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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Es wird ein Protokoll beschrieben, um das Kohlendioxid im Rauchgas von Erdgaskraftwerken zu nutzen, um Mikroalgen in offenen Laufsteichen zu kultivieren. Die Rauchgasinjektion wird mit einem pH-Sensor gesteuert, und das Wachstum von Mikroalgen wird mit Echtzeitmessungen der optischen Dichte überwacht.

Zusammenfassung

In den Vereinigten Staaten stammen 35% der gesamten Kohlendioxidemissionen (CO2) aus der Elektrizitätswirtschaft, von denen 30% die Stromerzeugung aus Erdgas ausmachen. Mikroalgen können CO2 10 bis 15 Mal schneller biofixieren als Pflanzen und Algenbiomasse in interessante Produkte wie Biokraftstoffe umwandeln. Daher stellt diese Studie ein Protokoll vor, das die potenziellen Synergien der Mikroalgenkultivierung mit einem Erdgaskraftwerk im Südwesten der Vereinigten Staaten in einem heißen, semi-ariden Klima aufzeigt. Modernste Technologien werden eingesetzt, um die Kohlenstoffabscheidung und -verwertung über die Grünalgenart Chlorella sorokiniana zu verbessern, die zu Biokraftstoff weiterverarbeitet werden kann. Wir beschreiben ein Protokoll mit einem halbautomatischen offenen Laufsteich und diskutieren die Ergebnisse seiner Leistung, als es im Tucson Electric Power Plant in Tucson, Arizona, getestet wurde. Rauchgas wurde als Hauptkohlenstoffquelle zur Kontrolle des pH-Wertes verwendet, und Chlorella sorokiniana wurde kultiviert. Ein optimiertes Medium wurde verwendet, um die Algen zu züchten. Die Menge an CO2, die dem System als Funktion der Zeit hinzugefügt wurde, wurde genau überwacht. Darüber hinaus wurden andere physikalisch-chemische Faktoren überwacht, die die Algenwachstumsrate, die Biomasseproduktivität und die Kohlenstofffixierung beeinflussen, einschließlich optischer Dichte, gelöster Sauerstoff (DO), Elektroleitfähigkeit (EC) sowie Luft- und Teichtemperaturen. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass eine Mikroalgenausbeute von bis zu 0,385 g/L aschefreiem Trockengewicht mit einem Lipidgehalt von 24% erreichbar ist. Durch die Nutzung synergetischer Möglichkeiten zwischen CO2 -Emittenten und Algenzüchtern können die Ressourcen bereitgestellt werden, die erforderlich sind, um die Kohlenstoffabscheidung zu erhöhen und gleichzeitig die nachhaltige Produktion von Algenbiokraftstoffen und Bioprodukten zu unterstützen.

Einleitung

Die globale Erwärmung ist eines der wichtigsten Umweltprobleme, mit denen die Welt heute konfrontiert ist1. Studien deuten darauf hin, dass die Hauptursache der Anstieg der Treibhausgasemissionen (THG), hauptsächlich CO 2, in der Atmosphäre aufgrund menschlicher Aktivitätenist 2,3,4,5,6,7. In den USA stammt die größte Dichte an CO2 -Emissionen hauptsächlich aus der Verbrennung fossiler Brennstoffe im Energiesektor, insbesondere aus Stromerzeugungsanlagen 3,7,8,9. So haben sich Technologien zur Kohlenstoffabscheidung und -nutzung (CCU) zu einer der wichtigsten Strategien zur Reduzierung der Treibhausgasemissionenentwickelt 2,7,10. Dazu gehören biologische Systeme, die Sonnenlicht nutzen, um CO2 und Wasser durch Photosynthese in Gegenwart von Nährstoffen in Biomasse umzuwandeln. Die Verwendung von Mikroalgen wurde aufgrund der schnellen Wachstumsrate, der hohen CO 2-Fixierungsfähigkeit und der hohen Produktionskapazität vorgeschlagen. Darüber hinaus haben Mikroalgen ein breites Bioenergiepotenzial, da die Biomasse in interessante Produkte umgewandelt werden kann, z. B. Biokraftstoffe, die fossile Brennstoffe ersetzen können 7,9,10,11,12.

Mikroalgen können in einer Vielzahl von Kultivierungssystemen oder Reaktoren, einschließlich offener Laufstege und geschlossener Photobioreaktoren 13,14,15,16,17,18,19, wachsen und eine biologische Umwandlung erreichen. Forscher haben die Vorteile und Einschränkungen untersucht, die den Erfolg des Bioprozesses in beiden Anbausystemen bestimmen, entweder unter Innen- oder Außenbedingungen 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Offene Laufsteiche sind die gebräuchlichsten Anbausysteme für die Kohlenstoffabscheidung und -nutzung in Situationen, in denen Rauchgas direkt aus dem Schornstein verteilt werden kann. Diese Art von Anbausystem ist relativ kostengünstig, leicht zu skalieren, hat niedrige Energiekosten und einen geringen Energiebedarf für das Mischen. Darüber hinaus können diese Systeme leicht mit dem Kraftwerk zusammengelegt werden, um den CCU-Prozess effizienter zu gestalten. Es gibt jedoch einige Nachteile, die berücksichtigt werden müssen, wie z.B. die Begrenzung des CO2 Gas/Flüssig-Stofftransfers. Obwohl es Einschränkungen gibt, wurden offene Laufsteiche als das am besten geeignete System für die Produktion von Mikroalgen-Biokraftstoffen im Freienvorgeschlagen 5,9,11,16,20.

In diesem Artikel beschreiben wir eine Methode zur Mikroalgenkultivierung in offenen Laufsteichen, die die Kohlenstoffabscheidung aus dem Rauchgas eines Erdgaskraftwerks kombiniert. Die Methode besteht aus einem halbautomatischen System, das die Rauchgasinjektion basierend auf dem pH-Wert der Kultur steuert; Das System überwacht und erfasst den Kulturstatus von Chlorella sorokiniana in Echtzeit mit optischen Dichte-, gelöstem Sauerstoff (DO), Elektroleitfähigkeit (EC) sowie Luft- und Teichtemperatursensoren. Algenbiomasse- und Rauchgasinjektionsdaten werden alle 10 Minuten von einem Datenlogger in der Tucson Electric Power Facility gesammelt. Algenstammerhaltung, Scale-up, Qualitätskontrollmessungen und Biomassecharakterisierung (z. B. Korrelation zwischen optischer Dichte, g / L und Lipidgehalt) werden in einem Labor an der University of Arizona durchgeführt. Ein früheres Protokoll skizzierte eine Methode zur Optimierung der Rauchgaseinstellungen zur Förderung des Mikroalgenwachstums in Photobioreaktoren durch Computersimulation26. Das hier vorgestellte Protokoll ist insofern einzigartig, als es offene Laufsteiche nutzt und so konzipiert ist, dass es vor Ort in einem Erdgaskraftwerk implementiert werden kann, um das erzeugte Rauchgas direkt zu nutzen. Darüber hinaus sind optische Dichtemessungen in Echtzeit Teil des Protokolls. Das beschriebene System ist für ein heißes semiarides Klima (Köppen BSh) optimiert, das geringe Niederschläge, signifikante Variabilität der Niederschläge von Jahr zu Jahr, niedrige relative Luftfeuchtigkeit, hohe Verdunstungsraten, klaren Himmel und intensive Sonneneinstrahlungaufweist 27.

Protokoll

1. Wachstumssystem: Einstellungen für offene Laufstege im Freien

  1. Richten Sie die offenen Laufsteiche in der Nähe der Rauchgasquelle (mit 8–10% CO2) ein. Stellen Sie sicher, dass Wasser und Strom am Standort des Teichreaktors verfügbar sind und dass der Reaktor nicht den größten Teil des Tages im Schatten liegt (Abbildung 1).
  2. Fangen Sie das Rauchgas während des Nachverbrennungsprozesses mit einem 0,95 cm langen Kraftstoffschlauch auf, einige Meter bevor das Rauchgas in den Schornstein gelangt, um in die Atmosphäre abgegeben zu werden (Abbildung 2).
  3. Entfernen Sie Wasser aus dem Rauchgas mit einem 20-Liter-Wasserabscheider und einem Kondensator (Spulenlänge ~ 12 m) zwischen dem Schornstein und dem Kompressor (Abbildung 2).
    HINWEIS: Rauchgas enthält typischerweise ca. 9\u201213,8% Wasser28. Zusätzlich kühlen Kondensator und Rohrleitung das Rauchgas16.
  4. Schließen Sie die folgenden Sensoren an einen Datenlogger an, um das Algenwachstum zu überwachen: (1) ein optischer Echtzeit-Dichtesensor29, der die Absorption bei zwei Wellenlängen - 650 und 750 nm - misst und eine maximale Algenzellkonzentration von 1,05 g / l erkennen kann; (2) ein DO-Sensor; (3) Luft- und Teichthermoelemente; (4) einen pH-Sensor; und (5) einen EC-Sensor.
    HINWEIS: Zusätzlich sind die pH- und EC-Sensoren an einen Messumformer angeschlossen. Die Konfiguration der Datenloggereinheit ist in Abbildung 3 dargestellt.
  5. Stellen Sie sicher, dass alle Komponenten des Algenwachstumssystems vor der Impfung kalibriert sind und ordnungsgemäß funktionieren.

2. pH-Kontrollsystem

  1. Verwalten Sie die Rauchgaseinspeisung mithilfe eines Kompressors, eines Regelventilsystems und des Datenloggerprogramms, wie in Abbildung 2 und Abbildung 3 (Zusatzmaterial A) dargestellt.
  2. Verwenden Sie ein Rohr, um das Rauchgas vom Regelventil durch einen Steindiffusor zum Boden des Laufsteichs zu leiten.
  3. Injizieren Sie das Rauchgas basierend auf dem pH-Wert in das Wachstumssystem. Wenn der pH-Wert größer als 8,05 ist, injiziert das System Rauchgas, während das System bei einem pH-Wert von weniger als 8,00 die Rauchgasinjektion in Zeiten ohne Wachstum stoppt. Der Durchfluss wird in Standardlitern pro Minute (SLPM) gemessen.
    HINWEIS: Im Regelventil ist der Rauchgaseinlassdruck auf maximal 50 psi begrenzt.

3. Algenauswahl und Stammpflege (Licht und Temperatur)

HINWEIS: Die Grünalge Chlorella sorokiniana DOE 1412 wurde von Jürgen Polle (Brooklyn College)30,31 isoliert und von der National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB) ausgewählt; seine Auswahl basierte auf den vorherigen Dehnungscharakterisierungsstudien, die von Huesemann et al.32,33 durchgeführt wurden. Ihre Forschungen zum Algenscreening, zur Biomasseproduktivität und zur klimasimulierten Kultivierung (z. B. Temperatur und Licht) in der Südwestregion bei der Verwendung von offenen Laufsteichen im Freien flossen in die in diesem Projekt verwendete Methode ein.

  1. Halten Sie Kulturen bei Raumtemperatur (25 °C) mit einem Hell/Dunkel-Zyklus von 12 h/12 h aufrecht.
  2. Halten Sie die Lichtintensität bei 200 μM/m2/s für die Kulturerhaltung, die auf Platten und in kleinen flüssigen Kulturen (50 ml bis 500 ml) angebaut wird.
  3. Halten Sie die Lichtintensität für die Vergrößerung in Flüssigkulturen von 50 ml bis 500 ml bei 400 μM/m 2/s und Flüssigkulturen von 5 l bis 20 l bei 600 \u2012800 μM/m2/s aufrecht.

4. Scale-up und Qualitätskontrolle

  1. Das BG11-Kulturmedium wird mit deionisiertem Wasser und den folgenden Salzen für Makronährstoffe in g/L hergestellt: 1,5 NaNO3, 0,04 K 2 HPO 4, 0,075 MgSO 4*H 2 O, 0,036 CaCl 2*H 2 O, 0,006 (NH 4)5Fe(C6H 4 O7)2, 0,006Na2 EDTA*2H2O, 0,02Na2 CO3; fügen Sie 1 ml/L Spurenelementlösung hinzu, die folgende Mikronährstoffe in g/L enthält: 2,86 H 3 BO 3, 1,81 MnCl 2*4H 2 O, 0,22 ZnSO 4*7H 2 O, 0,39 Na 2 MoO 4*2H 2 O, 0,079 CuSO 4*5H 2 O, 0,0494 Co(NO 3)2*6H 2 O.
    HINWEIS: Für die Plattenimpfung und / oder Langzeitlagerung fügen Sie 7,5 g / L Bacto-Agar hinzu; Für die Kulturimpfung ist keine Zugabe von Agar erforderlich. Nährmedium im Autoklaven 21 min bei 121 °C sterilisieren.
  2. Gießen Sie das BG11-Medium mit Agar in Petrischalen in einer sterilen Laminar-Flow-Haube oder Biosicherheitswerkbank. Sobald die Platten fest und kühl sind, pipettieren Sie 500 μL aus einer resuspendierten gefrorenen Algenbrühkultur und fügen Sie Ampicillin (100 μg / ml) hinzu; Inkubieren Sie die Algenplatten in einem Shaker-Tisch (120 U / min) für 1 bis 2 Wochen.
  3. Verwenden Sie eine sterile Schleife, um eine einzelne Algenkolonie aus einer Kulturplatte auszuwählen und sie in einem 50-ml-Röhrchen mit sterilem Wachstumsmedium in einer sauberen Biosicherheitskabine zu impfen. Züchten Sie die kleine flüssige Kultur auf einem Shakertisch (120 U / min) für eine Woche.
  4. Überführen Sie 50 ml Algenkultur (lineare Wachstumsphase, OD750nm ≥ 1) in einen 1 L Kolben mit 500 mL flüssigem Medium. Passen Sie jeden Kolben mit einem Gummistopfen und Edelstahlrohren an, um die Belüftung zu gewährleisten. Filtern Sie die Luft mit 0,2 μm Luftsterilisationsfiltern. Lassen Sie die Kultur für ein bis zwei Wochen wachsen. Überwachen Sie die Zelldichte mit einem Spektralphotometer (OD750nm).
  5. Legen Sie die 500 ml Flüssigkultur in einen 10 l Ballon, der 8 l unsteriles Kulturmedium enthält, und injizieren Sie eine Mischung aus 5% CO2 und 95% Luft. Dann kultivieren Sie Algen unter den gleichen Bedingungen wie in Schritt 4.4.
  6. Überwachen Sie die Stammplatte und flüssige Kulturen (in den Schritten 4.2\u20124.5) einmal pro Woche. Nehmen Sie ein Aliquot und beobachten Sie es unter dem Mikroskop bei 10-facher und 40-facher Vergrößerung, um das Wachstum der gewünschten Sorte sicherzustellen. Kulturen behalten, bis sie kompromittiert oder für Experimente verwendet wurden. Entsorgen Sie kontaminierte Kulturen.

5. Konzentrierte Medienaufbereitung für den offenen Teichanbau

  1. Zur Herstellung von Spurenelementen Lösung einen 1 L Messkolben teilweise mit destilliertem Wasser (DW) füllen. Setzen Sie einen magnetischen Rührstab ein und fügen Sie die in Tabelle 1 aufgeführten Chemikalien nacheinander hinzu. Stellen Sie sicher, dass sich jede Zutat vor der Zugabe des nächsten Bestandteils auflöst. Entfernen Sie den Magneten und füllen Sie den Kolben bis zur 1-L-Volumenmarke.
  2. Füllen Sie eine 1 L Glasflasche teilweise mit DW und setzen Sie die magnetische Rührstange ein. Stellen Sie den Behälter auf die Oberseite einer magnetischen Rührplatte und fügen Sie die Chemikalien für das endgültige Volumen des Reaktors hinzu, indem Sie sie nacheinander hinzufügen, um sicherzustellen, dass sich jeder vollständig auflöst. Tabelle 2 listet die Chemikalien auf, mit denen 1 l Medium hergestellt werden sollen, also multiplizieren Sie alle Werte mit dem Endvolumen des Reaktors. Füllen Sie die Glasflasche auf 1 L.

6. Impfung des offenen Laufstegs im Freien

  1. Reinigen Sie den Reaktor gründlich mit 30% Bleichmittel vor jeder Impfung und nach der Ernte. Es wird empfohlen, das Bleichmittel über Nacht stehen zu lassen. Spülen Sie den Reaktor gut aus, um das gesamte Bleichmittel zu entfernen.
  2. Kalibrieren Sie alle Sensoren vor der Algenimpfung nach dem entsprechenden Kalibrierverfahren.
  3. Verdünnen Sie die konzentrierten Medien (in Schritt 5) mit der Wasserquelle, indem Sie den Laufsteich bis zu 80% füllen.
  4. Beimpfen Sie den Reaktor mit einem mit Algen gefüllten 10-Liter-Ballon (lineare Wachstumsphase OD750nm > 2) und bringen Sie ihn auf sein endgültiges Volumen.
  5. Akklimatisieren Sie Mikroalgen, indem Sie den Laufsteich mit Holzpaletten für ~ 3 Tage teilweise beschatten (Abbildung 4), sobald die exponentielle Phase vorüber ist, als Anpassungsstrategie zur Vermeidung von Photoinhibition.
    HINWEIS: Dieser Zeitraum gibt den Mikroalgen auch Zeit, sich an den Stress anzupassen, der durch die direkte Einspritzung von Rauchgas verursacht wird.

7. Batch-Wachstumsexperiment am Kraftwerk

  1. Untersuchen und zeichnen Sie alle täglichen Schwankungen auf, einschließlich Wasserverdunstung, Schaufelradmotor, Sensorfunktionalität und allem, was ungewöhnlich ist.
  2. Lassen Sie den Kompressor und den Wasserabscheider jeden Tag abtropfen und inspizieren Sie ihn, um überschüssiges Wasser zu entfernen, um die Korrosion zu minimieren, da das Rauchgas stark korrosivist 34.
  3. Konfigurieren Sie den Datenlogger so, dass er jede Sensormessung alle 10 s scannt und die durchschnittlichen Daten alle 10 Minuten speichert. Dazu gehören DO, pH, EC, optische Dichte in Echtzeit sowie Luft- und Reaktortemperatur.

8. Diskrete Probenahme und Überwachung

  1. Stellen Sie sicher, dass der Wasserstand im Endvolumen des Reaktors konstant bleibt, da sonst die optische Dichtemessung beeinträchtigt wird.
  2. Nachdem Sie Wasser im Reaktor aufgefüllt haben, nehmen Sie eine 5-ml-Probe für Zellmassenmessungen durch optische Dichte (540, 680 und 750 nm) mit einem ultraviolett sichtbaren Spektralphotometer. Wiederholen Sie den Vorgang täglich.
  3. Nehmen Sie dreimal pro Woche eine 500-ml-Probe für Mikroskopbeobachtungen und Biomassekonzentration basierend auf dem aschefreien Trockengewicht (AFDW).
    1. Führen Sie mikroskopische Beobachtungen mit 10x- und 40x-Objektiven durch. Zusätzlich werden diese Mikroskopvergrößerungen im Rahmen der in Schritt 4.6 beschriebenen Algenqualitätskontrolle eingesetzt.
    2. Verwenden Sie 400 ml der Probe in Schritt 8.3 für AFDW
      1. Stellen Sie jeden 0,7 μm porengroßen Glasmikrofaserfilter in eine Aluminiumfolienschale und behandeln Sie jede Aluminiumfolienschale/jeden Aluminiumfolienfilter mit einem Ofen für 4 h bei 540 °C.
      2. Beschriften Sie jedes Aluminiumfolienfach mit einem Bleistift #2, notieren Sie sein Gewicht (A) und legen Sie es in die Vakuumfiltervorrichtung.
      3. Rühren Sie die Algenprobe kräftig um, bevor Sie ein zu filterndes Volumen abmessen. Filtern Sie genügend Algenproben, um einen Gewichtsunterschied zwischen 8 und 16 mg vor / nach der Asche zu erhalten. Wählen Sie einen Gewichtsunterschied aus, der im Laufe des Experiments verwendet werden soll, und halten Sie diesen Wert konstant.
      4. Legen Sie jeden Filter, der die Algenprobe enthält, in seine Folienschale bei 105 °C für mindestens 12 h in den Ofen.
      5. Entfernen Sie die Folienschale/den Folienfilter aus dem Trockenschrank und legen Sie sie in einen Glasausgleichskörper, um die Wasseraufnahme zu verhindern. Notieren Sie jedes Folienschalen-/Filtergewicht (B).
      6. Legen Sie die Folienschale/den Folienfilter für 4 h in den 540 °C Muffelofen.
      7. Schalten Sie den Muffelofen aus, kühlen Sie Folienschalen/Filter ab, legen Sie sie in den Exsikkator und notieren Sie jedes Folienschalen-/Filtergewicht (C).
      8. Berechnen Sie AFDW mit gravimetrischer Analyse:
        % AFDW= C – A x 100 / B
  4. Halten Sie 2 l Algen vor der Ernte für die mikrowellengestützte Extraktion (MAE) Lipidextraktionsanalyse mit Lösungsmitteln auf.
    1. Die Algenprobe wird mit einer relativen Zentrifugalkraft (RFC) von 4.400 x g für 15 min zentrifugiert. Nehmen Sie das Algenpellet und trocknen Sie es im Ofen bei 80 °C für mindestens 24 h.
    2. Mahlen Sie die Algenprobe und wiegen Sie das Algenpulver (die empfohlene Biomasse reicht von 0,3 g bis 0,5 g).
    3. Das Algenpulver (trockene Algenbiomasse) in die Xpress-Gefäße des Mikrowellen-beschleunigten Reaktionssystems (MARS) geben, 10 ml Chloroform:Methanol (2:1, v/v) Lösungsmittellösung unter die Haube geben, die Gefäße schließen und über Nacht stehen lassen.
    4. Legen Sie die Behälter mit dem Lösungsmittelsensor für 60 Minuten bei 70 °C und 800 W Leistung in die MARS-Maschine.
    5. Nehmen Sie Schiffe aus dem MARS und lassen Sie sie unter der Haube abkühlen.
    6. Verwenden Sie einen Trichter und Glaswolle, um den flüssigen Teil, der Chloroform, Methanol und Lipide enthält, zu trennen, indem Sie jede flüssige Probe in ein vorgewogenes Glasreagenzglas überführen und die Feststoffe (Biomasse frei von Lipiden) für andere Analysen halten.
    7. Nehmen Sie die Reagenzgläser mit den Lipiden zum Stickstoffverdampfer, entfernen Sie sie, sobald die Flüssigkeit verdampft ist, und lassen Sie die Röhrchen dann über Nacht unter der Haube, um eine vollständige Trockenheit zu gewährleisten.
    8. Berechnung des Lipidgehalts (Gew.-%) mittels gravimetrischer Analyse:
      Lipidgehalt (Gew.-%) = Trockene Biomasse von Lipiden x 100/ Trockenalgenmasse

9. Algenernte und Fruchtfolge

  1. Ernte 75% des gesamten Algenkulturvolumens, wenn die Kultur kurz vor der stationären Phase steht. Nehmen Sie 2 \u20125 l Kultur, um Biomasse-Produktivitätsanalysen im Labor durchzuführen. Verarbeiten und wandeln Sie den Rest der Alge in die gewünschten Algenprodukte um.
  2. Wachsen Sie den offenen Laufsteich nach, indem Sie die 25% der verbleibenden Algen als Impfmittel verwenden. Wasser bis zu 80 % des Gesamtvolumens des Reaktors hinzufügen, die konzentrierten Medien hinzufügen und dann bei Bedarf bis zum endgültigen Volumen des Reaktors befüllen.
  3. Kultivieren Sie den geeigneten Algenstamm je nach Jahreszeit, basierend auf Temperatur- und Lichtintensitätsbedingungen.

10. Datenverwaltung

  1. Daten im Datenlogger aufzeichnen und zur Analyse wie in Schritt 7.3 sammeln.
  2. Erwägen Sie, rohe und analysierte Daten im Regional Algal Feedstock Testbed (RAFT) Share Drive zu speichern. RAFT-Projektmitarbeiter tragen ihre Daten bei, um die Algenproduktivität zu simulieren und zu modellieren und die Freilandkultivierung zu validieren.

Ergebnisse

Frühere experimentelle Ergebnisse aus unserem Labor deuten darauf hin, dass die Kultivierung von Mikroalgen mit einem halbautomatischen offenen Laufsteich mit Kohlenstoffabscheidungsprozessen gekoppelt werden kann. Um die Synergie zwischen diesen beiden Prozessen besser zu verstehen (Abbildung 2), haben wir ein Protokoll entwickelt und es auf die Kultivierung der Grünalgenart Chlorella sorokiniana unter Außenbedingungen in einem heißen semiariden Klima zugeschnitten. Erdgas-Rauc...

Diskussion

In dieser Studie zeigen wir, dass eine synergistische Kopplung von Rauchgas-Kohlenstoffabscheidung und Mikroalgenkultivierung in einem heißen, semi-ariden Klima möglich ist. Das experimentelle Protokoll für das halbautomatische Laufbahn-Teichsystem integriert modernste Technologie, um relevante Parameter in Echtzeit zu überwachen, die mit dem Algenwachstum korrelieren, wenn Rauchgas als Kohlenstoffquelle verwendet wird. Das vorgeschlagene Protokoll soll die Unsicherheit in der Algenzucht verringern, was einer der Hau...

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch das Regional Algal Feedstock Testbed Projekt, U.S. Department of Energy DE-EE0006269 unterstützt. Wir danken auch Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, UA Power Plant Staff und TEP Power Plant Staff für all ihre Hilfe.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Adjustable speed motor (paddle wheel system)Leeson174307Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10
Aluminum weight boatsFisher Scientific08-732-102Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes
Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?]Fisher Scientific1185 - 57 - 5Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate
Ammonium PhosphateSigma-Aldrich7722-76-1This chemical is used for the optimized medium
Ampicillin sodium saltSigma AldrichA9518-5GThis chemical is used for avoiding algae contamination
AutoclaveAmerex Instrument IncHirayama HA300MII
Bacto agarFisher ScientificBP1423500Fisher BioReagents Granulated Agar
BleachCloroxGermicidal Bleach, concentrated clorox
Boric Acid (H3BO3)Fisher Scientific10043-35-3Trace Elelements: Boric acid
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O)Sigma-Aldrich10035-04-8Medium preparation. Calcium chloride dihydrate
Carboys (20 L)Nalgene - Thermo Fisher Scientific2250-0050PKPolypropylene Carboy w/Handles
CentrifugeBeckman Coulter, IncJ2-21
ChloroformSigma-Aldrich67-66-3This chemical is used for lipid extraction
Citraplex 20% IronLoveland ProductsSDS No. 1000595582 -17-LPIhttps://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O)Sigma-Aldrich10026-22-9Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate
CompressorMakitaMAC700This equipment is used for the injection CO2 system
Control ValveSierra InstrumentsSmartTrak 100This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture.
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O)Sigma-Aldrich7758-99-8Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate
Data Logger: Campbell unit CR3000Scientific CampbellCR3000This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data
Dissolvde Oxygen SolutionCampbell Scientific14055Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085
Dissolved Oxygen probeSensorex?DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication
Electroconductivity calibration solutionRicca Chemical Company2245 - 32 ( R2245000-1A )Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl)
Electroconductivity probe sensorHanna InstrumentsHI3003/DFlow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O)Sigma-Aldrich6381-92-6Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate
FiltersFisher Scientific09-874-48Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
FlasksFisher scientific09-552-40Pyrex Fernbach Flasks
FurnaceHogentoglerModel: F6020C-80Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace
Glass dessicatorVWR International LLC75871-430Type 150, 140 mm of diameter
Glass funnelFisher ScientificFB6005865Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels
Laminar flow hoodFisher Hamilton SafeairFisher Hamilton Stainless Safeair hume hood
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O)Fisher Scientific10034 - 99 - 8Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate
MethanolSigma-Aldrich67-56-1Lipid extraction solvent
Micro bubble DiffuserPentair Aquatic Eco-Systems1PMBD075This equipment is used for the injection CO2 system
Microalgae: Chlorella SorokinianaNAABBDOE 1412
MicrooscopeCarl Zeiss 4291097
Microwave assistant extractionMARS, CEM CorportationCEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601
MnCl2*4H2OSigma-Aldrich13446-34-9Manganese(II) chloride tetrahydrate
MortarsFisher ScientificFB961BFisherbrand porcelein mortars
Nitrogen evaporatorOrganomationN-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System)
OvenVWR International LLC89511-410Forced Air Oven
Paddle Wheel8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor.
Paddle wheel motorLeesonM1135042.00Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
PestlesFisher ScientificFB961MFisherbrand porcelein pestles
pH and EC TransmitterHanna InstrumentsHI98143Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V.
pH calibration solutionsFisher Scientific13-643-003Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles
pH probe sensorHanna InstrumentsHI1006-2005Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m.
Pippete tipsFisher Scientific1111-28211000 ul TipOne graduated blue tip in racks
PippetterFisher Scientific13-690-032Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel
Plastic cuvettesFisher scientific14377017BrandTech BRAND Plastic Cuvettes
PlatesFisher scientific08-757-100DCorning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid
PotashThis chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4)Sigma-Aldrich7758 -11 - 4Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic
Pyrex reusable Media Storage BottlesFisher scientific06-414-2A1 L and 2 L bottels - PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals
Raceway PondSimilar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products
Real Time Optical Density SensorUniversity of ArizonaThis equipment was design and build by a member of the group
RS232 CableSabrentSabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P)
Shaker TableAlgae agitation 150 rpm
Sodium Carbonate (Na2CO3)Sigma-Aldrich497-19-8Sodium carbonate
Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O)Sigma-Aldrich10102-40-6Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate
Sodium nitrate (NaNO3)Sigma-Aldrich7631-99-4Medium Preparation: Sodium nitrate
SpectophotometerFisher Scientific Company14-385-400Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically.
Test tubesFisher Scientific14-961-27Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml)
Thermocouples type KOmegaKMQXL-125G-6
UreaSigma-Aldrich2067-80-3Urea
Vacuum filtration systemFisher ScientificXX1514700MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask
Vacuum pumpGraingerMarathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O)Sigma-Aldrich7446-20-0Zinc sulfate heptahydrate

Referenzen

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