Cultivo ex vivo de organoides de glioma derivados de pacientes con un picador de tejidos

Resumen

Este estudio presenta un método automatizado para generar organoides tridimensionales de glioblastoma derivados de pacientes utilizando un picador de tejidos. El método proporciona un enfoque adecuado y eficaz para obtener dichos organoides para pruebas terapéuticas.

Resumen

El glioblastoma de tipo IDH salvaje del SNC de grado 4 (GBM) de la OMS es un tumor cerebral primario que se asocia con una supervivencia deficiente del paciente a pesar del tratamiento agresivo. El desarrollo de modelos ex vivo realistas sigue siendo un reto. Los modelos de organoides tridimensionales (PDO) derivados de pacientes ofrecen plataformas innovadoras que capturan la heterogeneidad fenotípica y molecular de la GBM, al tiempo que preservan las características clave de los tumores originales. Sin embargo, la disección manual para la generación de PDO requiere mucho tiempo, es costosa y puede dar lugar a una serie de PDO irregulares y de tamaño desigual. Este estudio presenta un método innovador para la producción de PDO utilizando una picadora de tejidos automatizada. Las muestras tumorales de cuatro pacientes con GBM y un astrocitoma, mutante en IDH, grado 2 de la OMS del SNC, se procesaron manualmente y utilizando el picador de tejidos. En el abordaje manual, el material tumoral se diseccionó con bisturíes bajo control microscópico, mientras que el picador de tejido se empleó en tres ángulos diferentes. Tras el cultivo en un agitador orbital a 37 °C, los cambios morfológicos se evaluaron mediante microscopía de campo claro, mientras que la proliferación (Ki67) y la apoptosis (CC3) se evaluaron mediante inmunofluorescencia a las 6 semanas. El método de picado de tejido redujo casi el 70% del tiempo de fabricación y dio lugar a un recuento medio de PDO significativamente mayor en comparación con el tejido procesado manualmente a partir de la segunda semana (semana 2: 801 vs. 601, P = 0,018; semana 3: 1105 vs. 771, P = 0,032; y semana 4: 1195 vs. 784, P < 0,01). La evaluación de la calidad reveló tasas similares de apoptosis y proliferación de células tumorales para ambos métodos de fabricación. Por lo tanto, el método de picado de tejido automatizado ofrece un enfoque más eficiente en términos de tiempo y rendimiento de PDO. Este método es prometedor para el cribado farmacológico o inmunoterapéutico de pacientes con GBM.

Introducción

Los gliomas de bajo grado (LGG, por sus siglas en inglés) son un grupo de tumores cerebrales relativamente raros que generalmente se presentan como de crecimiento lento y menos agresivos en comparación con los gliomas de alto grado como el glioblastoma. Pueden ocurrir tanto en adultos como en niños, con una prevalencia ligeramente mayor en adultos. La prevalencia exacta varía según la región y la población, pero los LGG representan aproximadamente entre el 15% y el 20% de todos los tumores cerebrales primarios¹. Las estrategias de tratamiento para los LGG a menudo implican una combinación de cirugía, radioterapia y quimioterapia, con el objetivo de maximizar la resección tumoral y preservar la función neurológica. El manejo de los LGG puede ser complejo, y la elección del tratamiento puede depender de factores como la localización del tumor y las características moleculares². Los avances en la comprensión de los fundamentos genéticos y moleculares de los LGG han dado lugar a terapias más dirigidas, y la investigación en curso continúa perfeccionando los enfoques de tratamiento.

Por otro lado, el glioblastoma de tipo IDH-salvaje, grado 4 de la OMS (GBM) del SNC, es el tumor cerebral primario más prevalente encontrado en adultos, con una tasa de incidencia entre 3,19-4,17 casos por 100.000 años-persona³. El GBM causa síntomas como dolores de cabeza, convulsiones, déficits neurológicos focales, cambios en la personalidad y aumento de la presión intracraneal. El tratamiento estándar para la GBM consiste en la citorreducción del tumor, si es posible, seguida de radioterapia combinada con temozolomida⁴. Además, la combinación de temozolomida y lomustina puede mejorar la mediana de la tasa de supervivencia global en pacientes con metilación del promotor de la O-6-metilguanina-metiltransferasa (MGMT) 5. Sin embargo, a pesar de estos enfoques terapéuticos recientes, la GBM sigue siendo una enfermedad incurable con mal pronóstico, caracterizada por una mediana de supervivencia global de los pacientes de 16 meses a 20,9 meses cuando se añaden los campos de tratamiento tumoral (TTFields) ^3,6. Se han investigado varios enfoques inmunoterapéuticos en GBM, pero han demostrado una eficacia limitada in vivo. Además, las limitaciones clínicas y preclínicas dificultan los avances terapéuticos⁷. El establecimiento de un modelo ex vivo adecuado y realista ha sido un reto debido a la heterogeneidad inter-8 e intratumoral⁹ de la MBG.

Las líneas celulares convencionales de pacientes bidimensionales (2D) representan poblaciones celulares homogéneas y son adecuadas para el cribado de fármacos de alto rendimiento. Sin embargo, las líneas celulares derivadas de pacientes e inmortalizadas no logran imitar adecuadamente la GBM debido a las diferencias en las condiciones de crecimiento y las desviaciones en las características genotípicas y fenotípicas después de múltiples pasadas 10,11,12.

Por otro lado, los modelos organoides 3D han surgido recientemente como sistemas prometedores que replican la heterogeneidad fenotípica y molecular de órganos y varios tipos de cáncer 13,14,15,16,17,18. En el contexto de la GBM, los organoides cerebrales han sido modificados genéticamente para simular características similares a las tumorales^16,17 o co-cultivados con GSCs o esferoides para inducir la infiltración de células tumorales ^18,19. Si bien los organoides de GBM derivados de pacientes cultivados con Matrigel y EGF/bFGF exhiben características distintivas de GBM como la heterogeneidad de las células madre y la hipoxia²⁰, sigue siendo incierto hasta qué punto este modelo puede representar las propiedades moleculares clave de las neoplasias de los pacientes.

Los organoides GBM (PDO) derivados de pacientes son modelos prometedores que pueden mantener las características predominantes de sus tumores parentales análogos, incluidas las características histológicas, la diversidad celular, la expresión génica y los perfiles mutacionales. Además, se infiltran rápidamente al implantarse en cerebros de roedores adultos, lo que proporciona un modelo realista para las pruebas de drogas y la terapia personalizada²¹. Sin embargo, la disección manual del tejido tumoral para generar PDO requiere mucho tiempo y es costosa. Por lo tanto, existe una necesidad urgente de un método rápido que pueda producir un gran número de PDO, lo que permite una evaluación exhaustiva de los diferentes enfoques terapéuticos que son prometedores para las pruebas individualizadas de drogas. En este estudio se describe un nuevo método para la fabricación de PDOs directamente a partir de tejido tumoral recién diseccionado utilizando un picador automático de tejidos. Además, las PDOs generadas por este método se compararon con las PDOs disecadas manualmente de los mismos pacientes en términos de recuento de PDO, características morfológicas, apoptosis y proliferación de células tumorales.

Protocolo

Todos los pacientes fueron tratados en el Departamento de Neurocirugía del Hospital Universitario de Würzburg, Alemania, después de dar su consentimiento informado por escrito de acuerdo con la declaración de Helsinki y según lo aprobado por la Junta de Revisión Institucional de la Universidad de Würzburg (#22/20-me). El material de tejido tumoral de cuatro pacientes con GBM y un astrocitoma, mutante en IDH, pacientes de grado 2 de la OMS del SNC (glioma de bajo grado, LGG) (Tabla 1) se obtuvo de la cirugía y se procesó mediante el siguiente protocolo. El proceso automatizado de generación de PDO utilizando un picador de tejido se denomina picador (C) y el proceso de corte manual del tejido con dos bisturíes bajo control microscópico como manual (M). Se diseccionaron seis secciones de igual tamaño (1-2 cm³) de la muestra tumoral, luego cada una se cortó por la mitad y se procesó homogéneamente utilizando los dos métodos. Debido a la heterogeneidad intratumoral antes mencionada, se generó una placa de 6 pocillos para cada abordaje de cada paciente, cada pocillo representando las PDO de un sitio diferente dentro del tumor original. Ambos procedimientos se llevaron a cabo bajo una cabina de flujo de aire laminar y todos los instrumentos utilizados fueron esterilizados antes de su uso. La descripción general del enfoque se ilustra en la Figura 1.

1. Preparación de bloques de agarosa (solo para el enfoque C, opcional)

1. Llene 50 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) en un vaso de precipitados, agregue una tableta de agarosa (consulte la Tabla de materiales) y mezcle bien hasta que se suspenda.
2. Calentar la mezcla en el microondas durante 30-40 s, evitando que hierva. A continuación, enfríe la mezcla hasta que alcance los 47 °C.
3. Vierta la mezcla de agarosa en un molde de fundición sellado en forma de cilindro y evite la formación de burbujas. Enfríe inmediatamente el yeso con una pinza congelada (-20 °C) o colocándolo sobre hielo seco durante 30 min.

2. Procesamiento del material tumoral

1. Prepare una caja de hielo para mantener el material tumoral refrigerado en el camino desde el quirófano hasta el laboratorio.
2. Transfiera el tejido tumoral (4-5 cm³) a un tubo estéril de 50 ml que contenga 25 ml de hibernación A (consulte la Tabla de materiales) que cubre el tumor y coloque el tubo en la caja de hielo.
3. Bajo una cabina de flujo de aire laminar, transfiera el material tumoral junto con el Hibernate A a una placa de Petri de vidrio esterilizada.
4. Eliminar el tejido necrótico y diseccionar los vasos sanguíneos cuidadosamente con un bisturí y pinzas de tejido bajo control microscópico. Identifique el tejido necrótico por áreas hemorrágicas que exhiben un tono marrón como resultado del sangrado, o tejido que exhibe una apariencia más pálida o más blanca en relación con el tejido viable adyacente. Preste atención a no apretar ni alterar el tejido.
5. Cortar el material tumoral en seis pedazos con un tamaño aproximado de 1-2 cm³. Distribuir las piezas en placas de Petri de plástico (n = 6) precargadas con 3 mL de medio H-GPSA (Tabla 2), cada²². Coloque las placas de Petri en hielo.

3. Configuración de la picadora de tejidos

1. Coloque la cuchilla como se describe en el manual del fabricante²³.
2. Ajuste el grosor de la rebanada a 0,45-0,50 mm. Ajuste la fuerza de la cuchilla a media. Fije la perilla de liberación de la mesa en el modo "inicio".

4. Procesamiento de las piezas de tejido tumoral

1. Procesamiento del tejido tumoral con el chopper (método C)
   1. Corta los bloques de agarosa en cilindros de 2 cm de longitud y pega uno de estos cilindros en el plato de plástico circular picador con el pegamento histoacrílico (ver Tabla de Materiales).
   2. Cree una profundización en el cilindro de agarosa con un bisturí y luego coloque el tejido tumoral del primer pocillo (paso 2.5) dentro de esta fosa.
      NOTA: El material tumoral debe manipularse con cuidado y no apretarse ni empujarse en el espacio. El espacio debe ser lo suficientemente grande como para que quepa fácilmente en el tumor, pero lo suficientemente pequeño como para mantener estable el material tumoral durante el proceso de corte. Pasos 4.1.1. y 4.1.2. son opcionales.
   3. Coloque el disco de plástico en el disco de montaje de la mesa de corte (consulte la tabla de materiales).
   4. Encienda el picador y presione el botón de reinicio. La picadora ahora comienza a cortar (primera ronda). La máquina se detiene automáticamente después de que la mesa llega al final y tanto la agarosa como el tejido tumoral se cortan en el diámetro deseado.
   5. Gire el disco de montaje 90° y, a continuación, ajuste la perilla de liberación de la mesa al modo de inicio.
   6. Presione el botón de reinicio y deje que la máquina vuelva a cortar el tejido creando tejido de forma rectangular (segunda ronda).
   7. Retire el disco de plástico con el material procesado y gire con cuidado solo el tejido tumoral 90° con una espátula de tejido.
   8. Coloque el disco de plástico en la mesa de corte, luego ajuste la perilla de liberación de la mesa al modo de inicio y presione el botón de reinicio para una ronda de corte final (tercera ronda).
   9. Apague la picadora y retire el disco de plástico. Limpie la picadora y las cuchillas.
   10. Con una pipeta monocanal de 5 ml, aspire el material procesado junto con el medio en la pipeta y vuelva a enjuagar la suspensión en la placa.
   11. Repita el paso anterior 2-3 veces para separar el tejido correctamente.
   12. Vuelva a colocar la placa de Petri sobre hielo y repita los pasos (4.1.1-4.1.12.) con las otras 5 placas de cada tumor.
2. Procesamiento manual del tejido tumoral (método M)
   1. Transfiera el tejido tumoral de la primera placa de Petri de plástico (paso 2.5) junto con 3 ml de medio H-GPSA (Tabla 2) a una placa de Petri de vidrio. Diseccionar el segmento manualmente bajo el microscopio en secciones de 0,5 mm con dos bisturís.
   2. Transfiera el tejido diseccionado a su placa de Petri de plástico con una pipeta de 2 ml.
   3. Repita los pasos (4.2.1.-4.2.3.) para las secciones tumorales de las otras cinco placas de Petri (paso 2.5).

5. Lavado del tejido tumoral

1. Incline cada placa de Petri hacia arriba a 45° y espere 30 s hasta que los trozos de tumor se hundan hasta el fondo de la placa.
2. Aspire 2,5 ml del medio H-GPSA (Tabla 2) con cuidado con una pipeta de 1 ml y tenga cuidado de no extraer ningún tejido tumoral.
3. Agregue 2 ml de tampón de lisis de glóbulos rojos (consulte la tabla de materiales) a cada muestra. Las piezas tumorales procesadas deben cubrirse completamente con un tampón de lisis.
4. Coloque los 6 platos en una máquina agitadora orbital de laboratorio a velocidad lenta durante 10 minutos.
5. Aspire 2 ml del tampón de lisis con cuidado para no absorber ningún tejido tumoral.
6. Repita los pasos de lavado anteriores (paso 5.1-5.5) dos veces utilizando 2 ml de medio H-GPSA (Tabla 2) en lugar de tampón de lisis cada vez.

6. Cultivo del tejido tumoral

1. Aspire el medio H-GPSA (Tabla 2) de cada plato y reemplácelo con 4 ml de medio PDO (Tabla 2).
2. Transfiera los trozos de tejido de cada plato a un pocillo respectivo de una placa de 6 pocillos de fijación ultra baja (consulte la Tabla de materiales).
3. Coloque la placa en un agitador orbital dentro de una incubadora e incube a 37 °C, 5% CO₂ y 150 rpm durante 2-4 semanas.
4. Realice un cambio de medio medio cada dos días aspirando 2 mL de medio de cada pocillo y reemplazándolo con 2 mL de medio PDO fresco (Tabla 2) precalentado a 37 °C.
5. Observe el tejido bajo el microscopio (morfología, crecimiento, color medio) y corte las PDO en crecimiento (>0,7 mm) o el tejido adhesivo para prevenir la hipoxia tisular.
   1. Para ello, transfiera los PDO del pozo de fijación ultrabajo a una placa de Petri de vidrio esterilizada y utilice un bisturí para cortar. Alternativamente, los PDO adhesivos se pueden resolver aspirándolos con una pipeta de 1 ml. Tenga cuidado de no apretar las PDO y manéjelas suavemente.
6. Evalúe la formación de PDO contando la PDO cada dos días y verifique minuciosamente la morfología redonda deseada (Figura 2).

7. Fijación e incrustación de las DOP

1. Fijar dos PDOs de cada pocillo de cada paciente con formalina al 4% durante 24 h después de 6 semanas de cultivo.
2. Sumerja los PDO fijos en formalina tamponada neutramente (fosfato de sodio) hasta su inclusión.
3. Coloque cada PDO en un casete (consulte la Tabla de materiales) para su posterior procesamiento.
4. Inicie un proceso de deshidratación sumergiendo el casete en las siguientes soluciones como se menciona en la NOTA a continuación:
   NOTA: Etanol al 50% durante 20 minutos, Etanol al 70% durante 20 minutos, Etanol al 80% durante 20 minutos, Etanol al 96% durante 20 minutos, Etanol al 100% durante 20 minutos, Etanol al 100% durante 30 minutos, Etanol al 100% + cloroformo (proporción 1:1) durante 30 minutos, Cloroformo absoluto durante 30 minutos, Cloroformo absoluto durante 30 minutos, Cloroformo absoluto durante 30 minutos, Parafina durante 30 min, Parafina durante 30 min usando el STP 120.
5. Incrustar los PDO deshidratados en cera de parafina a 58-60 °C.
6. Cortar los PDO incrustados con un grosor de 2,5 μm y montarlos en portaobjetos para teñirlos.

8. Tinción de inmunofluorescencia

1. Montar las DOP después de 6 semanas de cultivo.
2. Posteriormente, se realizó doble tinción frente a la proteína ácida fibrilar glial (GFAP, dilución: 1:100) y el marcador de proliferación Ki67 (dilución: 1:1000) (ver Tabla de Materiales), como se informó previamente²².
3. Del mismo modo, se evaluará la apoptosis mediante doble tinción de PDOs frente a GFAP y anti-caspasa-3 (CC3, dilución: 1:400) (ver Tabla de Materiales).
4. Capture imágenes de las PDO utilizando un microscopio de fluorescencia con un aumento de 40x.
5. Analice las imágenes de las células positivas para GFAP, Ki67 y CC3, así como de las células doble positivas para GFAP/Ki67 y GFAP/CC3.
6. Utilice el programa de código abierto Fiji (ImageJ-win 32) para el análisis de imágenes.

9. Evaluación y análisis de datos

1. Capture imágenes microscópicas diarias de campo claro durante la primera semana de cultivo con ajustes estándar y un aumento de 5x.
2. Observe los cambios morfológicos y realice un seguimiento del proceso de maduración tanto en enfoques de procesamiento manual como automatizado.
3. Realice análisis morfológicos utilizando el microscopio en la configuración estándar del modo de campo claro.
4. Evaluar el número y la morfología de las PDO durante las primeras 4 semanas de cultivo en las PDO de los cinco pacientes.
5. Obtenga tres lecturas de cada recuento de PDO de cada paciente para calcular la media y el error estándar de la media (SEM).
6. Investigar la proliferación y apoptosis en PDOs de tres pacientes.
7. Analice los datos utilizando un paquete de software estadístico disponible comercialmente (ver Tabla de Materiales).
8. Aplique las pruebas T de Student-T y U de Mann-Whitney para determinar las diferencias entre la generación manual y automatizada de PDO en términos de recuento, proliferación y apoptosis de PDO.

Discusión

Este estudio presenta un método rápido y eficiente para generar PDOs. El GBM sigue siendo un tumor difícil de tratar, a menudo caracterizado por una recaída y una alta carga de enfermedad ^3,6. Se necesitan urgentemente enfoques terapéuticos innovadores, ya que los resultados prometedores observados in vitro a menudo no demuestran su eficacia in vivo durante los ensayos de fase I. Una de las razones de esta discrepancia podría ser la capacidad limitada de las líneas celulares inmortalizadas derivadas de pacientes, cultivadas en cultivos monocapa, para reflejar las complejas interacciones célula-célula y las propiedades genéticas del tumor parental. Dada la alta heterogeneidad inter e intratumoral de GBM ^8,9, se prefieren las terapias dirigidas personalizadas y pueden ser prometedoras para aplicaciones futuras. A diferencia de las líneas celulares adherentes 2D, los organoides tienen la capacidad de retener las propiedades del tejido parental²¹, sin embargo, las complejas interacciones célula-célula entre el tumor y el cerebro normal son de suma importancia y podrían ser pasadas por alto por este modelo. Sin embargo, la generación manual de PDO es un proceso que requiere mucho tiempo, y el daño tisular causado por el apretón con bisturíes durante el corte puede dificultar el crecimiento exitoso de la PDO. Por lo tanto, se optimizó un método automatizado utilizando un picador de tejidos para generar un mayor número de PDO con menos tiempo y esfuerzo. Además, demostramos que las tasas generales de proliferación y apoptosis no difirieron entre los dos enfoques.

El enfoque C es sencillo, fácil de implementar y permite la generación de un mayor número de PDO (Figura 3). La rotación del tejido entre la segunda y la tercera ronda de picado se identificó como un paso crítico en el protocolo. En esta etapa, el tejido ya ha perdido su integridad y puede desmoronarse fácilmente, lo que resulta en piezas más grandes que requieren un corte adicional o una disección manual bajo el microscopio. Mientras que el enfoque de picador automatizado permite un tamaño de corte preestablecido con mayor precisión, el enfoque manual carece de precisión en la determinación del tamaño de las DOP, lo que da lugar a DOP de forma y tamaño desiguales, lo que es una desventaja para la detección comparativa de drogas (Figura 2). Sin embargo, con el método propuesto, no se logra la estandarización del número de células por PDO, lo que podría suponer un inconveniente para los protocolos estandarizados de cribado de fármacos. Las ventajas y desventajas de las diferentes técnicas de generación de organoides 18,19,20,24,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35,36^,
37,38,39,40,41,42 y sus aplicaciones se resumen en la Tabla 3.

El tejido GBM puede variar en consistencia, desde duro (zona de infiltración) hasta blando (núcleo necrótico), lo que puede plantear desafíos para el enfoque de picador automatizado. Si el tejido es demasiado duro, el picador puede apretarlo y dañarlo, mientras que el tejido demasiado blando puede aplastarse. El tejido elegido mostró atributos distintivos, incluido un nivel intermedio de firmeza, presentando esporádicamente una coloración rosado-grisácea en lugar de manifestar una decoloración marrón o amarilla. El tejido que poseía una textura esponjosa y fácilmente desmenuzable demostró una conservación superior dentro de los bloques de agarosa, mientras que el tejido tumoral extremadamente delicado y licuado se omitió del procedimiento de muestreo. Sin embargo, el enfoque chopper permitió una generación exitosa de un mayor número de PDO en comparación con el enfoque manual, incluso con tejido de consistencia subóptima. La solución clave es mantener una estrecha interacción con el cirujano que realiza la resección del tumor para procesar el tejido de diferentes áreas del tumor. En los casos de consistencia tisular subóptima, la reelaboración manual del tejido bajo el microscopio fue una adición útil después del picado. Para tener en cuenta la heterogeneidad, el tejido tumoral se dividió inicialmente en seis segmentos, cada uno de los cuales se redujo posteriormente a la mitad para el abordaje C o M. Dentro de estas seis secciones distintas, se anticipa un grado sustancial de heterogeneidad. Además, incluso dentro de las DOP de la misma sección o pozo, la presencia de distintas subpoblaciones es plausible.

Como prueba de concepto, se reportaron los datos de proliferación y apoptosis de dos pacientes con GBM y un paciente con LGG, que no muestran diferencias significativas entre los dos métodos. La generación de PDOs no se limita a los tumores cerebrales altamente malignos, sino que también se puede aplicar a los LGG. Este estudio destaca que los LGG rara vez muestran un crecimiento en la cultura 2D, lo que hace que el desarrollo de un modelo preciso para su estudio sea muy valioso. Este protocolo tiene como objetivo demostrar la versatilidad de este enfoque en la generación de PDOs a partir de GBM y LGG de forma rápida y eficaz.

En general, las PDO podrían utilizarse en el futuro para realizar pruebas preterapéuticas orientadas al paciente de terapias dirigidas en tumores cerebrales malignos. Proporcionar un método rápido y eficiente para la detección individualizada de medicamentos es crucial, ya que la progresión del tumor ocurre rápidamente y se necesitan desesperadamente opciones de tratamiento de rescate. Como siguiente paso, el modelo de PDO podría evaluarse con varios enfoques inmunoterapéuticos para imitar mejor las respuestas reales al tratamiento. En el futuro, las PDO podrían utilizarse para sacar conclusiones sofisticadas sobre la necesidad de una mayor exploración y evaluación de las terapias en un entorno clínico.

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
2-mercaptoethanol (1000x)	Gibco	21985023
30% formaldehyde methanol-free	Carl Roth	4235.1	Used in 4% concentration
70% ethanol solution			For sterilisation
Agarose tablets 0.5 g	Carl Roth	HP67.7
Amphotericin B 250 µg/mL	Gibco	15290018
Anatomical forceps	Hartstein	N/A
Anatomical spatula	Hartstein	N/A
B-27 Supplement without vitamin A (50x)	Gibco	12587010
Biopsy cassette with cover	Resolab	37001-b
Blades for McIlwain Tissue Chopper	Campden instruments	Model TC752-1
CC3 antibody (Asp 175)	Cells signaling technology	9661
Disposable scalpel	Feather	0200130015
Distilled water	Gibco	15230089	To dilute the formaldehyd
Dulbecco's Modified Eagle Serum Nutrient Mixture (DMEM) F-12 (1:1) (1x)	Gibco	11330032	Includes L-Glutamine and 15 mM HEPES
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (PBS)	Sigma Life Sciences	D8537-500ML	Modified, without calcium, chloride and magnesium chloride, liquid, sterile-filtered, suitable for cell culture
eBioscience 1x RBC Lysis Buffer	Invitrogen	433357
Falcon tube 50 ml Cellstar	Greiner Bio-One	227261
GFAP antibody	Santa Cruz Biotechnology	sc33673
Glass beaker	N/A	N/A
Glass petri dish	N/A	N/A
GlutaMAX (100x)	Gibco	35050061
Heracell 240i CO2 Incubator	Thermo scientific	51032875
Herasafe 2025 Biological Safety Cabinet	Thermo scientific	5016643
Hibernate-A	Gibco	A1247501
Histoacryl glue	B. Braun surgical	1050052
Human Insulin, Solution	Santa Cruz Biotechnology	sc-360248
Ice box	N/A	N/A
Ki67 antibody	Abcam	ab16667
McIlwain Tissue Chopper	Cavey Laboratory Engineering	51350V
Microscope Leica DMI 3000B, DMI 4000B, DMI 6000B	Leica	DMI6000B	For brightfield and immunofluorescence pictures
Microscope stereozoom S9D	Leica	W841832	For manual cutting and to organoids monitoring
Microwave	Bosch	N/A	To heat the agarose solution
Mounting plastic discs	Cavey Laboratory Engineering	51354
N-2 Supplement (100x)	Gibco	17502048
NEM Non-Essential Amino Acids (NEAA) (100x)	Gibco	11140050
Neurobasal (1x)	Gibco	21103049
Orbital shaking machine Rotamax120	Heidolph	10304491
Penicilin Streptomycin	Gibco	15140122
Plastic petri dishes Cellstar	greiner bio-one	628160	n = 12
Single channel pipette 1000 µm	Eppendorf	4924000010
Single channel pipette 5000 µm	Eppendorf	EP3123000276
Statistical Package for the Social Sciences (SPSS) version 23.0	IBM
Surgipath Paraplast	Leica	39601006	Embedding medium
Ultra-low attachment Nucleon Sphera 6-well plate	Thermo Scientific	174932