Couplage de la capture du carbone d’une centrale électrique avec des étangs ouverts semi-automatisés pour la culture de microalgues

Résumé

Un protocole est décrit pour utiliser le dioxyde de carbone dans les gaz de combustion des centrales électriques au gaz naturel pour cultiver des microalgues dans des étangs ouverts. L’injection de gaz de combustion est contrôlée à l’aide d’un capteur de pH et la croissance des microalgues est surveillée avec des mesures en temps réel de la densité optique.

Résumé

Aux États-Unis, 35 % des émissions totales de dioxyde de carbone (CO₂) proviennent de l’industrie de l’énergie électrique, dont 30 % représentent la production d’électricité au gaz naturel. Les microalgues peuvent biofixer le CO₂ 10 à 15 fois plus rapidement que les plantes et convertir la biomasse algale en produits d’intérêt, tels que les biocarburants. Ainsi, cette étude présente un protocole qui démontre les synergies potentielles de la culture de microalgues avec une centrale au gaz naturel située dans le sud-ouest des États-Unis dans un climat chaud semi-aride. Des technologies de pointe sont utilisées pour améliorer le captage et l’utilisation du carbone via l’espèce d’algue verte Chlorella sorokiniana, qui peut être transformée en biocarburant. Nous décrivons un protocole impliquant un étang de course ouvert semi-automatisé et discutons des résultats de ses performances lorsqu’il a été testé à la centrale électrique de Tucson, à Tucson, en Arizona. Les gaz de combustion ont été utilisés comme principale source de carbone pour contrôler le pH, et Chlorella sorokiniana a été cultivée. Un milieu optimisé a été utilisé pour cultiver les algues. La quantité de CO₂ ajoutée au système en fonction du temps a été étroitement surveillée. En outre, d’autres facteurs physicochimiques affectant le taux de croissance des algues, la productivité de la biomasse et la fixation du carbone ont été surveillés, notamment la densité optique, l’oxygène dissous (OD), l’électroconductivité (EC) et les températures de l’air et des étangs. Les résultats indiquent qu’un rendement en microalgues allant jusqu’à 0,385 g/L de poids sec sans cendres est atteignable, avec une teneur en lipides de 24%. Tirer parti des possibilités de synergie entre les émetteurs de CO₂ et les producteurs d’algues peut fournir les ressources nécessaires pour accroître le captage du carbone tout en soutenant la production durable de biocarburants et de bioproduits d’algues.

Introduction

Le réchauffement climatique est l’un des problèmes environnementaux les plus importants auxquels le monde est confronté aujourd’hui¹. Des études suggèrent que la cause principale est l’augmentation des émissions de gaz à effet de serre (GES), principalement du CO₂, dans l’atmosphère en raison des activités humaines 2,3,4,5,6,7. Aux États-Unis, la plus grande densité d’émissions de CO₂ provient principalement de la combustion de combustibles fossiles dans le secteur de l’énergie, en particulier des centrales de production d’électricité ^3,7,8,9. Ainsi, les technologies de captage et d’utilisation du carbone (CCU) sont devenues l’une des principales stratégies pour réduire les émissions de GES ^2,7,10. Il s’agit notamment de systèmes biologiques qui utilisent la lumière du soleil pour convertir le CO₂ et l’eau via la photosynthèse, en présence de nutriments, en biomasse. L’utilisation de microalgues a été proposée en raison du taux de croissance rapide, de la capacité élevée de fixation du CO₂ et de la capacité de production élevée. De plus, les microalgues ont un large potentiel de bioénergie parce que la biomasse peut être convertie en produits d’intérêt, tels que les biocarburants qui peuvent remplacer les combustibles fossiles ^7,9,10,11,12.

Les microalgues peuvent se développer et réaliser une conversion biologique dans une variété de systèmes de culture ou de réacteurs, y compris les étangs de piste ouverts et les photobioréacteurs fermés 13,14,15,16,17,18,19. Les chercheurs ont étudié les avantages et les limites qui déterminent le succès du bioprocessus dans les deux systèmes de culture, dans des conditions intérieures ou extérieures 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Les étangs ouverts sont les systèmes de culture les plus courants pour le captage et l’utilisation du carbone dans les situations où les gaz de combustion peuvent être distribués directement à partir de la cheminée. Ce type de système de culture est relativement peu coûteux, facile à mettre à l’échelle, a de faibles coûts énergétiques et a de faibles besoins en énergie pour le mélange. De plus, ces systèmes peuvent facilement être colocalisés avec la centrale électrique pour rendre le processus CCU plus efficace. Cependant, certains inconvénients doivent être pris en compte, tels que la limitation du transfert de masse de gaz / liquide CO₂. Bien qu’il y ait des limites, les étangs de piste ouverts ont été proposés comme le système le plus approprié pour la production extérieure^{de biocarburants à microalgues 5,9,11,16,20}.

Dans cet article, nous détaillons une méthode de culture de microalgues dans des étangs ouverts qui combine la capture du carbone des gaz de combustion d’une centrale électrique au gaz naturel. La méthode consiste en un système semi-automatisé qui contrôle l’injection de gaz de combustion en fonction du pH de culture; le système surveille et enregistre l’état de la culture de Chlorella sorokiniana en temps réel à l’aide de capteurs de densité optique, d’oxygène dissous (OD), d’électroconductivité (EC) et de température de l’air et de l’étang. Les données sur la biomasse algale et l’injection de gaz de combustion sont collectées par un enregistreur de données toutes les 10 minutes à l’installation électrique de Tucson. Le maintien de la souche d’algues, la mise à l’échelle, les mesures de contrôle de la qualité et la caractérisation de la biomasse (par exemple, corrélation entre la densité optique, g / L et la teneur en lipides) sont effectués dans un laboratoire de l’Université de l’Arizona. Un protocole précédent décrivait une méthode d’optimisation des paramètres des gaz de combustion afin de favoriser la croissance des microalgues dans les photobioréacteurs par simulation informatique²⁶. Le protocole présenté ici est unique en ce sens qu’il utilise des étangs ouverts et est conçu pour être mis en œuvre sur place dans une centrale au gaz naturel afin d’utiliser directement les gaz de combustion produits. De plus, les mesures de densité optique en temps réel font partie du protocole. Le système tel que décrit est optimisé pour un climat semi-aride chaud (Köppen BSh), qui présente de faibles précipitations, une variabilité significative des précipitations d’une année à l’autre, une faible humidité relative, des taux d’évaporation élevés, un ciel dégagé et un rayonnement solaire intense²⁷.

Protocole

1. Système de croissance: réglages d’étang de piste de course ouvert en plein air

1. Installez les bassins ouverts de l’hippodrome à proximité de la source de gaz de combustion (contenant 8 à 10 % de CO₂). Assurez-vous que l’eau et l’électricité sont disponibles à l’emplacement du réacteur de l’étang et que le réacteur n’est pas à l’ombre la majeure partie de la journée (figure 1).
2. Capter les gaz de combustion pendant le processus de postcombustion à l’aide d’un tuyau de carburant de 0,95 cm, quelques mètres avant que les gaz de combustion ne pénètrent dans la cheminée pour être rejetés dans l’atmosphère (figure 2).
3. Retirez l’eau des gaz de combustion à l’aide d’un piège à eau de 20 L et d’un condenseur (longueur de la bobine ~ 12 m) entre la cheminée et le compresseur (Figure 2).
   REMARQUE: Les gaz de combustion contiennent généralement environ 9\u201213,8% d’eau²⁸. De plus, le condenseur et le pipeline refroidissent les gaz de combustion¹⁶.
4. Connectez les capteurs suivants à une centrale de mesure pour surveiller la croissance des algues : (1) un capteur de densité optique en temps réel²⁹, qui mesure l’absorbance à deux longueurs d’onde – 650 et 750 nm – et peut détecter une concentration maximale de cellules algales de 1,05 g/L ; 2° un capteur d’OD; 3° les thermocouples d’air et d’étang; 4° un capteur de pH; et (5) un capteur EC.
   REMARQUE: De plus, les capteurs de pH et d’EC sont connectés à un émetteur. La configuration de l’unité d’enregistrement de données est illustrée à la figure 3.
5. Assurez-vous que tous les composants du système de croissance des algues sont étalonnés et fonctionnent correctement avant l’inoculation.

2. Système de contrôle du pH

1. Gérer l’injection de gaz de combustion à l’aide d’un compresseur, d’un système de vanne de régulation et du programme d’enregistreur de données, comme illustré à la Figure 2 et à la Figure 3 (Matériau supplémentaire A).
2. Utilisez un tube pour diriger les gaz de combustion de la vanne de régulation vers le fond de l’étang de la piste à travers un diffuseur en pierre.
3. Injectez les gaz de combustion dans le système de croissance en fonction du pH. Lorsque la valeur du pH est supérieure à 8,05, le système injectera des gaz de combustion, tandis que lorsque le pH est inférieur à 8,00, le système arrêtera l’injection de gaz de combustion en période d’absence de croissance. Le débit est mesuré en litres standard par minute (SLPM).
   REMARQUE: Dans la vanne de régulation, la pression des gaz de combustion d’entrée est limitée à un maximum de 50 psi.

3. Sélection des algues et maintien des souches (lumière et température)

NOTE: L’algue verte Chlorella sorokiniana DOE 1412 a été isolée par Juergen Polle (Brooklyn College)^30,31 et sélectionnée par la National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB); sa sélection a été basée sur les études précédentes de caractérisation des souches réalisées par Huesemann et ^al.32,33 . Leurs recherches sur le criblage des algues, la productivité de la biomasse et la culture simulée par le climat (p. ex., la température et la lumière) dans la région du Sud-Ouest lors de l’utilisation d’étangs extérieurs ouverts ont éclairé la méthode utilisée dans ce projet.

1. Maintenir les cultures à température ambiante (25 °C) en utilisant un cycle lumière/obscurité de 12 h/12 h.
2. Maintenir l’intensité lumineuse à 200 μM/^m2/s pour l’entretien de la culture cultivée sur plaques et dans de petites cultures liquides (50 mL à 500 mL).
3. Maintenir l’intensité lumineuse pour la mise à l’échelle cultivée dans des cultures liquides de 50 mL à 500 mL à 400 μM/m²/s, et des cultures liquides de 5 L à 20 L à 600\u2012800 μM/m²/s.

4. Mise à l’échelle et contrôle de la qualité

1. Préparer le milieu de culture BG11 à l’aide d’eau désionisée et des sels suivants, pour les macronutriments, en g/L : 1,5 NaNO₃, 0,04 K₂HPO₄, 0,075 MgSO₄*H₂O, 0,036 CaCl₂*H₂O, 0,006 (NH₄)₅Fe(_C6H₄O₇)₂, 0,006 Na₂EDTA*2H₂O, 0,02 Na₂CO₃; ajouter 1 mL/L de solution d’oligo-éléments, qui contient les micronutriments suivants en g/L : 2,86_{H3 BO 3}, 1,81 MnCl₂*4H₂O, 0,22 ZnSO₄*7H₂O, 0,39 Na₂MoO₄*2H₂O, 0,079 CuSO₄*5H₂O, 0,0494 Co(NO₃)₂*6H₂O.
   REMARQUE: Pour l’inoculation sur plaque et / ou le stockage à long terme, ajouter 7,5 g / L de gélose Bacto; pour l’inoculation de culture, aucun ajout de gélose n’est nécessaire. Stériliser le milieu de culture dans l’autoclave pendant 21 min à 121 °C.
2. Versez le milieu BG11 avec gélose dans des boîtes de Petri dans une hotte à flux laminaire stérile ou une armoire de biosécurité. Une fois les plaques fermes et fraîches, pipeter 500 μL à partir d’une culture d’algues congelées en suspension et ajouter l’ampicilline (100 μg/mL); incuber les plaques d’algues dans une table agitatrice (120 tr/min) pendant 1 à 2 semaines.
3. Utilisez une boucle stérile pour sélectionner une seule colonie d’algues dans une plaque de culture et l’inoculer dans un tube de 50 mL contenant un milieu de croissance stérile dans une armoire de biosécurité propre. Cultivez la petite culture liquide sur une table agitatrice (120 tr/min) pendant une semaine.
4. Transférer 50 mL de culture d’algues (phase de croissance linéaire, OD_750nm ≥ 1) dans une fiole de 1 L avec un milieu liquide de 500 mL. Équipez chaque flacon d’un bouchon en caoutchouc et d’un tube en acier inoxydable pour assurer l’aération. Filtrer l’air à l’aide de filtres de stérilisation à l’air de 0,2 μm. Laissez la culture grandir pendant une à deux semaines. Surveiller la densité cellulaire à l’aide d’un spectrophotomètre (OD_750nm).
5. Placer la culture liquide de 500 mL dans un carboy de 10 L contenant 8 L de milieu de culture non stérile et injecter un mélange de 5% de CO₂ et 95% d’air. Ensuite, cultivez les algues dans les mêmes conditions qu’à l’étape 4.4.
6. Surveiller les cultures sur plaques mères et liquides (aux étapes 4.2\u20124.5) une fois par semaine. Prenez une aliquote et observez-la au microscope à un grossissement de 10x et 40x pour assurer la croissance de la souche désirée. Conserver les cultures jusqu’à ce qu’elles aient été compromises ou utilisées pour des expériences. Jeter les cultures contaminées.

5. Préparation de milieu concentré pour la culture en étang ouvert

1. Pour préparer la solution d’oligo-éléments, remplissez partiellement une fiole jaugée de 1 L avec de l’eau distillée (DW). Insérez une barre d’agitation magnétique et ajoutez les produits chimiques indiqués dans le tableau 1 séquentiellement. Assurez-vous que chaque ingrédient se dissout avant l’ajout du constituant suivant. Retirez l’aimant et remplissez la fiole jusqu’à la marque de volume de 1 L.
2. Remplissez partiellement une bouteille en verre de 1 L avec DW et insérez la barre d’agitation magnétique. Placez le récipient sur le dessus d’une plaque d’agitateur magnétique et ajoutez les produits chimiques pour le volume final du réacteur, en les ajoutant séquentiellement, en veillant à ce que chacun se dissolve complètement. Le tableau 2 énumère les produits chimiques à préparer 1 L de milieu, donc multipliez toutes les valeurs par le volume final du réacteur. Remplir le flacon en verre à 1 L.

6. Inoculation d’étang de piste ouverte en plein air

1. Nettoyez soigneusement le réacteur à l’aide de 30% d’eau de Javel avant chaque inoculation et après la récolte. Il est recommandé de laisser l’eau de Javel pendant la nuit. Rincez bien le réacteur pour éliminer tout l’eau de Javel.
2. Calibrer tous les capteurs avant l’inoculation des algues selon leur procédure d’étalonnage correspondante.
3. Diluer le milieu concentré (à l’étape 5) à l’aide de la source d’eau en remplissant l’étang de l’hippodrome jusqu’à 80%.
4. Inoculer le réacteur à l’aide d’un carboy de 10 L rempli d’algues (phase de croissance linéaire OD_750nm > 2) et l’amener à son volume final.
5. Acclimater les microalgues en ombrageant partiellement l’étang de l’hippodrome avec des palettes en bois pendant ~ 3 jours (Figure 4), une fois la phase exponentielle passée, comme stratégie d’adaptation pour éviter la photoinhibition.
   NOTE: Cette période donnera également le temps aux microalgues de s’adapter au stress causé par l’injection directe de gaz de combustion.

7. Expérience de croissance par lots à la centrale

1. Inspectez et enregistrez toutes les variations quotidiennes, y compris l’évaporation de l’eau, le moteur à roue à aubes, la fonctionnalité du capteur et tout ce qui sort de l’ordinaire.
2. Vidangez et inspectez le compresseur et le piège à eau tous les jours pour éliminer tout excès d’eau afin de minimiser la corrosion, car les gaz de combustion sont très corrosifs³⁴.
3. Configurez l’enregistreur de données pour scanner chaque mesure de capteur toutes les 10 s et pour stocker les données moyennes toutes les 10 minutes. Ceux-ci incluent DO, pH, EC, densité optique en temps réel ainsi que la température de l’air et du réacteur.

8. Échantillonnage et surveillance discrets

1. Assurez-vous que le niveau d’eau reste constant au volume final du réacteur, sinon la mesure de la densité optique sera affectée.
2. Après avoir reconstitué l’eau dans le réacteur, prélever un échantillon de 5 mL pour les mesures de masse cellulaire par densité optique (540, 680 et 750 nm) à l’aide d’un spectrophotomètre ultraviolet-visible. Répétez le processus tous les jours.
3. Prélever un échantillon de 500 mL trois fois par semaine pour des observations au microscope et la concentration de biomasse en fonction du poids sec sans cendres (AFDW).
   1. Effectuez des observations au microscope avec des objectifs 10x et 40x. De plus, ces grossissements au microscope sont utilisés dans le cadre du contrôle de la qualité des algues décrit à l’étape 4.6.
   2. Utiliser 400 mL de l’échantillon à l’étape 8.3 pour l’AFDW
      1. Placez chaque filtre en microfibre de verre de 0,7 μm dans un plateau en aluminium et prétraitez chaque plateau/filtre en aluminium à l’aide d’un four pendant 4 h à 540 °C.
      2. Étiquetez chaque plateau en aluminium à l’aide d’un crayon n ° 2, enregistrez son poids (A) et placez-le dans l’appareil de filtre à vide.
      3. Remuer vigoureusement l’échantillon d’algues avant de mesurer un volume à filtrer. Filtrer suffisamment d’échantillon d’algues pour obtenir une différence de poids de cendres avant / après comprise entre 8 et 16 mg. Choisissez une différence de poids à utiliser tout au long de l’expérience et gardez cette valeur constante.
      4. Placer chaque filtre contenant l’échantillon d’algues dans son plateau de feuille dans le four à 105 °C pendant au moins 12 h.
      5. Retirez le plateau/filtre en aluminium du four de séchage et placez-le dans un dessiccateur en verre pour éviter l’absorption d’eau. Enregistrez le poids de chaque plateau/filtre de feuille (B).
      6. Placez le plateau/filtre à feuille dans le four à moufle à 540 °C pendant 4 h.
      7. Éteignez le four à moufles, refroidissez les plateaux/filtres en aluminium, placez-les dans le dessiccateur et enregistrez le poids de chaque plateau/filtre en aluminium (C).
      8. Calculer l’AFDW à l’aide de l’analyse gravimétrique :
         % AFDW= C – A x 100 / B
4. Tenir 2 L d’algues avant la récolte pour l’analyse d’extraction lipidique assistée par micro-ondes (MAE) à l’aide de solvants.
   1. Centrifuger l’échantillon d’algues à une force centrifuge relative (RFC) de 4 400 x g pendant 15 min. Prenez la pastille d’algues et séchez-la au four à 80 °C pendant au moins 24 h.
   2. Broyer l’échantillon d’algues et peser la poudre d’algues (la biomasse recommandée varie de 0,3 g à 0,5 g).
   3. Ajouter la poudre d’algues (biomasse d’algues sèches) dans les récipients Xpress du système de réaction accélérée par micro-ondes (MARS), ajouter 10 mL de solution de solvant chloroforme:méthanol (2:1, v/v) sous le capot, fermer les récipients et laisser reposer toute la nuit.
   4. Placez les récipients dans la machine MARS à l’aide du capteur de solvant pendant 60 min à 70 °C et 800 W de puissance.
   5. Sortez les vaisseaux du MARS et laissez-les refroidir sous le capot.
   6. Utilisez un entonnoir et de la laine de verre pour séparer la partie liquide qui contient du chloroforme, du méthanol et des lipides en transférant chaque échantillon liquide dans un tube à essai en verre pré-pesé et en conservant les solides (biomasse exempte de lipides) pour d’autres analyses.
   7. Apportez les tubes à essai contenant les lipides à l’évaporateur d’azote, retirez-les une fois le liquide évaporé, puis laissez les tubes pendant la nuit sous le capot pour assurer une sécheresse complète.
   8. Calculer la teneur en lipides (en poids) à l’aide d’une analyse gravimétrique:
      Teneur en lipides (en poids) = Biomasse sèche des lipides x 100/ Masse d’algues sèches

9. Récolte d’algues et rotation des cultures

1. Récoltez 75% du volume total de culture d’algues lorsque la culture est proche d’atteindre la phase stationnaire. Prenez 2\u20125 L de culture pour effectuer des analyses de productivité de la biomasse en laboratoire. Traiter et convertir le reste des algues en produits algales souhaités.
2. Repoussez l’étang ouvert de l’hippodrome en utilisant les 25% d’algues restantes comme inoculum. Ajouter de l’eau jusqu’à 80 % du volume total du réacteur, ajouter le milieu concentré, puis terminer le remplissage jusqu’au volume final du réacteur si nécessaire.
3. Cultivez la souche d’algues appropriée en fonction de la saison, en fonction des conditions de température et d’intensité lumineuse.

10. Gestion des données

1. Enregistrez les données dans l’enregistreur de données et collectez-les pour analyse comme à l’étape 7.3.
2. Envisagez d’enregistrer les données brutes et analysées dans le lecteur de partage RAD (Regional Algal Feedstock Testbed). Les collaborateurs du projet RAFT apportent leurs données pour simuler et modéliser la productivité des algues et valider la culture en plein air.

Résultats

Les résultats expérimentaux antérieurs de notre laboratoire indiquent que la culture de microalgues à l’aide d’un étang de course ouvert semi-automatisé peut être couplée à des processus de capture du carbone. Pour mieux comprendre la synergie entre ces deux processus (Figure 2), nous avons développé un protocole et l’avons adapté à la culture de l’espèce d’algue verte Chlorella sorokiniana dans des conditions extérieures dans un climat semi-aride chaud. Les...

Discussion

Dans cette étude, nous démontrons qu’il est possible de coupler de manière synergique le captage du carbone des gaz de combustion et la culture de microalgues dans un climat chaud semi-aride. Le protocole expérimental pour le système d’étang de piste semi-automatisé intègre une technologie de pointe pour surveiller en temps réel les paramètres pertinents qui sont en corrélation avec la croissance des algues lors de l’utilisation de gaz de combustion comme source de carbone. Le protocole proposé vise à ...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Adjustable speed motor (paddle wheel system)	Leeson	174307	Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10
Aluminum weight boats	Fisher Scientific	08-732-102	Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes
Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?]	Fisher Scientific	1185 - 57 - 5	Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate
Ammonium Phosphate	Sigma-Aldrich	7722-76-1	This chemical is used for the optimized medium
Ampicillin sodium salt	Sigma Aldrich	A9518-5G	This chemical is used for avoiding algae contamination
Autoclave	Amerex Instrument Inc		Hirayama HA300MII
Bacto agar	Fisher Scientific	BP1423500	Fisher BioReagents Granulated Agar
Bleach	Clorox		Germicidal Bleach, concentrated clorox
Boric Acid (H3BO3)	Fisher Scientific	10043-35-3	Trace Elelements: Boric acid
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O)	Sigma-Aldrich	10035-04-8	Medium preparation. Calcium chloride dihydrate
Carboys (20 L)	Nalgene - Thermo Fisher Scientific	2250-0050PK	Polypropylene Carboy w/Handles
Centrifuge	Beckman Coulter, Inc		J2-21
Chloroform	Sigma-Aldrich	67-66-3	This chemical is used for lipid extraction
Citraplex 20% Iron	Loveland Products	SDS No. 1000595582 -17-LPI	https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O)	Sigma-Aldrich	10026-22-9	Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate
Compressor	Makita	MAC700	This equipment is used for the injection CO2 system
Control Valve	Sierra Instruments	SmartTrak 100	This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture.
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O)	Sigma-Aldrich	7758-99-8	Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate
Data Logger: Campbell unit CR3000	Scientific Campbell	CR3000	This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data
Dissolvde Oxygen Solution	Campbell Scientific	14055	Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085
Dissolved Oxygen probe	Sensorex	?	DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication
Electroconductivity calibration solution	Ricca Chemical Company	2245 - 32 ( R2245000-1A )	Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl)
Electroconductivity probe sensor	Hanna Instruments	HI3003/D	Flow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O)	Sigma-Aldrich	6381-92-6	Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate
Filters	Fisher Scientific	09-874-48	Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
Flasks	Fisher scientific	09-552-40	Pyrex Fernbach Flasks
Furnace	Hogentogler	Model: F6020C-80	Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace
Glass dessicator	VWR International LLC	75871-430	Type 150, 140 mm of diameter
Glass funnel	Fisher Scientific	FB6005865	Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels
Laminar flow hood	Fisher Hamilton Safeair		Fisher Hamilton Stainless Safeair hume hood
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O)	Fisher Scientific	10034 - 99 - 8	Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate
Methanol	Sigma-Aldrich	67-56-1	Lipid extraction solvent
Micro bubble Diffuser	Pentair Aquatic Eco-Systems	1PMBD075	This equipment is used for the injection CO2 system
Microalgae: Chlorella Sorokiniana	NAABB	DOE 1412
Microoscope			Carl Zeiss 4291097
Microwave assistant extraction	MARS, CEM Corportation		CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601
MnCl2*4H2O	Sigma-Aldrich	13446-34-9	Manganese(II) chloride tetrahydrate
Mortars	Fisher Scientific	FB961B	Fisherbrand porcelein mortars
Nitrogen evaporator	Organomation		N-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System)
Oven	VWR International LLC	89511-410	Forced Air Oven
Paddle Wheel			8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor.
Paddle wheel motor	Leeson	M1135042.00	Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
Pestles	Fisher Scientific	FB961M	Fisherbrand porcelein pestles
pH and EC Transmitter	Hanna Instruments	HI98143	Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V.
pH calibration solutions	Fisher Scientific	13-643-003	Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles
pH probe sensor	Hanna Instruments	HI1006-2005	Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m.
Pippete tips	Fisher Scientific	1111-2821	1000 ul TipOne graduated blue tip in racks
Pippetter	Fisher Scientific	13-690-032	Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel
Plastic cuvettes	Fisher scientific	14377017	BrandTech BRAND Plastic Cuvettes
Plates	Fisher scientific	08-757-100D	Corning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid
Potash			This chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4)	Sigma-Aldrich	7758 -11 - 4	Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic
Pyrex reusable Media Storage Bottles	Fisher scientific	06-414-2A	1 L and 2 L bottels - PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals
Raceway Pond			Similar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products
Real Time Optical Density Sensor	University of Arizona		This equipment was design and build by a member of the group
RS232 Cable	Sabrent		Sabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P)
Shaker Table			Algae agitation 150 rpm
Sodium Carbonate (Na2CO3)	Sigma-Aldrich	497-19-8	Sodium carbonate
Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O)	Sigma-Aldrich	10102-40-6	Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate
Sodium nitrate (NaNO3)	Sigma-Aldrich	7631-99-4	Medium Preparation: Sodium nitrate
Spectophotometer	Fisher Scientific Company	14-385-400	Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically.
Test tubes	Fisher Scientific	14-961-27	Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml)
Thermocouples type K	Omega	KMQXL-125G-6
Urea	Sigma-Aldrich	2067-80-3	Urea
Vacuum filtration system	Fisher Scientific	XX1514700	MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask
Vacuum pump	Grainger		Marathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O)	Sigma-Aldrich	7446-20-0	Zinc sulfate heptahydrate