efecto invernadero (GEI), principalmente CO2, en la atmósfera debido a las actividades humanas 2,3,4,5,6,7. En los Estados Unidos, la mayor densidad de emisiones de CO2 se origina principalmente en la combustión de combustibles fósiles en el sector energético, específicamente en las plantas de generación de energía eléctrica 3,7,8,9. Así, las tecnologías de captura y utilización de carbono (CCU) se han convertido en una de las principales estrategias para reducir las emisionesde GEI 2,7,10. Estos incluyen sistemas biológicos que utilizan la luz solar para convertir el CO2 y el agua a través de la fotosíntesis, en presencia de nutrientes, en biomasa. Se ha propuesto el uso de microalgas debido a la rápida tasa de crecimiento, la alta capacidad de fijación de CO2 y la alta capacidad de producción. Además, las microalgas tienen un amplio potencial de bioenergía porque la biomasa se puede convertir en productos de interés, como los biocombustibles que pueden reemplazar a los combustibles fósiles 7,9,10,11,12.

Las microalgas pueden crecer y lograr la conversión biológica en una variedad de sistemas de cultivo o reactores, incluidos estanques abiertos de canales y fotobiorreactores cerrados 13,14,15,16,17,18,19. Los investigadores han estudiado las ventajas y limitaciones que determinan el éxito del bioproceso en ambos sistemas de cultivo, ya sea en condiciones interiores o exteriores 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Los estanques de canales abiertos son los sistemas de cultivo más comunes para la captura y utilización de carbono en situaciones en las que los gases de combustión se pueden distribuir directamente desde la chimenea. Este tipo de sistema de cultivo es relativamente barato, es fácil de escalar, tiene bajos costos de energía y tiene bajos requisitos de energía para la mezcla. Además, estos sistemas se pueden ubicar fácilmente con la planta de energía para hacer que el proceso de CCU sea más eficiente. Sin embargo, hay algunos inconvenientes que deben tenerse en cuenta, como la limitación en la transferencia de masa de gas / líquido CO2. Aunque existen limitaciones, los estanques de pista de rodadura abiertos se han propuesto como el sistema más adecuado para la producción de biocombustibles de microalgas al aire libre 5,9,11,16,20.

En este artículo, detallamos un método para el cultivo de microalgas en estanques abiertos que combina la captura de carbono del gas de combustión de una planta de energía de gas natural. El método consiste en un sistema semiautomatizado que controla la inyección de gases de combustión en función del pH del cultivo; el sistema monitorea y registra el estado del cultivo de Chlorella sorokiniana en tiempo real utilizando sensores de densidad óptica, oxígeno disuelto (DO), electroconductividad (EC) y temperatura del aire y del estanque. Los datos de biomasa de algas e inyección de gases de combustión son recopilados por un registrador de datos cada 10 minutos en las instalaciones de Tucson Electric Power. El mantenimiento de la cepa de algas, la ampliación, las mediciones de control de calidad y la caracterización de la biomasa (por ejemplo, la correlación entre la densidad óptica, g / L y el contenido de lípidos) se realizan en un entorno de laboratorio en la Universidad de Arizona. Un protocolo anterior describía un método para optimizar la configuración de los gases de combustión para promover el crecimiento de microalgas en fotobiorreactores a través de la simulación por computadora26. El protocolo presentado aquí es único en el sentido de que utiliza estanques de pista de rodadura abiertos y está diseñado para implementarse in situ en una planta de energía de gas natural con el fin de hacer un uso directo del gas de combustión producido. Además, las mediciones de densidad óptica en tiempo real son parte del protocolo. El sistema descrito está optimizado para un clima semiárido cálido (Köppen BSh), que exhibe baja precipitación, variabilidad significativa en la precipitación de un año a otro, baja humedad relativa, altas tasas de evaporación, cielos despejados e intensa radiación solar27.

Protocolo

1. Sistema de crecimiento: configuración de estanque de pista de rodadura abierta al aire libre

  1. Instale los estanques abiertos de la pista de rodadura cerca de la fuente de gases de combustión (que contienen 8-10% de CO2). Asegúrese de que el agua y la electricidad estén disponibles en la ubicación del reactor del estanque y que el reactor no esté a la sombra la mayor parte del día (Figura 1).
  2. Capture los gases de combustión durante el proceso de postcombustión utilizando una manguera de combustible de 0,95 cm, unos metros antes de que el gas de combustión entre en la chimenea para ser descargado a la atmósfera (Figura 2).
  3. Retire el agua de los gases de combustión utilizando una trampa de agua de 20 L y un condensador (longitud de la bobina ~ 12 m) entre la pila y el compresor (Figura 2).
    NOTA: Los gases de combustión generalmente contienen aproximadamente 9\u201213.8% de agua28. Además, el condensador y la tubería enfrían el gas de combustión16.
  4. Conecte los siguientes sensores a un registrador de datos para monitorear el crecimiento de algas: (1) un sensor de densidad óptica en tiempo real29, que mide la absorbancia a dos longitudes de onda, 650 y 750 nm, y puede detectar una concentración máxima de células de algas de 1.05 g / L; (2) un sensor de OD; (3) termopares de aire y estanque; (4) un sensor de pH; y (5) un sensor EC.
    NOTA: Además, los sensores de pH y EC están conectados a un transmisor. La configuración de la unidad registradora de datos se muestra en la Figura 3.
  5. Asegúrese de que todos los componentes del sistema de crecimiento de algas estén calibrados y funcionen correctamente antes de la inoculación.

2. Sistema de control de pH

  1. Gestione la inyección de gases de combustión mediante un compresor, un sistema de válvulas de control y el programa de registro de datos, como se muestra en la Figura 2 y la Figura 3 (Material complementario A).
  2. Use un tubo para dirigir el gas de combustión desde la válvula de control hasta el fondo del estanque de la pista de rodadura a través de un difusor de piedra.
  3. Inyecte el gas de combustión en el sistema de crecimiento en función del pH. Cuando el valor de pH es superior a 8,05, el sistema inyectará gases de combustión, mientras que cuando el pH sea inferior a 8,00, el sistema detendrá la inyección de gases de combustión en períodos de no crecimiento. El caudal se mide en litros estándar por minuto (SLPM).
    NOTA: En la válvula de control, la presión de los gases de combustión de entrada se limita a un máximo de 50 psi.

3. Selección de algas y mantenimiento de la tensión (luz y temperatura)

NOTA: El alga verde Chlorella sorokiniana DOE 1412 fue aislada por Juergen Polle (Brooklyn College)30,31 y seleccionada por la Alianza Nacional para Biocombustibles y Bioproductos Avanzados (NAABB); su selección se basó en los estudios previos de caracterización de cepas realizados por Huesemann et al.32,33. Su investigación con respecto a la detección de algas, la productividad de la biomasa y el cultivo simulado por el clima (por ejemplo, temperatura y luz) en la región suroeste cuando se utilizan estanques de pistas de rodadura abiertas al aire libre informaron el método utilizado en este proyecto.

  1. Mantenga los cultivos a temperatura ambiente (25 °C) utilizando un ciclo de luz/oscuridad de 12 h/12 h.
  2. Mantenga la intensidad de la luz a 200 μM/m2/s para el mantenimiento del cultivo cultivado en placas y en pequeños cultivos líquidos (50 mL a 500 mL).
  3. Mantenga la intensidad de la luz para escalar en cultivos líquidos de 50 ml a 500 ml a 400 μM / m2 / s, y cultivos líquidos de 5 L a 20 L a 600 \ u2012800 μM / m2 / s.

4. Escalado y control de calidad

  1. Preparar el medio de cultivo BG11 utilizando agua desionizada y las siguientes sales, para macronutrientes, en g/L: 1.5 NaNO3, 0.04 K2HPO4, 0.075 MgSO4*H2O, 0.036 CaCl2*H2O, 0.006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0.006 Na2EDTA*2H2O, 0,02 Na2CO3; añadir 1 ml/L de solución de oligoelementos, que contiene los siguientes micronutrientes en g/L: 2,86 H3BO3, 1,81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O.
    NOTA: Para la inoculación de placas y/o almacenamiento a largo plazo, añadir 7,5 g/L de agar Bacto; para la inoculación del cultivo, no se necesita la adición de agar. Esterilizar el medio de cultivo en autoclave durante 21 min a 121 °C.
  2. Vierta el medio BG11 con agar en placas de Petri en una campana de flujo laminar estéril o en un gabinete de bioseguridad. Una vez que las placas estén firmes y frías, pipetee 500 μL de un cultivo de algas congeladas resuspendido y agregue Ampicilina (100 μg / ml); incubar las placas de algas en una mesa agitadora (120 rpm) durante 1 a 2 semanas.
  3. Use un bucle estéril para seleccionar una sola colonia de algas de una placa de cultivo e inocularla en un tubo de 50 ml que contenga medio de crecimiento estéril en un gabinete de bioseguridad limpio. Cultive el pequeño cultivo líquido en una mesa agitadora (120 rpm) durante una semana.
  4. Transfiera 50 ml de cultivo de algas (fase de crecimiento lineal, OD750nm ≥ 1) a un matraz de 1 L con medio líquido de 500 ml. Ajuste cada matraz con un tapón de goma y tubos de acero inoxidable para proporcionar aireación. Filtre el aire utilizando filtros de esterilización de aire de 0,2 μm. Deja que la cultura crezca durante una o dos semanas. Monitoree la densidad celular usando un espectrofotómetro (OD750nm).
  5. Coloque el cultivo líquido de 500 ml en un carboy de 10 L que contenga 8 L de medio de cultivo no estéril e inyecte una mezcla de 5% de CO2 y 95% de aire. Luego, cultive algas en las mismas condiciones que en el paso 4.4.
  6. Monitoree los cultivos de placas y líquidos (en los pasos 4.2\u20124.5) una vez a la semana. Tome una alícuota y obsérvela bajo el microscopio a un aumento de 10x y 40x para asegurar el crecimiento de la cepa deseada. Cultivos mantenidos hasta que han sido comprometidos o utilizados para experimentos. Deseche los cultivos contaminados.

5. Preparación de medio concentrado para el cultivo en estanque abierto

  1. Para preparar la solución de oligoelementos, llene parcialmente un matraz aforado de 1 L con agua destilada (DW). Inserte una barra de agitación magnética y agregue los productos químicos que se muestran en la Tabla 1 secuencialmente. Asegúrese de que cada ingrediente se disuelva antes de la adición del siguiente constituyente. Retire el imán y llene el matraz hasta la marca de volumen de 1 L.
  2. Llene parcialmente una botella de vidrio de 1 L con DW e inserte la barra de agitación magnética. Coloque el recipiente en la parte superior de una placa agitadora magnética y agregue los productos químicos para el volumen final del reactor, agregándolos secuencialmente, asegurando que cada uno se disuelva por completo. La Tabla 2 enumera los productos químicos para preparar 1 L de medio, así que multiplique todos los valores por el volumen final del reactor. Llene la botella de vidrio a 1 L.

6. Inoculación de estanque de pista de carreras abierta al aire libre

  1. Limpie a fondo el reactor con lejía al 30% antes de cada inoculación y después de la cosecha. Se recomienda dejar la lejía durante la noche. Enjuague bien el reactor para eliminar toda la lejía.
  2. Calibrar todos los sensores antes de la inoculación de algas de acuerdo con su correspondiente procedimiento de calibración.
  3. Diluya el medio concentrado (en el paso 5) utilizando la fuente de agua llenando el estanque de la pista de rodadura hasta en un 80%.
  4. Inocular el reactor utilizando un carboy de 10 L lleno de algas (fase de crecimiento lineal OD750nm > 2) y llevarlo a su volumen final.
  5. Aclimatar las microalgas sombreando parcialmente el estanque de la pista de rodadura con palets de madera durante ~ 3 días (Figura 4), una vez pasada la fase exponencial, como estrategia de adaptación para evitar la fotoinhibición.
    NOTA: Este período también proporcionará tiempo para que las microalgas se adapten al estrés causado por la inyección directa de gases de combustión.

7. Experimento de crecimiento por lotes en la estación generadora

  1. Inspeccione y registre cualquier variación diaria, incluida la evaporación del agua, el motor de la rueda de paletas, la funcionalidad del sensor y cualquier cosa fuera de lo común.
  2. Drene e inspeccione el compresor y la trampa de agua todos los días para eliminar el exceso de agua para minimizar la corrosión, ya que los gases de combustión son altamente corrosivos34.
  3. Configure el registrador de datos para escanear cada medición del sensor cada 10 s y almacenar los datos promedio cada 10 minutos. Estos incluyen DO, pH, EC, densidad óptica en tiempo real, así como la temperatura del aire y del reactor.

8. Muestreo y monitoreo discretos

  1. Asegúrese de que el nivel de agua permanezca constante en el volumen final del reactor, de lo contrario, la medición de la densidad óptica se verá afectada.
  2. Después de reponer el agua en el reactor, tome una muestra de 5 ml para mediciones de masa celular por densidad óptica (540, 680 y 750 nm) utilizando un espectrofotómetro ultravioleta-visible. Repita el proceso diariamente.
  3. Tome una muestra de 500 ml tres veces por semana para observaciones al microscopio y concentración de biomasa basada en el peso seco libre de cenizas (AFDW).
    1. Realizar observaciones de microscopio con lentes de objetivos 10x y 40x. Además, estos aumentos de microscopio se utilizan como parte del control de calidad de algas descrito en el paso 4.6.
    2. Utilice 400 ml de la muestra en el paso 8.3 para AFDW
      1. Coloque cada filtro de microfibra de vidrio de tamaño de poro de 0,7 μm en una bandeja de papel de aluminio y trate previamente cada bandeja / filtro de papel de aluminio con un horno durante 4 h a 540 ° C.
      2. Etiquete cada bandeja de papel de aluminio con un lápiz # 2, registre su peso (A) y colóquelo en el aparato de filtro de vacío.
      3. Revuelva la muestra de algas vigorosamente antes de medir un volumen a filtrar. Filtre suficiente muestra de algas para dar una diferencia de peso pre / post ceniza de entre 8 y 16 mg. Elija una diferencia de peso para usar durante el transcurso del experimento y mantenga este valor constante.
      4. Coloque cada filtro que contenga la muestra de algas en su bandeja de papel de aluminio en el horno a 105 °C durante al menos 12 h.
      5. Retire la bandeja/filtro de aluminio del horno de secado y colóquelo en un desecador de vidrio para evitar la absorción de agua. Registre cada bandeja de lámina/peso del filtro (B).
      6. Coloque la bandeja/filtro de lámina en el horno de mufla de 540 °C durante 4 h.
      7. Apague el horno de amortiguación, enfríe las bandejas / filtros de lámina, colóquelos en el desecador y registre cada bandeja de lámina / peso del filtro (C).
      8. Calcule AFDW utilizando análisis gravimétrico:
        % AFDW= C – A x 100 / B
  4. Mantenga 2 L de algas antes de la recolección para el análisis de extracción de lípidos por extracción asistida por microondas (MAE) utilizando solventes.
    1. Centrifugar la muestra de algas a una fuerza centrífuga relativa (RFC) de 4.400 x g durante 15 min. Tome el pellet de algas y séquelo con un horno a 80 ° C durante al menos 24 h.
    2. Moler la muestra de algas y pesar el polvo de algas (la biomasa recomendada varía de 0,3 g a 0,5 g).
    3. Agregue el polvo de algas (biomasa de algas secas) en los recipientes Xpress del sistema de reacción acelerada por microondas (MARS), agregue 10 ml de cloroformo: solución de disolvente de metanol (2: 1, v / v) debajo del capó, cierre los recipientes y deje reposar durante la noche.
    4. Coloque los recipientes en la máquina MARS utilizando el sensor de disolvente durante 60 min a 70 °C y 800 W de potencia.
    5. Saque los buques del MARS y déjelos enfriar bajo el capó.
    6. Use un embudo y lana de vidrio para separar la parte líquida que contiene cloroformo, metanol y lípidos transfiriendo cada muestra líquida a un tubo de ensayo de vidrio prepesado y mantenga los sólidos (biomasa libre de lípidos) para otros análisis.
    7. Lleve los tubos de ensayo que contienen los lípidos al evaporador de nitrógeno, retírelos una vez que el líquido se haya evaporado y luego deje los tubos durante la noche debajo del capó para garantizar una sequedad completa.
    8. Calcular el contenido de lípidos (wt. %) mediante análisis gravimétrico:
      Contenido de lípidos (wt. %) = Biomasa seca de lípidos x 100/ Masa de algas secas

9. Cosecha de algas y rotación de cultivos

  1. Cosechar el 75% del volumen total de cultivo de algas cuando el cultivo está cerca de alcanzar la fase estacionaria. Tome 2\u20125 L de cultivo para realizar análisis de productividad de biomasa en el laboratorio. Procesa y convierte el resto de las algas en los productos de algas deseados.
  2. Vuelva a cultivar el estanque abierto de la pista de rodadura utilizando el 25% de algas restantes como inóculo. Agregue agua hasta el 80% del volumen total del reactor, agregue los medios concentrados y luego termine de llenar hasta el volumen final del reactor si es necesario.
  3. Cultive la cepa de algas adecuada de acuerdo con la temporada, según las condiciones de temperatura e intensidad de la luz.

10. Gestión de datos

  1. Registre datos en el registrador de datos y recopile para su análisis como en el paso 7.3.
  2. Considere la posibilidad de guardar datos en bruto y analizados en la unidad de participación de la plataforma regional de pruebas de materias primas de algas (RAFT). Los colaboradores del proyecto RAFT aportan sus datos para simular y modelar la productividad de las algas y validar el cultivo al aire libre.

Resultados

Los resultados experimentales previos de nuestro laboratorio indican que el cultivo de microalgas utilizando un estanque de raceway abierto semiautomatizado se puede combinar con procesos de captura de carbono. Para comprender mejor la sinergia entre estos dos procesos (Figura 2), desarrollamos un protocolo y lo adaptamos para cultivar la especie de algas verdes Chlorella sorokiniana en condiciones exteriores en un clima semiárido cálido. El gas de combustión de gas natural se ob...

Discusión

En este estudio, demostramos que el acoplamiento sinérgico de la captura de carbono de los gases de combustión y el cultivo de microalgas es posible en un clima semiárido caliente. El protocolo experimental para el sistema de estanques semiautomatizados de la pista de rodadura integra tecnología de vanguardia para monitorear parámetros relevantes en tiempo real que se correlacionan con el crecimiento de algas cuando se utiliza gas de combustión como fuente de carbono. El protocolo propuesto está destinado a reduci...

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado a través del proyecto Regional Algal Feedstock Testbed, Departamento de Energía de los Estados Unidos DE-EE0006269. También agradecemos a Esteban Jiménez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, José Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, el personal de la planta de energía de UA y el personal de la planta de energía TEP por toda su ayuda.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
Adjustable speed motor (paddle wheel system)Leeson174307Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10
Aluminum weight boatsFisher Scientific08-732-102Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes
Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?]Fisher Scientific1185 - 57 - 5Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate
Ammonium PhosphateSigma-Aldrich7722-76-1This chemical is used for the optimized medium
Ampicillin sodium saltSigma AldrichA9518-5GThis chemical is used for avoiding algae contamination
AutoclaveAmerex Instrument IncHirayama HA300MII
Bacto agarFisher ScientificBP1423500Fisher BioReagents Granulated Agar
BleachCloroxGermicidal Bleach, concentrated clorox
Boric Acid (H3BO3)Fisher Scientific10043-35-3Trace Elelements: Boric acid
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O)Sigma-Aldrich10035-04-8Medium preparation. Calcium chloride dihydrate
Carboys (20 L)Nalgene - Thermo Fisher Scientific2250-0050PKPolypropylene Carboy w/Handles
CentrifugeBeckman Coulter, IncJ2-21
ChloroformSigma-Aldrich67-66-3This chemical is used for lipid extraction
Citraplex 20% IronLoveland ProductsSDS No. 1000595582 -17-LPIhttps://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O)Sigma-Aldrich10026-22-9Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate
CompressorMakitaMAC700This equipment is used for the injection CO2 system
Control ValveSierra InstrumentsSmartTrak 100This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture.
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O)Sigma-Aldrich7758-99-8Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate
Data Logger: Campbell unit CR3000Scientific CampbellCR3000This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data
Dissolvde Oxygen SolutionCampbell Scientific14055Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085
Dissolved Oxygen probeSensorex?DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication
Electroconductivity calibration solutionRicca Chemical Company2245 - 32 ( R2245000-1A )Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl)
Electroconductivity probe sensorHanna InstrumentsHI3003/DFlow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O)Sigma-Aldrich6381-92-6Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate
FiltersFisher Scientific09-874-48Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
FlasksFisher scientific09-552-40Pyrex Fernbach Flasks
FurnaceHogentoglerModel: F6020C-80Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace
Glass dessicatorVWR International LLC75871-430Type 150, 140 mm of diameter
Glass funnelFisher ScientificFB6005865Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels
Laminar flow hoodFisher Hamilton SafeairFisher Hamilton Stainless Safeair hume hood
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O)Fisher Scientific10034 - 99 - 8Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate
MethanolSigma-Aldrich67-56-1Lipid extraction solvent
Micro bubble DiffuserPentair Aquatic Eco-Systems1PMBD075This equipment is used for the injection CO2 system
Microalgae: Chlorella SorokinianaNAABBDOE 1412
MicrooscopeCarl Zeiss 4291097
Microwave assistant extractionMARS, CEM CorportationCEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601
MnCl2*4H2OSigma-Aldrich13446-34-9Manganese(II) chloride tetrahydrate
MortarsFisher ScientificFB961BFisherbrand porcelein mortars
Nitrogen evaporatorOrganomationN-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System)
OvenVWR International LLC89511-410Forced Air Oven
Paddle Wheel8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor.
Paddle wheel motorLeesonM1135042.00Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
PestlesFisher ScientificFB961MFisherbrand porcelein pestles
pH and EC TransmitterHanna InstrumentsHI98143Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V.
pH calibration solutionsFisher Scientific13-643-003Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles
pH probe sensorHanna InstrumentsHI1006-2005Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m.
Pippete tipsFisher Scientific1111-28211000 ul TipOne graduated blue tip in racks
PippetterFisher Scientific13-690-032Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel
Plastic cuvettesFisher scientific14377017BrandTech BRAND Plastic Cuvettes
PlatesFisher scientific08-757-100DCorning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid
PotashThis chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4)Sigma-Aldrich7758 -11 - 4Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic
Pyrex reusable Media Storage BottlesFisher scientific06-414-2A1 L and 2 L bottels - PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals
Raceway PondSimilar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products
Real Time Optical Density SensorUniversity of ArizonaThis equipment was design and build by a member of the group
RS232 CableSabrentSabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P)
Shaker TableAlgae agitation 150 rpm
Sodium Carbonate (Na2CO3)Sigma-Aldrich497-19-8Sodium carbonate
Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O)Sigma-Aldrich10102-40-6Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate
Sodium nitrate (NaNO3)Sigma-Aldrich7631-99-4Medium Preparation: Sodium nitrate
SpectophotometerFisher Scientific Company14-385-400Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically.
Test tubesFisher Scientific14-961-27Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml)
Thermocouples type KOmegaKMQXL-125G-6
UreaSigma-Aldrich2067-80-3Urea
Vacuum filtration systemFisher ScientificXX1514700MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask
Vacuum pumpGraingerMarathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O)Sigma-Aldrich7446-20-0Zinc sulfate heptahydrate

Referencias

  1. . The Intergovernmental Panel on Climate Change Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018)
  2. Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
  3. Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy's Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
  4. Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
  5. Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
  6. Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
  7. White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
  8. Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
  9. U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
  10. Granite, E., O'Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
  11. Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
  12. Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3 (2012).
  13. Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
  14. Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
  15. Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
  16. de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
  17. Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
  18. Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
  19. Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. . Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
  20. Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
  21. Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
  22. Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
  23. Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
  24. Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
  25. He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718 (2013).
  26. He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
  27. Pidwirny, M. . Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
  28. Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
  29. Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
  30. Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
  31. Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
  32. Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
  33. Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
  34. Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. . Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268 (2007).
  35. Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
  36. Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
  37. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. . Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
  38. Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
  39. Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
  40. Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
  41. Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
  42. Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
  43. Vonshak, A., Torzillo, G. Environmental Stress Physiology. Handbook of Microalgal Culture. 4 (2007), 57-82 (2007).
  44. Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
  45. Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
  46. Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
  47. Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
  48. Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
  49. Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
  50. Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
  51. Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
  52. Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
  53. Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
  54. Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
  55. Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
  56. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
  57. K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
  58. Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).

Reimpresiones y Permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este JoVE artículos

Solicitar permiso

Explorar más artículos

Ciencias AmbientalesN mero 162Medio ambientecultivo de microalgas al aire libreestanques de pista de rodaduracaptura de carbonoutilizaci n de carbonogas de combusti n industrialChlorella sorokiniana

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Contáctenos

RECOMIENDE A LA BIBLIOTECA

BOLETINES de JoVE

Investigación

Educación

Autores

Bibliotecarios

ACERCA DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados