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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Viene descritto un protocollo per utilizzare l'anidride carbonica nei gas di combustione delle centrali elettriche a gas naturale per coltivare microalghe in stagni di pista aperti. L'iniezione di gas di combustione è controllata con un sensore di pH e la crescita delle microalghe viene monitorata con misurazioni in tempo reale della densità ottica.

Abstract

Negli Stati Uniti, il 35% delle emissioni totali di anidride carbonica (CO2) proviene dall'industria elettrica, di cui il 30% rappresenta la produzione di elettricità a gas naturale. Le microalghe possono biofissare coda 10 a 15 volte più velocemente delle piante e convertire la biomassa algale in prodotti di interesse, come i biocarburanti. Pertanto, questo studio presenta un protocollo che dimostra le potenziali sinergie della coltivazione di microalghe con una centrale elettrica a gas naturale situata nel sud-ovest degli Stati Uniti in un clima caldo semi-arido. Tecnologie all'avanguardia sono utilizzate per migliorare la cattura e l'utilizzo del carbonio attraverso la specie algale verde Chlorella sorokiniana, che può essere ulteriormente trasformata in biocarburante. Descriviamo un protocollo che coinvolge un laghetto semi-automatizzato a circuito aperto e discutiamo i risultati delle sue prestazioni quando è stato testato presso la centrale elettrica di Tucson, a Tucson, in Arizona. Il gas di combustione è stato utilizzato come principale fonte di carbonio per controllare il pH e la clorella sorokiniana è stata coltivata . Un mezzo ottimizzato è stato utilizzato per far crescere le alghe. La quantità di CO2 aggiunta al sistema in funzione del tempo è stata attentamente monitorata. Inoltre, sono stati monitorati altri fattori fisico-chimici che influenzano il tasso di crescita delle alghe, la produttività della biomassa e la fissazione del carbonio, tra cui la densità ottica, l'ossigeno disciolto (DO), l'elettroconduttività (EC) e le temperature dell'aria e dello stagno. I risultati indicano che è possibile ottenere una resa di microalghe fino a 0,385 g/L di peso secco senza ceneri, con un contenuto lipidico del 24%. Sfruttare le opportunità sinergiche tra gli emettitori di CO2 e gli agricoltori di alghe può fornire le risorse necessarie per aumentare la cattura del carbonio, sostenendo al contempo la produzione sostenibile di biocarburanti e bioprodotti algali.

Introduzione

Il riscaldamento globale è una delle questioni ambientali più importanti che il mondo deve affrontare oggi1. Gli studi suggeriscono che la causa principale è l'aumento delle emissioni di gas serra (GHG), principalmente CO2, nell'atmosfera a causa delle attività umane 2,3,4,5,6,7. Negli Stati Uniti, la più grande densità di emissioni di CO2 proviene principalmente dalla combustione di combustibili fossili nel settore energetico, in particolare dagli impianti di generazione di energia elettrica 3,7,8,9. Pertanto, le tecnologie di cattura e utilizzo del carbonio (CCU) sono emerse come una delle principali strategie per ridurre le emissioni di gas serra 2,7,10. Questi includono sistemi biologici che utilizzano la luce solare per convertire CO2 e acqua tramite fotosintesi, in presenza di sostanze nutritive, in biomassa. L'uso di microalghe è stato proposto a causa del rapido tasso di crescita, dell'elevata capacità di fissazione della CO2 e dell'elevata capacità produttiva. Inoltre, le microalghe hanno un ampio potenziale di bioenergia perché la biomassa può essere convertita in prodotti di interesse, come i biocarburanti che possono sostituire i combustibili fossili 7,9,10,11,12.

Le microalghe possono crescere e ottenere la conversione biologica in una varietà di sistemi di coltivazione o reattori, tra cui stagni di pista aperti e fotobioreattori chiusi 13,14,15,16,17,18,19. I ricercatori hanno studiato i vantaggi e i limiti che determinano il successo del bioprocesso in entrambi i sistemi di coltivazione, in condizioni interne o esterne 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Gli stagni aperti sono i sistemi di coltivazione più comuni per la cattura e l'utilizzo del carbonio in situazioni in cui i gas di combustione possono essere distribuiti direttamente dal camino. Questo tipo di sistema di coltivazione è relativamente economico, è facile da scalare, ha bassi costi energetici e ha bassi requisiti energetici per la miscelazione. Inoltre, questi sistemi possono essere facilmente collocati in co-posizione con la centrale elettrica per rendere più efficiente il processo CCU. Tuttavia, ci sono alcuni inconvenienti che devono essere considerati, come la limitazione nel trasferimento di massa di gas / liquido CO2. Sebbene ci siano dei limiti, gli stagni aperti sono stati proposti come il sistema più adatto per la produzione di biocarburanti microalgali all'aperto 5,9,11,16,20.

In questo articolo, descriviamo in dettaglio un metodo per la coltivazione di microalghe in stagni di pista aperti che combina la cattura del carbonio dai gas di scarico di una centrale elettrica a gas naturale. Il metodo consiste in un sistema semi-automatizzato che controlla l'iniezione di fumi in base al pH di coltura; il sistema monitora e registra lo stato della coltura di Chlorella sorokiniana in tempo reale utilizzando la densità ottica, l'ossigeno disciolto (DO), l'elettroconduttività (EC) e i sensori di temperatura dell'aria e dello stagno. I dati sulla biomassa algale e sull'iniezione di gas di combustione vengono raccolti da un data logger ogni 10 minuti presso l'impianto di Tucson Electric Power. La manutenzione del ceppo di alghe, lo scale-up, le misurazioni del controllo di qualità e la caratterizzazione della biomassa (ad esempio, correlazione tra densità ottica, g / L e contenuto lipidico) vengono eseguite in un ambiente di laboratorio presso l'Università dell'Arizona. Un protocollo precedente ha delineato un metodo per ottimizzare le impostazioni dei gas di combustione per promuovere la crescita delle microalghe nei fotobioreattori tramite simulazione al computer26. Il protocollo qui presentato è unico in quanto utilizza stagni di pista aperti ed è progettato per essere implementato in loco in una centrale elettrica a gas naturale al fine di utilizzare direttamente il gas di scarico prodotto. Inoltre, le misurazioni della densità ottica in tempo reale fanno parte del protocollo. Il sistema come descritto è ottimizzato per un clima semiarido caldo (Köppen BSh), che presenta basse precipitazioni, significativa variabilità delle precipitazioni di anno in anno, bassa umidità relativa, alti tassi di evaporazione, cieli limpidi e intensa radiazione solare27.

Protocollo

1. Sistema di crescita: impostazioni del laghetto all'aperto della pista aperta

  1. Allestire i laghetti aperti vicino alla fonte di gas di scarico (contenenti l'8-10% di CO2). Assicurarsi che l'acqua e l'elettricità siano disponibili nella posizione del reattore dello stagno e che il reattore non sia all'ombra per la maggior parte della giornata (Figura 1).
  2. Catturare i fumi durante il processo di post-combustione utilizzando un tubo del carburante di 0,95 cm, pochi metri prima che il gas di combustione entri nella pila per essere scaricato nell'atmosfera (Figura 2).
  3. Rimuovere l'acqua dai gas di scarico utilizzando una trappola per l'acqua da 20 L e un condensatore (lunghezza della bobina ~ 12 m) tra la pila e il compressore (Figura 2).
    NOTA: i gas di combustione contengono in genere circa il 9\u201213,8% di acqua28. Inoltre, il condensatore e la tubazione raffreddano i fumi16.
  4. Collegare i seguenti sensori a un datalogger per monitorare la crescita delle alghe: (1) un sensore di densità ottica in tempo reale29, che misura l'assorbanza a due lunghezze d'onda - 650 e 750 nm - e può rilevare una concentrazione massima di cellule algali di 1,05 g / L; (2) un sensore DO; (3) termocoppie ad aria e stagno; (4) un sensore di pH; e (5) un sensore EC.
    NOTA: Inoltre, i sensori di pH ed EC sono collegati a un trasmettitore. La configurazione dell'unità data logger è illustrata nella Figura 3.
  5. Assicurarsi che tutti i componenti del sistema di crescita algale siano calibrati e funzionino correttamente prima dell'inoculazione.

2. Sistema di controllo del pH

  1. Gestire l'iniezione di gas di combustione utilizzando un compressore, un sistema di valvole di controllo e il programma di data logger, come illustrato nelle Figure 2 e Figura 3 (Materiale supplementare A).
  2. Utilizzare un tubo per dirigere il gas di scarico dalla valvola di controllo al fondo del laghetto della pista attraverso un diffusore in pietra.
  3. Iniettare i gas di combustione nel sistema di crescita in base al pH. Quando il valore del pH è superiore a 8,05, il sistema inietterà gas di combustione, mentre quando il pH è inferiore a 8,00, il sistema interromperà l'iniezione di gas di combustione nei periodi di assenza di crescita. La portata viene misurata in litri standard al minuto (SLPM).
    NOTA: Nella valvola di controllo, la pressione dei fumi in ingresso è limitata a un massimo di 50 psi.

3. Selezione delle alghe e mantenimento della deformazione (luce e temperatura)

NOTA: L'alga verde Chlorella sorokiniana DOE 1412 è stata isolata da Juergen Polle (Brooklyn College)30,31 e selezionata dalla National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB); la sua selezione si è basata sui precedenti studi di caratterizzazione del ceppo eseguiti da Huesemann et al.32,33 . La loro ricerca riguardante lo screening delle alghe, la produttività della biomassa e la coltura simulata dal clima (ad esempio, temperatura e luce) nella regione sud-occidentale quando si utilizzano stagni aperti all'aperto ha informato il metodo utilizzato in questo progetto.

  1. Mantenere le colture a temperatura ambiente (25 °C) utilizzando un ciclo luce/buio di 12 ore/12 h.
  2. Mantenere l'intensità luminosa a 200 μM/m2/s per il mantenimento della coltura coltivata su piastre e in piccole colture liquide (da 50 ml a 500 ml).
  3. Mantenere l'intensità luminosa per lo scale up coltivato in colture liquide da 50 mL a 500 mL a 400 μM / m2 / s e colture liquide da 5 L a 20 L a 600 \ u2012800 μM / m2 / s.

4. Scalabilità verticale e controllo qualità

  1. Preparare il terreno di coltura BG11 utilizzando acqua deionizzata e i seguenti sali, per i macronutrienti, in g/L: 1,5 NaNO3, 0,04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0,036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0,02 Na2CO3; aggiungere 1 mL/L di soluzione di oligoelementi, che contiene i seguenti micronutrienti in g/L: 2,86 H3BO3, 1,81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O.
    NOTA: Per l'inoculazione in piastre e/o la conservazione a lungo termine, aggiungere 7,5 g/L di Bacto agar; per l'inoculazione della coltura, non è necessaria alcuna aggiunta di agar. Sterilizzare il terreno di coltura in autoclave per 21 min a 121 °C.
  2. Versare il mezzo BG11 con agar in piastre di Petri in una cappa a flusso laminare sterile o in un armadio di biosicurezza. Una volta che le piastre sono ferme e fredde, pipettare 500 μL da una coltura di brodo algale congelato ri-sospeso e aggiungere Ampicillina (100 μg / mL); incubare le piastre algali in una tavola shaker (120 rpm) per 1 o 2 settimane.
  3. Utilizzare un anello sterile per selezionare una singola colonia algale da una piastra di coltura e inocularla in un tubo da 50 ml contenente terreno di crescita sterile in un armadio di biosicurezza pulito. Coltivare la piccola coltura liquida su un tavolo shaker (120 rpm) per una settimana.
  4. Trasferire 50 mL di coltura di alghe (fase di crescita lineare, OD750nm ≥ 1) in un pallone da 1 L con mezzo liquido da 500 mL. Montare ogni pallone con un tappo di gomma e tubi in acciaio inossidabile per fornire aerazione. Filtrare l'aria utilizzando filtri di sterilizzazione dell'aria da 0,2 μm. Lascia che la cultura cresca per una o due settimane. Monitorare la densità delle celle utilizzando uno spettrofotometro (OD750nm).
  5. Posizionare la coltura liquida da 500 ml in un carboy da 10 L contenente 8 L di terreno di coltura non sterile e iniettare una miscela di 5% CO2 e 95% aria. Quindi, coltiva le alghe nelle stesse condizioni del passaggio 4.4.
  6. Monitorare le colture di piastre e liquidi (nella procedura 4.2\u20124.5) una volta alla settimana. Prendi un'aliquota e osservala al microscopio con ingrandimento 10x e 40x per garantire la crescita della deformazione desiderata. Colture conservate fino a quando non sono state compromesse o utilizzate per esperimenti. Scartare le colture contaminate.

5. Preparazione media concentrata per la coltivazione in stagno aperto

  1. Per preparare la soluzione di oligoelementi riempire parzialmente un matraccio tarato da 1 L con acqua distillata (DW). Inserire una barra di agitazione magnetica e aggiungere le sostanze chimiche mostrate nella Tabella 1 in sequenza. Assicurarsi che ogni ingrediente si dissolva prima dell'aggiunta del costituente successivo. Rimuovere il magnete e riempire il pallone fino al volume di 1 L.
  2. Riempire parzialmente una bottiglia di vetro da 1 L con DW e inserire la barra magnetica. Posizionare il contenitore sulla parte superiore di una piastra magnetica dell'agitatore e aggiungere le sostanze chimiche per il volume finale del reattore, aggiungendole in sequenza, assicurandosi che ciascuna si dissolva completamente. La tabella 2 elenca le sostanze chimiche per preparare 1 L di mezzo, quindi moltiplicare tutti i valori per il volume finale del reattore. Riempire la bottiglia di vetro a 1 L.

6. Inoculazione del laghetto all'aperto della pista da corsa all'aperto

  1. Pulire accuratamente il reattore utilizzando il 30% di candeggina prima di ogni inoculazione e dopo la raccolta. Si consiglia di lasciare la candeggina durante la notte. Risciacquare bene il reattore per rimuovere tutta la candeggina.
  2. Calibrare tutti i sensori prima dell'inoculazione delle alghe in base alla corrispondente procedura di calibrazione.
  3. Diluire il mezzo concentrato (nel passaggio 5) utilizzando la fonte d'acqua riempiendo il laghetto della pista fino all'80%.
  4. Inoculare il reattore usando un carboy da 10 L pieno di alghe (fase di crescita lineare OD750nm > 2) e portarlo al suo volume finale.
  5. Acclimatare le microalghe ombreggiando parzialmente lo stagno della pista con pallet di legno per ~ 3 giorni (Figura 4), una volta passata la fase esponenziale, come strategia di adattamento per evitare la fotoinibizione.
    NOTA: Questo periodo fornirà anche il tempo alle microalghe di adattarsi allo stress causato dall'iniezione diretta di gas di combustione.

7. Esperimento di crescita batch presso la stazione di generazione

  1. Ispeziona e registra eventuali variazioni quotidiane, tra cui l'evaporazione dell'acqua, il motore a pale, la funzionalità del sensore e qualsiasi cosa fuori dall'ordinario.
  2. Scaricare e ispezionare il compressore e la trappola dell'acqua ogni giorno per rimuovere l'acqua in eccesso per ridurre al minimo la corrosione poiché i gas di scarico sono altamente corrosivi34.
  3. Configurare il data logger per eseguire la scansione di ogni misura del sensore ogni 10 s e per memorizzare i dati medi ogni 10 minuti. Questi includono DO, pH, EC, densità ottica in tempo reale e temperatura dell'aria e del reattore.

8. Campionamento e monitoraggio discreti

  1. Assicurarsi che il livello dell'acqua rimanga costante al volume finale del reattore, altrimenti la misurazione della densità ottica ne risentirà.
  2. Dopo aver reintegrato l'acqua nel reattore, prelevare un campione di 5 ml per le misurazioni della massa cellulare mediante densità ottica (540, 680 e 750 nm) utilizzando uno spettrofotometro ultravioletto-visibile. Ripeti il processo ogni giorno.
  3. Prendi un campione di 500 ml tre volte alla settimana per le osservazioni al microscopio e la concentrazione di biomassa basata sul peso secco senza ceneri (AFDW).
    1. Esegui osservazioni al microscopio con lenti obiettivo 10x e 40x. Inoltre, questi ingrandimenti al microscopio sono utilizzati come parte del controllo di qualità delle alghe descritto nel passaggio 4.6.
    2. Utilizzare 400 ml del campione nel passaggio 8.3 per AFDW
      1. Impostare ogni filtro in microfibra di vetro di dimensioni dei pori da 0,7 μm in un vassoio di alluminio e pretrattare ogni vassoio/filtro in alluminio utilizzando un forno per 4 ore a 540 °C.
      2. Etichetta ogni vassoio di alluminio usando una matita #2, registra il suo peso (A) e posizionalo nell'apparato del filtro a vuoto.
      3. Mescolare vigorosamente il campione di alghe prima di misurare un volume da filtrare. Filtrare abbastanza campione di alghe per dare una differenza di peso pre / post cenere tra 8 e 16 mg. Scegli una differenza di peso da utilizzare nel corso dell'esperimento e mantieni costante questo valore.
      4. Posizionare ogni filtro contenente il campione di alghe nel suo vassoio di alluminio nel forno a 105 °C per almeno 12 ore.
      5. Rimuovere il vassoio/filtro di alluminio dal forno di essiccazione e metterlo in un essiccatore di vetro per evitare l'assorbimento di acqua. Registrare ogni peso del vassoio/filtro (B).
      6. Posizionare il vassoio/filtro in lamina nel forno a muffola a 540 °C per 4 ore.
      7. Spegnere il forno a muffola, raffreddare i vassoi/filtri di alluminio, posizionarli nell'essiccatore e registrare ogni peso del vassoio/filtro (C).
      8. Calcola AFDW utilizzando l'analisi gravimetrica:
        % AFDW= C – A x 100 / B
  4. Tenere 2 L di alghe prima della raccolta per l'estrazione lipidica a microonde (MAE) con solventi.
    1. Centrifugare il campione di alghe ad una forza centrifuga relativa (RFC) di 4.400 x g per 15 min. Prelevare il pellet di alghe e asciugarlo con un forno a 80 °C per almeno 24 ore.
    2. Macinare il campione di alghe e pesare la polvere algale (la biomassa raccomandata varia da 0,3 g a 0,5 g).
    3. Aggiungere la polvere di alghe (biomassa algale secca) nei recipienti Xpress del sistema di reazione accelerata a microonde (MARS), aggiungere 10 ml di cloroformio: metanolo (2: 1, v / v) soluzione solvente sotto il cofano, chiudere i vasi e lasciare riposare durante la notte.
    4. Posizionare i recipienti nella macchina MARS utilizzando il sensore di solvente per 60 minuti a 70 °C e 800 W di potenza.
    5. Togliere le navi dal MARS e lasciarle raffreddare sotto il cofano.
    6. Utilizzare un imbuto e lana di vetro per separare la parte liquida che contiene cloroformio, metanolo e lipidi trasferendo ogni campione liquido in una provetta di vetro pre-pesata e mantenere i solidi (biomassa priva di lipidi) per altre analisi.
    7. Portare le provette contenenti i lipidi all'evaporatore di azoto, rimuoverle una volta che il liquido è stato evaporato e quindi lasciare i tubi durante la notte sotto il cofano per garantire la completa secchezza.
    8. Calcolare il contenuto lipidico (wt. %) utilizzando l'analisi gravimetrica:
      Contenuto lipidico (wt. %) = Biomassa secca dei lipidi x 100/ Massa algale secca

9. Raccolta delle alghe e rotazione delle colture

  1. Raccogli il 75% del volume totale di coltura delle alghe quando la coltura è vicina a raggiungere la fase stazionaria. Prendi 2\u20125 L di coltura per eseguire analisi di produttività della biomassa in laboratorio. Elaborare e convertire il resto delle alghe nei prodotti algali desiderati.
  2. Ricresci il laghetto aperto utilizzando il 25% di alghe rimanenti come inoculo. Aggiungere acqua fino all'80% del volume totale del reattore, aggiungere il mezzo concentrato e quindi completare il riempimento fino al volume finale del reattore, se necessario.
  3. Coltivare il ceppo di alghe appropriato in base alla stagione, in base alle condizioni di temperatura e intensità luminosa.

10. Gestione dei dati

  1. Registrare i dati nel data logger e raccoglierli per l'analisi come nel passaggio 7.3.
  2. Prendi in considerazione la possibilità di salvare i dati grezzi e analizzati nell'unità di condivisione Raft (Regional Algal Feedstock Testbed). I collaboratori del progetto RAFT contribuiscono con i loro dati per simulare e modellare la produttività delle alghe e convalidare la coltivazione all'aperto.

Risultati

Precedenti risultati sperimentali del nostro laboratorio indicano che la coltivazione di microalghe utilizzando un laghetto semi-automatizzato a pista aperta può essere accoppiata con processi di cattura del carbonio. Per comprendere meglio la sinergia tra questi due processi (Figura 2), abbiamo sviluppato un protocollo e lo abbiamo adattato per coltivare la specie algale verde Chlorella sorokiniana in condizioni esterne in un clima semiarido caldo. I gas di combustione a gas natur...

Discussione

In questo studio, dimostriamo che l'accoppiamento sinergico della cattura del carbonio dei gas di combustione e la coltivazione di microalghe è possibile in un clima caldo semi-arido. Il protocollo sperimentale per il sistema di laghetto semi-automatizzato della pista integra una tecnologia all'avanguardia per monitorare in tempo reale i parametri rilevanti che si correlano alla crescita delle alghe quando si utilizzano i gas di combustione come fonte di carbonio. Il protocollo proposto ha lo scopo di ridurre l'incertez...

Divulgazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Riconoscimenti

Questo lavoro è stato supportato attraverso il progetto Regional Algal Feedstock Testbed, U.S. Department of Energy DE-EE0006269. Ringraziamo anche Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, lo staff della centrale elettrica UA e lo staff della centrale elettrica TEP per tutto il loro aiuto.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
Adjustable speed motor (paddle wheel system)Leeson174307Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10
Aluminum weight boatsFisher Scientific08-732-102Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes
Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?]Fisher Scientific1185 - 57 - 5Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate
Ammonium PhosphateSigma-Aldrich7722-76-1This chemical is used for the optimized medium
Ampicillin sodium saltSigma AldrichA9518-5GThis chemical is used for avoiding algae contamination
AutoclaveAmerex Instrument IncHirayama HA300MII
Bacto agarFisher ScientificBP1423500Fisher BioReagents Granulated Agar
BleachCloroxGermicidal Bleach, concentrated clorox
Boric Acid (H3BO3)Fisher Scientific10043-35-3Trace Elelements: Boric acid
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O)Sigma-Aldrich10035-04-8Medium preparation. Calcium chloride dihydrate
Carboys (20 L)Nalgene - Thermo Fisher Scientific2250-0050PKPolypropylene Carboy w/Handles
CentrifugeBeckman Coulter, IncJ2-21
ChloroformSigma-Aldrich67-66-3This chemical is used for lipid extraction
Citraplex 20% IronLoveland ProductsSDS No. 1000595582 -17-LPIhttps://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O)Sigma-Aldrich10026-22-9Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate
CompressorMakitaMAC700This equipment is used for the injection CO2 system
Control ValveSierra InstrumentsSmartTrak 100This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture.
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O)Sigma-Aldrich7758-99-8Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate
Data Logger: Campbell unit CR3000Scientific CampbellCR3000This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data
Dissolvde Oxygen SolutionCampbell Scientific14055Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085
Dissolved Oxygen probeSensorex?DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication
Electroconductivity calibration solutionRicca Chemical Company2245 - 32 ( R2245000-1A )Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl)
Electroconductivity probe sensorHanna InstrumentsHI3003/DFlow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O)Sigma-Aldrich6381-92-6Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate
FiltersFisher Scientific09-874-48Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
FlasksFisher scientific09-552-40Pyrex Fernbach Flasks
FurnaceHogentoglerModel: F6020C-80Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace
Glass dessicatorVWR International LLC75871-430Type 150, 140 mm of diameter
Glass funnelFisher ScientificFB6005865Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels
Laminar flow hoodFisher Hamilton SafeairFisher Hamilton Stainless Safeair hume hood
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O)Fisher Scientific10034 - 99 - 8Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate
MethanolSigma-Aldrich67-56-1Lipid extraction solvent
Micro bubble DiffuserPentair Aquatic Eco-Systems1PMBD075This equipment is used for the injection CO2 system
Microalgae: Chlorella SorokinianaNAABBDOE 1412
MicrooscopeCarl Zeiss 4291097
Microwave assistant extractionMARS, CEM CorportationCEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601
MnCl2*4H2OSigma-Aldrich13446-34-9Manganese(II) chloride tetrahydrate
MortarsFisher ScientificFB961BFisherbrand porcelein mortars
Nitrogen evaporatorOrganomationN-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System)
OvenVWR International LLC89511-410Forced Air Oven
Paddle Wheel8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor.
Paddle wheel motorLeesonM1135042.00Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
PestlesFisher ScientificFB961MFisherbrand porcelein pestles
pH and EC TransmitterHanna InstrumentsHI98143Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V.
pH calibration solutionsFisher Scientific13-643-003Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles
pH probe sensorHanna InstrumentsHI1006-2005Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m.
Pippete tipsFisher Scientific1111-28211000 ul TipOne graduated blue tip in racks
PippetterFisher Scientific13-690-032Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel
Plastic cuvettesFisher scientific14377017BrandTech BRAND Plastic Cuvettes
PlatesFisher scientific08-757-100DCorning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid
PotashThis chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4)Sigma-Aldrich7758 -11 - 4Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic
Pyrex reusable Media Storage BottlesFisher scientific06-414-2A1 L and 2 L bottels - PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals
Raceway PondSimilar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products
Real Time Optical Density SensorUniversity of ArizonaThis equipment was design and build by a member of the group
RS232 CableSabrentSabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P)
Shaker TableAlgae agitation 150 rpm
Sodium Carbonate (Na2CO3)Sigma-Aldrich497-19-8Sodium carbonate
Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O)Sigma-Aldrich10102-40-6Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate
Sodium nitrate (NaNO3)Sigma-Aldrich7631-99-4Medium Preparation: Sodium nitrate
SpectophotometerFisher Scientific Company14-385-400Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically.
Test tubesFisher Scientific14-961-27Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml)
Thermocouples type KOmegaKMQXL-125G-6
UreaSigma-Aldrich2067-80-3Urea
Vacuum filtration systemFisher ScientificXX1514700MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask
Vacuum pumpGraingerMarathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O)Sigma-Aldrich7446-20-0Zinc sulfate heptahydrate

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