JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Описан протокол использования углекислого газа в дымовых газах электростанций природного газа для выращивания микроводорослей в открытых прудах. Впрыск дымовых газов контролируется с помощью датчика pH, а рост микроводорослей контролируется с помощью измерений оптической плотности в режиме реального времени.

Аннотация

В Соединенных Штатах 35% от общего объема выбросов углекислого газа (CO2) приходится на электроэнергетику, из которых 30% представляют собой производство электроэнергии на природном газе. Микроводоросли могут биофиксироватьCO2 в 10-15 раз быстрее, чем растения, и преобразовывать биомассу водорослей в продукты, представляющие интерес, такие как биотопливо. Таким образом, в данном исследовании представлен протокол, демонстрирующий потенциальный синергизм выращивания микроводорослей с электростанцией на природном газе, расположенной на юго-западе США в жарком полузасушливом климате. Современные технологии используются для улучшения улавливания и использования углерода с помощью зеленых водорослей Chlorella sorokiniana, которые могут быть дополнительно переработаны в биотопливо. Мы описываем протокол, включающий полуавтоматический пруд с открытой дорожкой качения, и обсуждаем результаты его работы, когда он был протестирован на электростанции Tucson в Тусоне, штат Аризона. Дымовые газы использовались в качестве основного источника углерода для контроля рН, и культивировалась Chlorella sorokiniana . Оптимизированная среда использовалась для выращивания водорослей. Количество CO2 , добавляемого в систему в зависимости от времени, тщательно контролировалось. Кроме того, контролировались другие физико-химические факторы, влияющие на скорость роста водорослей, продуктивность биомассы и фиксацию углерода, включая оптическую плотность, растворенный кислород (DO), электропроводность (EC), а также температуру воздуха и пруда. Результаты показывают, что достижим выход микроводорослей до 0,385 г/л беззольной сухой массы с содержанием липидов 24%. Использование синергетических возможностей между источниками выбросовCO2 и фермерами, выращивающими водоросли, может обеспечить ресурсы, необходимые для увеличения улавливания углерода, поддерживая при этом устойчивое производство биотоплива и биопродуктов из водорослей.

Введение

Глобальное потепление является одной из важнейших экологических проблем, с которыми сегодня сталкивается мир1. Исследования показывают, что основной причиной является увеличение выбросов парниковых газов (ПГ), главным образом CO2, в атмосферу в результате деятельности человека 2,3,4,5,6,7. В США наибольшая плотность выбросов CO2 происходит в основном от сжигания ископаемого топлива в энергетическом секторе, в частности электростанций 3,7,8,9. Таким образом, технологии улавливания и использования углерода (CCU) стали одной из основных стратегий сокращения выбросов ПГ 2,7,10. К ним относятся биологические системы, которые используют солнечный свет для преобразования CO2 и воды посредством фотосинтеза в присутствии питательных веществ в биомассу. Использование микроводорослей было предложено из-за быстрых темпов роста, высокой способности фиксации CO2 и высокой производственной мощности. Кроме того, микроводоросли обладают широким биоэнергетическим потенциалом, поскольку биомасса может быть преобразована в продукты, представляющие интерес, такие как биотопливо, которое может заменить ископаемое топливо 7,9,10,11,12.

Микроводоросли могут расти и достигать биологической конверсии в различных системах культивирования или реакторах, включая пруды с открытыми дорожками качения и закрытые фотобиореакторы 13,14,15,16,17,18,19. Исследователи изучили преимущества и ограничения, которые определяют успех биопроцесса в обеих системах культивирования, в закрытых или наружных условиях 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Пруды с открытыми дорожками качения являются наиболее распространенными системами культивирования для улавливания и использования углерода в ситуациях, когда дымовые газы могут распределяться непосредственно из дымовой трубы. Этот тип системы выращивания относительно недорог, легко масштабируется, имеет низкие затраты на энергию и имеет низкие потребности в энергии для смешивания. Кроме того, эти системы могут быть легко размещены вместе с электростанцией, чтобы сделать процесс CCU более эффективным. Однако существуют некоторые недостатки, которые необходимо учитывать, такие как ограничение массообмена co2 газ/жидкость. Несмотря на наличие ограничений, в качестве наиболее подходящей системы для производства биотоплива на открытом воздухе были предложены открытые пруды для качения 5,9,11,16,20.

В этой статье мы подробно расскажем о методе выращивания микроводорослей в прудах с открытыми дорожками качения, который сочетает в себе улавливание углерода из дымовых газов электростанции на природном газе. Метод состоит из полуавтоматизированной системы, которая управляет закачкой дымовых газов на основе рН культуры; система контролирует и регистрирует состояние культуры Chlorella sorokiniana в режиме реального времени с использованием датчиков оптической плотности, растворенного кислорода (DO), электропроводности (EC), а также температуры воздуха и пруда. Данные о закачке биомассы водорослей и дымовых газов собираются регистратором данных каждые 10 минут на объекте Tucson Electric Power. Поддержание штаммов водорослей, увеличение, измерения контроля качества и характеристика биомассы (например, корреляция между оптической плотностью, г / л и содержанием липидов) выполняются в лабораторных условиях в Университете Аризоны. В предыдущем протоколе был описан метод оптимизации настроек дымовых газов для стимулирования роста микроводорослей в фотобиореакторах с помощью компьютерного моделирования26. Протокол, представленный здесь, уникален тем, что он использует открытые пруды для качения и предназначен для реализации на месте на электростанции на природном газе, чтобы напрямую использовать производимый дымовой газ. Кроме того, измерения оптической плотности в режиме реального времени являются частью протокола. Описанная система оптимизирована для жаркого полузасушливого климата (Köppen BSh), который демонстрирует низкое количество осадков, значительную изменчивость осадков из года в год, низкую относительную влажность, высокую скорость испарения, чистое небо и интенсивную солнечную радиацию27.

протокол

1. Система роста: открытые настройки пруда с открытой дорожкой для качения

  1. Установите открытые пруды для качения рядом с источником дымовых газов (содержащих 8-10% CO2). Убедитесь, что вода и электричество доступны в месте расположения реактора пруда и что реактор не находится в тени большую часть дня (рисунок 1).
  2. Улавливайте дымовые газы в процессе после сжигания с помощью топливного шланга длиной 0,95 см за несколько метров до того, как дымовые газы попадут в дымовую трубу для сброса в атмосферу (рисунок 2).
  3. Удалите воду из дымовых газов с помощью водоуловителя объемом 20 л и конденсатора (длина катушки ~12 м) между дымовой трубой и компрессором (рисунок 2).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Дымовые газы обычно содержат приблизительно 9\u201213.8% воды28. Кроме того, конденсатор и трубопровод охлаждают дымовыегазы 16.
  4. Подключите следующие датчики к регистратору данных для мониторинга роста водорослей: (1) оптический датчик плотности в реальном времени29, который измеряет поглощение на двух длинах волн — 650 и 750 нм — и может обнаруживать максимальную концентрацию клеток водорослей 1,05 г / л; (2) датчик DO; 3) воздушные и прудовые термопары; (4) датчик pH; и (5) датчик EC.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Дополнительно датчики pH и EC подключены к передатчику. Конфигурация блока регистратора данных показана на рисунке 3.
  5. Убедитесь, что все компоненты системы роста водорослей откалиброваны и правильно работают перед посевом.

2. Система контроля pH

  1. Управление впрыском дымовых газов с помощью компрессора, системы регулирующего клапана и программы регистрации данных, как показано на рисунках 2 и 3 (Дополнительный материал А).
  2. Используйте трубку для направления дымовых газов от регулирующего клапана на дно пруда дорожки качения через каменный диффузор.
  3. Впрыскивайте дымовые газы в систему роста на основе рН. Когда значение pH больше 8,05, система будет закачивать дымовые газы, тогда как когда pH меньше 8,00, система будет останавливать закачку дымовых газов в периоды отсутствия роста. Расход измеряется в стандартных литрах в минуту (SLPM).
    ПРИМЕЧАНИЕ: В регулирующем клапане давление дымовых газов на входе ограничено максимум 50 фунтами на квадратный дюйм.

3. Подбор водорослей и поддержание деформации (свет и температура)

ПРИМЕЧАНИЕ: Зеленые водоросли Chlorella sorokiniana DOE 1412 были выделены Юргеном Полле (Бруклинский колледж)30,31 и отобраны Национальным альянсом за передовое биотопливо и биопродукты (NAABB); его выбор был основан на предыдущих исследованиях характеристик деформации, выполненных Huesemann et al.32,33. Их исследования, касающиеся скрининга водорослей, продуктивности биомассы и культивирования с имитацией климата (например, температуры и света) в юго-западном регионе при использовании открытых прудов с дорожками качения на открытом воздухе, послужили основой для метода, используемого в этом проекте.

  1. Поддерживайте культуры при комнатной температуре (25 °C) с использованием цикла 12 ч/12 ч света/темноты.
  2. Поддерживать интенсивность света на уровне 200 мкМ/м2/с для поддержания культуры, выращенной на пластинах и в небольших жидких культурах (от 50 мл до 500 мл).
  3. Сохраняйте интенсивность света для увеличения накипи, выращенной в жидких культурах от 50 мл до 500 мл при 400 мкМ/м2/с, и жидких культурах от 5 л до 20 л при 600\u2012800 мкМ/м2/с.

4. Масштабирование и контроль качества

  1. Готовят культуральную среду BG11 с использованием деионизированной воды и следующих солей для макроэлементов в г/л: 1,5 NaNO3, 0,04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0,036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0,02 Na2СО3; добавить 1 мл/л раствора микроэлементов, который содержит следующие микроэлементы в г/л: 2,86 H3BO3, 1,81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для таблетированной инокуляции и/или длительного хранения добавить 7,5 г/л агара Bacto; для посева культуры добавление агара не требуется. Стерилизуйте питательную среду в автоклаве в течение 21 мин при 121 °C.
  2. Вылейте среду BG11 с агаром в чашки Петри в стерильной ламинарной вытяжке или шкафу биобезопасности. Как только пластины утвердеют и остынут, пипетку 500 мкл из повторно суспендированной замороженной культуры водорослей и добавляют ампициллин (100 мкг/мл); инкубировать пластинки водорослей в шейкерном столе (120 об/мин) в течение 1-2 недель.
  3. Используйте стерильную петлю, чтобы выбрать одну колонию водорослей из культуральной пластины и привить ее в трубке объемом 50 мл, содержащей стерильную питательную среду в чистом шкафу биобезопасности. Выращивайте небольшую жидкую культуру на шейкерном столе (120 об/мин) в течение одной недели.
  4. Переложите 50 мл культуры водорослей (линейная фаза роста, OD750 нм ≥ 1) в колбу объемом 1 л с жидкой средой 500 мл. Установите каждую колбу с резиновой пробкой и трубкой из нержавеющей стали для обеспечения аэрации. Фильтруйте воздух с помощью 0,2 мкм воздушных стерилизационных фильтров. Пусть культура растет в течение одной-двух недель. Контролируйте плотность ячеек с помощью спектрофотометра (OD750 нм).
  5. Поместите жидкую культуру объемом 500 мл в 10-литровый карбой, содержащий 8 л нестерильной питательной среды, и введите смесь из 5% CO2 и 95% воздуха. Затем культивируйте водоросли в тех же условиях, что и на этапе 4.4.
  6. Контролируйте складские пластины и жидкие культуры (шаги 4.2\u20124.5) один раз в неделю. Возьмите аликвоту и наблюдайте за ней под микроскопом при 10-кратном и 40-кратном увеличении, чтобы обеспечить рост нужного штамма. Сохранял культуры до тех пор, пока они не были скомпрометированы или использованы для экспериментов. Выбрасывайте загрязненные культуры.

5. Подготовка концентрированной среды к выращиванию в открытом пруду

  1. Для приготовления раствора микроэлементов частично заполняют объемную колбу объемом 1 л дистиллированной водой (DW). Вставьте магнитный перемешивание и последовательно добавьте химические вещества, указанные в таблице 1 . Убедитесь, что каждый ингредиент растворяется перед добавлением следующего компонента. Снимите магнит и заполните колбу до отметки объема 1 л.
  2. Частично наполните стеклянную бутылку объемом 1 л с DW и вставьте магнитный перемешивание. Поместите контейнер на верхнюю часть пластины магнитной мешалки и добавьте химические вещества для конечного объема реактора, добавляя их последовательно, гарантируя, что каждый из них полностью растворится. В таблице 2 перечислены химические вещества для получения 1 л среды, поэтому умножьте все значения на конечный объем реактора. Наполните стеклянную бутылку до 1 л.

6. Открытая прививка пруда с открытой дорожкой качения

  1. Тщательно очищайте реактор с использованием 30% отбеливателя перед каждой прививкой и после сбора урожая. Рекомендуется оставить отбеливатель на ночь. Хорошо промойте реактор, чтобы удалить весь отбеливатель.
  2. Откалибруйте все датчики перед посевом водорослей в соответствии с соответствующей процедурой калибровки.
  3. Разбавляют концентрированную среду (на этапе 5) с использованием источника воды, заполняя пруд дорожки качения до 80%.
  4. Инокулируйте реактор с помощью 10-литрового карбоя, заполненного водорослями (линейная фаза роста OD750 нм > 2), и доведите его до конечного объема.
  5. Акклиматизируйте микроводоросли, частично затеняя пруд дорожки качения деревянными поддонами в течение ~ 3 дней (рисунок 4), как только экспоненциальная фаза прошла, в качестве стратегии адаптации, чтобы избежать фотоингибирования.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот период также даст микроводорослям время для адаптации к стрессу, вызванному прямым впрыском дымовых газов.

7. Эксперимент по пакетному росту на генерирующей станции

  1. Проверяйте и записывайте любые повседневные изменения, включая испарение воды, двигатель гребного колеса, функциональность датчиков и все необычное.
  2. Сливайте и проверяйте компрессор и водоуловитель каждый день, чтобы удалить избыток воды, чтобы свести к минимуму коррозию, поскольку дымовые газы сильно коррозионны34.
  3. Настройте регистратор данных для сканирования каждого измерения датчика каждые 10 с и для хранения средних данных каждые 10 минут. К ним относятся DO, pH, EC, оптическая плотность в реальном времени, а также температура воздуха и реактора.

8. Дискретный отбор проб и мониторинг

  1. Убедитесь, что уровень воды остается постоянным на конечном объеме реактора, иначе это повлияет на измерение оптической плотности.
  2. После пополнения запасов воды в реакторе возьмите образец объемом 5 мл для измерения массы ячейки по оптической плотности (540, 680 и 750 нм) с помощью ультрафиолетового спектрофотометра. Повторяйте процесс ежедневно.
  3. Возьмите образец объемом 500 мл три раза в неделю для микроскопических наблюдений и концентрации биомассы на основе сухого веса без золы (AFDW).
    1. Выполняйте микроскопические наблюдения с помощью объективов 10x и 40x. Кроме того, эти увеличения микроскопа используются как часть контроля качества водорослей, описанного на этапе 4.6.
    2. Используйте 400 мл образца на шаге 8.3 для AFDW
      1. Установите каждый стеклянный фильтр из микрофибры размером 0,7 мкм в лоток из алюминиевой фольги и предварительно обработайте каждый лоток/фильтр из алюминиевой фольги с помощью печи в течение 4 ч при 540 °C.
      2. Нанесите этикетку на каждый лоток из алюминиевой фольги карандашом No2, запишите его вес (А) и поместите в вакуумный фильтрующий аппарат.
      3. Энергично перемешайте образец водорослей, прежде чем измерять объем, подлежащий фильтрации. Отфильтруйте достаточное количество образцов водорослей, чтобы получить разницу в весе до и после золы от 8 до 16 мг. Выберите разницу в весе для использования на протяжении всего эксперимента и держите это значение постоянным.
      4. Поместите каждый фильтр, содержащий образец водорослей, в лоток для фольги в духовке при 105 °C в течение не менее 12 ч.
      5. Извлеките лоток/фильтр из фольги из сушильной печи и поместите его в стеклянный осушитель, чтобы предотвратить поглощение воды. Запишите вес каждого лотка/фильтра для фольги (B).
      6. Поместите лоток/фильтр из фольги в муфельную печь с температурой 540 °C на 4 ч.
      7. Выключите муфельную печь, охладите лотки/фильтры из фольги, поместите их в осушитель и запишите вес каждого лотка/фильтра для фольги (C).
      8. Рассчитайте AFDW с помощью гравиметрического анализа:
        % AFDW= C – A x 100 / B
  4. Удерживайте 2 л водорослей перед сбором для анализа экстракции липидов с помощью микроволновой экстракции (MAE) с использованием растворителей.
    1. Центрифугирование образца водорослей с относительной центробежной силой (RFC) 4 400 x g в течение 15 мин. Возьмите гранулу водорослей и высушите ее в духовке при 80 °C в течение не менее 24 часов.
    2. Измельчите образец водорослей и взвесьте порошок водорослей (рекомендуемая биомасса колеблется от 0,3 г до 0,5 г).
    3. Добавьте порошок водорослей (сухую биомассу водорослей) в сосуды микроволновой ускоренной реакционной системы (MARS), добавьте 10 мл раствора раствора растворителя хлороформа:метанола (2:1, v/v) под капотом, закройте сосуды и оставьте на ночь.
    4. Поместите сосуды в машину MARS с помощью датчика растворителя в течение 60 мин при 70 °C и мощности 800 Вт.
    5. Выньте сосуды из MARS и дайте им остыть под капотом.
    6. Используйте воронку и стекловату для разделения жидкой части, которая содержит хлороформ, метанол и липиды, путем переноса каждого жидкого образца в предварительно взвешенную стеклянную пробирку и сохраняйте твердые вещества (биомасса без липидов) для других анализов.
    7. Возьмите пробирки, содержащие липиды, в испаритель азота, удалите их, как только жидкость испарится, а затем оставьте трубки на ночь под капотом, чтобы обеспечить полную сухость.
    8. Рассчитайте содержание липидов (мас.%) с помощью гравиметрического анализа:
      Содержание липидов (мас.%) = Сухая биомасса липидов x 100/ Масса сухих водорослей

9. Уборка водорослей и севооборот

  1. Собирайте 75% от общего объема культуры водорослей, когда культура близка к достижению стационарной фазы. Возьмите 2\u20125 л культуры для проведения анализа продуктивности биомассы в лаборатории. Обработайте и преобразуйте остальные водоросли в желаемые водорослевые продукты.
  2. Восстановите открытый пруд с дорожкой качения, используя 25% водорослей, оставшихся в качестве инокулята. Добавьте воду до 80% от общего объема реактора, добавьте концентрированную среду, а затем закончите заполнение до конечного объема реактора, если это необходимо.
  3. Культивируйте соответствующий штамм водорослей в соответствии с сезоном, основываясь на температуре и интенсивности света.

10. Управление данными

  1. Запишите данные в регистратор данных и соберите их для анализа, как в шаге 7.3.
  2. Рассмотрите возможность сохранения необработанных и проанализированных данных в Региональном тестовом стенде для пищевых водорослей (RAFT). Сотрудники проекта RAFT предоставляют свои данные для моделирования и моделирования продуктивности водорослей и проверки выращивания на открытом воздухе.

Результаты

Предыдущие экспериментальные результаты нашей лаборатории показывают, что выращивание микроводорослей с использованием полуавтоматизированного пруда с открытой дорожкой качения может сочетаться с процессами улавливания углерода. Чтобы лучше понять синергию между этими двумя проц...

Обсуждение

В этом исследовании мы демонстрируем, что синергетическая связь улавливания дымовых газов и выращивания микроводорослей возможна в жарком полузасушливом климате. Экспериментальный протокол для полуавтоматизированной системы прудов для дорожек качения объединяет самые современные...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана в рамках регионального проекта по испытанию водорослевого сырья Министерства энергетики США DE-EE0006269. Мы также благодарим Эстебана Хименеса, Джессику Пиблз, Франсиско Аседо, Хосе Сиснероса, команду RAFT, Марка Мэнсфилда, сотрудников электростанции UA и сотрудников электростанции TEP за всю их помощь.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Adjustable speed motor (paddle wheel system)Leeson174307Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10
Aluminum weight boatsFisher Scientific08-732-102Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes
Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?]Fisher Scientific1185 - 57 - 5Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate
Ammonium PhosphateSigma-Aldrich7722-76-1This chemical is used for the optimized medium
Ampicillin sodium saltSigma AldrichA9518-5GThis chemical is used for avoiding algae contamination
AutoclaveAmerex Instrument IncHirayama HA300MII
Bacto agarFisher ScientificBP1423500Fisher BioReagents Granulated Agar
BleachCloroxGermicidal Bleach, concentrated clorox
Boric Acid (H3BO3)Fisher Scientific10043-35-3Trace Elelements: Boric acid
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O)Sigma-Aldrich10035-04-8Medium preparation. Calcium chloride dihydrate
Carboys (20 L)Nalgene - Thermo Fisher Scientific2250-0050PKPolypropylene Carboy w/Handles
CentrifugeBeckman Coulter, IncJ2-21
ChloroformSigma-Aldrich67-66-3This chemical is used for lipid extraction
Citraplex 20% IronLoveland ProductsSDS No. 1000595582 -17-LPIhttps://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O)Sigma-Aldrich10026-22-9Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate
CompressorMakitaMAC700This equipment is used for the injection CO2 system
Control ValveSierra InstrumentsSmartTrak 100This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture.
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O)Sigma-Aldrich7758-99-8Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate
Data Logger: Campbell unit CR3000Scientific CampbellCR3000This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data
Dissolvde Oxygen SolutionCampbell Scientific14055Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085
Dissolved Oxygen probeSensorex?DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication
Electroconductivity calibration solutionRicca Chemical Company2245 - 32 ( R2245000-1A )Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl)
Electroconductivity probe sensorHanna InstrumentsHI3003/DFlow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O)Sigma-Aldrich6381-92-6Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate
FiltersFisher Scientific09-874-48Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
FlasksFisher scientific09-552-40Pyrex Fernbach Flasks
FurnaceHogentoglerModel: F6020C-80Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace
Glass dessicatorVWR International LLC75871-430Type 150, 140 mm of diameter
Glass funnelFisher ScientificFB6005865Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels
Laminar flow hoodFisher Hamilton SafeairFisher Hamilton Stainless Safeair hume hood
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O)Fisher Scientific10034 - 99 - 8Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate
MethanolSigma-Aldrich67-56-1Lipid extraction solvent
Micro bubble DiffuserPentair Aquatic Eco-Systems1PMBD075This equipment is used for the injection CO2 system
Microalgae: Chlorella SorokinianaNAABBDOE 1412
MicrooscopeCarl Zeiss 4291097
Microwave assistant extractionMARS, CEM CorportationCEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601
MnCl2*4H2OSigma-Aldrich13446-34-9Manganese(II) chloride tetrahydrate
MortarsFisher ScientificFB961BFisherbrand porcelein mortars
Nitrogen evaporatorOrganomationN-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System)
OvenVWR International LLC89511-410Forced Air Oven
Paddle Wheel8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor.
Paddle wheel motorLeesonM1135042.00Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
PestlesFisher ScientificFB961MFisherbrand porcelein pestles
pH and EC TransmitterHanna InstrumentsHI98143Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V.
pH calibration solutionsFisher Scientific13-643-003Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles
pH probe sensorHanna InstrumentsHI1006-2005Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m.
Pippete tipsFisher Scientific1111-28211000 ul TipOne graduated blue tip in racks
PippetterFisher Scientific13-690-032Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel
Plastic cuvettesFisher scientific14377017BrandTech BRAND Plastic Cuvettes
PlatesFisher scientific08-757-100DCorning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid
PotashThis chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4)Sigma-Aldrich7758 -11 - 4Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic
Pyrex reusable Media Storage BottlesFisher scientific06-414-2A1 L and 2 L bottels - PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals
Raceway PondSimilar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products
Real Time Optical Density SensorUniversity of ArizonaThis equipment was design and build by a member of the group
RS232 CableSabrentSabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P)
Shaker TableAlgae agitation 150 rpm
Sodium Carbonate (Na2CO3)Sigma-Aldrich497-19-8Sodium carbonate
Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O)Sigma-Aldrich10102-40-6Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate
Sodium nitrate (NaNO3)Sigma-Aldrich7631-99-4Medium Preparation: Sodium nitrate
SpectophotometerFisher Scientific Company14-385-400Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically.
Test tubesFisher Scientific14-961-27Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml)
Thermocouples type KOmegaKMQXL-125G-6
UreaSigma-Aldrich2067-80-3Urea
Vacuum filtration systemFisher ScientificXX1514700MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask
Vacuum pumpGraingerMarathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O)Sigma-Aldrich7446-20-0Zinc sulfate heptahydrate

Ссылки

  1. . The Intergovernmental Panel on Climate Change Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018)
  2. Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
  3. Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy's Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
  4. Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
  5. Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
  6. Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
  7. White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
  8. Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
  9. U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
  10. Granite, E., O'Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
  11. Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
  12. Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3 (2012).
  13. Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
  14. Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
  15. Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
  16. de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
  17. Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
  18. Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
  19. Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. . Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
  20. Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
  21. Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
  22. Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
  23. Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
  24. Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
  25. He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718 (2013).
  26. He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
  27. Pidwirny, M. . Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
  28. Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
  29. Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
  30. Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
  31. Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
  32. Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
  33. Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
  34. Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. . Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268 (2007).
  35. Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
  36. Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
  37. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. . Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
  38. Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
  39. Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
  40. Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
  41. Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
  42. Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
  43. Vonshak, A., Torzillo, G. Environmental Stress Physiology. Handbook of Microalgal Culture. 4 (2007), 57-82 (2007).
  44. Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
  45. Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
  46. Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
  47. Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
  48. Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
  49. Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
  50. Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
  51. Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
  52. Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
  53. Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
  54. Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
  55. Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
  56. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
  57. K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
  58. Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

162Chlorella sorokiniana

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены