Iniciar sesión

Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

En este artículo

  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

Este artículo proporciona una descripción detallada de la prueba de alimentos enterrados y el experimento de discriminación social de olores para evaluar los efectos de la exposición a contaminantes ambientales inhalados en la función olfativa en ratones.

Resumen

El deterioro olfativo es un importante problema de salud pública y predice de forma independiente el riesgo de enfermedades neurodegenerativas. La exposición a contaminantes ambientales inhalados puede afectar el olfato; Por lo tanto, existe una necesidad urgente de métodos para evaluar los efectos de la exposición a contaminantes ambientales inhalados sobre el olfato. Los ratones son modelos ideales para experimentos olfativos debido a su sistema olfativo altamente desarrollado y sus características de comportamiento. Para evaluar los efectos de la exposición a contaminantes ambientales inhalados en la función olfativa en ratones, se proporciona una prueba detallada de alimentos enterrados y un experimento de discriminación social de olores, que incluye la preparación del experimento, la selección y construcción de instalaciones experimentales, el proceso de prueba y los índices de tiempo. Mientras tanto, se discuten el equipo de cronometraje, los detalles operativos y el entorno experimental para garantizar el éxito del ensayo. El sulfato de zinc se utiliza como tratamiento para demostrar la viabilidad del enfoque experimental. El protocolo proporciona un proceso operativo simple y claro para evaluar los efectos de los contaminantes ambientales inhalados en la función olfativa en ratones.

Introducción

El deterioro olfativo se ha convertido en un problema de salud pública notable y se asocia de forma independiente con un mayor riesgo de enfermedades neurodegenerativas. Esta afección puede afectar negativamente el bienestar general, contribuir al desarrollo de síntomas depresivos y dar lugar a una disminución de la calidad de vida. Su impacto se observa de manera prominente en la percepción alterada de la comida, el obstáculo en la comunicación social y el aumento de los sentimientos negativos1. Varios factores, como la enfermedad nasal, la infección del tracto respiratorio superior y la lesión cerebral traumática, se han considerado contribuyentes al deterioro olfativoen los seres humanos. En particular, los contaminantes ambientales inhalables como las PM2.5, que se estima que oscilan entre el 2% y el 16%, ingresan al cuerpo a través del aire inspirado, atraviesan la cavidad nasal y llegan a regiones específicas dedicadas al olfato donde se depositan 3,4,5,6,7. Hallazgos recientes indican que los contaminantes ambientales inhalables, incluyendo PM2.5 y amoníaco, pueden dañar las neuronas sensoriales olfativas 8,9,10. Sin embargo, se requiere una validación adicional para determinar si dicho daño conduce directamente a la disfunción olfativa. Por lo tanto, una evaluación meticulosa de los efectos de los contaminantes ambientales inhalables sobre la función olfativa es de particular importancia.

En la actualidad, numerosos laboratorios de investigación emplean ratones como modelo alternativo de vertebrados para experimentos conductuales destinados a comprender los cambios en la función olfativa 11,12,13,14. Los ratones fueron elegidos como el sistema modelo preferido para investigar la comunicación química de los vertebrados, y exhiben una notable sensibilidad olfativa crucial para la búsqueda de alimento y la comunicación social15. Además, la continua evolución de las herramientas para observar e influir en el comportamiento de los ratones ha hecho que esta especie sea excepcionalmente atractiva para la investigación dela función olfativa.

En este estudio, empleamos la prueba de alimentos enterrados y el experimento de discriminación social de olores para evaluar el deterioro olfativo en un modelo de ratón expuesto a contaminantes ambientales inhalables. Para mejorar la precisión de la evaluación, se optó por el método más representativo para evaluar la función olfativa. Hemos refinado sistemáticamente este método para garantizar la simplicidad y la claridad, lo que nos permite medir eficazmente el alcance de la disfunción olfativa inducida por los contaminantes ambientales inhalables.

Protocolo

Utilizamos ratones machos C57BL/6J (edad: 6-8 semanas; peso: 20-22 g) para todas las pruebas de comportamiento. Los ratones fueron sometidos a condiciones estables (es decir, temperatura, 23 ± 1 °C; humedad, 55% ± 5%, y ciclo de luz-oscuridad de 12/12 h con las luces encendidas a las 7:00). Todas las pruebas conductuales se realizaron entre las 10:00 y las 17:00 horas. Todos los experimentos con animales fueron aprobados por el Comité de Ética del Comité Profesional de Experimentos con Animales de la Universidad de Qingdao. Después de un período de aclimatación de 1 semana, todos los ratones fueron expuestos a contaminantes ambientales inhalables.

1. Exposición a contaminantes

  1. Administración intranasal por instilación
    1. Disuelva los contaminantes ambientales inhalables en una solución salina al 0,9%. Use una solución de sulfato de zinc al 5% una vez, lo que se ha demostrado que causa disfunción olfativa17. Para los ratones control, administrar solución salina normal al 0,9%.
    2. Anestesiar al ratón mediante inyección intraperitoneal de pentobarbital sódico al 1% 18 y evaluar la profundidad de la anestesia mediante el reflejo de pinzamiento del dedo del pie. Aplica ungüento veterinario en los ojos del ratón para prevenir la sequedad. Coloque el ratón boca arriba sobre una superficie inclinada, con la cabeza hacia abajo.
    3. Con una pistola de pipeteo, administre 10 μL de la solución en una fosa nasal del ratón, permitiendo inhalar naturalmente la solución en la cavidad nasal.
    4. Para garantizar el bienestar del ratón y evitar cualquier molestia potencial, repita la inhalación por la otra fosa nasal después de un intervalo de 10 minutos.
    5. A los 3 días después de la administración intranasal por instilación en ratones, realizar la prueba de alimentos enterrados.

2. Prueba de alimentos enterrados

  1. Llevar a cabo la privación de alimentos a las 18-24 h antes de la prueba retirando todos los pellets de comida de la tolva de comida de la jaula doméstica. Cambia los materiales de la cama para ratones. No retire la botella de agua.
  2. Organice la mesa de operaciones como se describe a continuación.
    1. 1 h antes del inicio de la prueba, llevar la jaula que contiene los ratones al quirófano para descansar.
    2. Organice el quirófano durante este período. Utilice y marque las jaulas de ratones estándar de PVC transparente como A, ya que crean un entorno familiar. Use y marque la jaula de prueba como B, que es una jaula de ardilla estándar de PVC transparente. Marque la jaula común utilizada para colocar a los ratones después del experimento como jaula C.
    3. Cubra las jaulas A y B con 3 cm de material de cama y mídalas con una regla. Coloque las jaulas una al lado de la otra, con una distancia de 0,5 m entre cada jaula (Figura 1).
    4. Defina el área experimental como un área con un radio de 2 m, siendo el centro el centro de las jaulas. Defina el área fuera del rango de 2 m como área de observación.
    5. Mantenga la jaula C y las jaulas que contengan ratones no probados lo más lejos posible del área experimental.
  3. Registre el tiempo para encontrar comida como se describe a continuación.
    1. Seleccione una posición al azar en la jaula B, entierre la comida a 1 cm por debajo de la superficie de la ropa de cama y alise la superficie de la ropa de cama.
    2. Coloca al ratón en la jaula A durante 4 min. Transfiera los ratones a la jaula B al final del cronometraje, encienda el dispositivo de video y regrese al área de observación.
    3. Cuando el ratón recoja el bloque de comida con su pata delantera, detenga la grabación de vídeo. En algunos casos, se puede ver a los ratones comiendo con la cabeza inclinada sobre la comida. Este comportamiento también indica el éxito de la prueba, incluso si el ratón no está sosteniendo la comida con su pata delantera.
    4. Registrar datos. Registre el tiempo desde el contacto con la alfombra en el fondo de la jaula B hasta que se encontró comida para cada ratón. Si los ratones no encuentran comida después de 4 minutos, registre el tiempo de búsqueda como un tiempo de retardo de 240 s.
    5. Coloque el ratón en la jaula C después de la prueba.
    6. Retire el alimento de la jaula B y colóquelo en una bolsa sellada. Reemplace la comida en la jaula B y pruebe el siguiente ratón después de cambiar el material de la cama, como se describe a continuación.
      1. Para ratones alojados en la misma jaula, pruebe con el mismo conjunto de materiales de cama en la jaula B. Para ratones en diferentes jaulas, limpie la jaula con alcohol y reemplace los materiales de la cama.
    7. Agregue alimento y agua a los ratones después del experimento. Realiza el experimento de discriminación social de olores 1 día después.
      NOTA: Se deben usar máscaras durante todo el proceso y se deben cambiar los guantes transparentes después de que cada ratón termine el experimento para evitar el cruce de olores tanto como sea posible. Mantenga la amplitud de los movimientos lo más pequeña posible para evitar el estrés del mouse.

3. Experimento de discriminación social de olores

  1. Recolección de orina
    1. Recoger por separado la orina de ratones machos y hembras sexualmente maduros y agruparla en tubos en volúmenes iguales19. Envasar en tubos de microcentrífuga de 2 mL con 300 μL de orina en cada tubo.
    2. Guarde las muestras a -80 ° C hasta su uso. Agite los tubos para distribuir uniformemente la muestra después de descongelarla. No descongele ni congele la muestra repetidamente.
  2. Organice la mesa de operaciones como se describe a continuación.
    1. 1 h antes del inicio de la prueba, llevar la jaula que contiene los ratones al quirófano para descansar.
    2. Organice el quirófano durante este período como se describe en los pasos 2.2.2-2.2.5.
  3. Registre el tiempo para encontrar la orina como se describe a continuación.
    1. Haga una ranura con cinta adhesiva alrededor de cada uno de los dos lados anchos de la jaula B, lo suficientemente grande como para sostener el tubo de microcentrífuga que contiene 300 μL de orina masculina y femenina. Coloque los tubos y mantenga las dos tapas de los tubos cerradas por ahora.
    2. Coloque el ratón en la jaula A y establezca una cuenta regresiva para 4 minutos. Abra los dos tubos de la jaula B al final del cronometraje.
    3. Transfiera el mouse a la posición central de la jaula B, a la misma distancia de los dos tubos, luego encienda el equipo de grabación de video y retírese suave y lentamente al área de observación.
    4. Cuando el ratón olfatea la pared/boca del tubo o incluso dentro del tubo, el tubo se huele con éxito. En este momento, presione el cronómetro y registre la hora como la hora de oler el tubo (M s), luego continúe registrando el tiempo de residencia (X s) hasta que el mouse se aleje del tubo.
    5. Continúa cronometrando el tiempo olfateando el otro tubo. Cuando el ratón olfatea la pared/boca del tubo o incluso dentro del tubo, el tubo se huele con éxito. Presione el cronómetro y registre el tiempo que tardó en oler el otro tubo (N s), luego continúe registrando el tiempo de residencia (Y s) hasta que el mouse se aleje del tubo.
    6. Transfiera el ratón a la jaula C al final del experimento.
    7. Cambie los tubos de orina y el material de cama de la jaula B después de cada prueba con ratones. Coloque la orina de rata usada en una bolsa limpia según el sexo.
    8. Cambie los guantes y pruebe el siguiente mouse como se describe anteriormente.
  4. Realiza el experimento en un laboratorio sin olor evidente. Evite los productos personales que emiten olores fuertes. Use guantes y mascarillas durante todo el procedimiento para evitar que los olores se crucen tanto como sea posible. Mantenga la amplitud de los movimientos lo más pequeña posible para evitar el estrés del mouse.

Resultados

Los contaminantes ambientales inhalables deterioran la función olfativa en ratones. Se ha demostrado que el zinc atmosférico emitido por incineradores y vehículos de motor es un contaminante inhalado que puede provocar inflamación pulmonar alérgica20. El sulfato de zinc es considerado uno de los compuestos típicos causantes de disfunción olfativa21. Por lo tanto, utilizamos sulfato de zinc como tratamiento para exponer ratones mediante instilación intranasal y proba...

Discusión

Este artículo presenta dos protocolos fundamentales diseñados para la evaluación rápida del deterioro olfativo en ratones. Diversos contaminantes ambientales inhalables dan lugar a distintos niveles de disfunción olfativa en ratones. La prueba de alimentos enterrados se emplea para evaluar la capacidad de detectar olores volátiles, mientras que el experimento de discriminación social de olores evalúa la capacidad del animal para discernir y diferenciar varios olores sociales. El protocolo aquí sirve para evaluar...

Divulgaciones

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Agradecimientos

Este trabajo contó con el apoyo financiero de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (82204088, 82273669) y la Fundación de Ciencias Naturales de la provincia de Shandong, China (ZR2021QH209).

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
0.5-10 μL  adjustable micropipetteEppendorf, Germany3123000225Intranasal instillation
0.9% saline solutionSolarbio7647-14-5Dissolve pollutants
Anhydrous zinc sulfateMacklin7733-02-0Expose mice
Centrifuge tube (2 mL)Biosharp IncorporatedBS-20-MPlace urine
Electronic balanceChangzhou Ohaus Co.EX125DZHWeight anesthetics and pollutants
GraphPad PrismGraphPad Software8.0.1statistic analysis
Handheld Dust detectorTSI IncorporatedDuatTrak figure-materials-9888532Inhalation-exposed mice
Video recording equipmentApple Inc.iPhone 6s PlusThe activity time of mice was recorded
Vortex mixerHaimen Kylin-Bell Lab Instruments Co.Vortex-5 Mix solution

Referencias

  1. Schäfer, L., Schriever, V. A., Croy, I. Human olfactory dysfunction: causes and consequences. Cell Tissue Res. 383 (1), 569-579 (2021).
  2. Keller, A., Malaspina, D. Hidden consequences of olfactory dysfunction: a patient report series. BMC Ear Nose Throat Disord. 13 (1), 8 (2013).
  3. Schroeter, J. D., et al. Application of physiological computational fluid dynamics models to predict interspecies nasal dosimetry of inhaled acrolein. Inhal Toxicol. 20 (3), 227-243 (2008).
  4. Schroeter, J. D., Garcia, G. J., Kimbell, J. S. A computational fluid dynamics approach to assess interhuman variability in hydrogen sulfide nasal dosimetry. Inhal Toxicol. 22 (4), 277-286 (2010).
  5. Keyhani, K., Scherer, P. W., Mozell, M. M. Numerical simulation of airflow in the human nasal cavity. J Biomech Eng. 117 (4), 429-441 (1995).
  6. Hahn, I., Scherer, P. W., Mozell, M. M. Velocity profiles measured for airflow through a large-scale model of the human nasal cavity. J Appl Physiol. 75 (5), 2273-2287 (1993).
  7. Zhang, Z., et al. Exposure to particulate matter air pollution and Anosmia. JAMA Netw Open. 4 (5), e2111606 (2021).
  8. Ekström, I. A., et al. Environmental air pollution and olfactory decline in aging. Environ Health Perspect. 130 (2), 27005 (2022).
  9. Adams, D. R., et al. Nitrogen dioxide pollution exposure is associated with olfactory dysfunction in older U.S. adults. Int Forum Allergy Rhinol. 6 (12), 1245-1252 (2016).
  10. Prah, J. D., Benignus, V. A. Decrements in olfactory sensitivity due to ozone exposure. Percept Mot Skills. 48 (1), 317-318 (1979).
  11. Shi, Z., et al. Chronic exposure to environmental pollutant ammonia causes damage to the olfactory system and behavioral abnormalities in mice. Environ Sci Technol. 57 (41), 15412-15421 (2023).
  12. Hernández-Soto, R., et al. Chronic intermittent hypoxia alters main olfactory bulb activity and olfaction. Exp Neurol. 340, 113653 (2021).
  13. Islam, S., et al. Odor preference and olfactory memory are impaired in Olfaxin-deficient mice. Brain Res. 1688, 81-90 (2018).
  14. Wang, H., et al. Inducible and conditional activation of ERK5 MAP kinase rescues mice from cadmium-induced olfactory memory deficits. Neurotoxicology. 81, 127-136 (2020).
  15. Chamero, P., Leinders-Zufall, T., Zufall, F. From genes to social communication: molecular sensing by the vomeronasal organ. Trends Neurosci. 35 (10), 597-606 (2012).
  16. Mohrhardt, J., et al. Signal detection and coding in the accessory olfactory system. Chem Senses. 43 (9), 667-695 (2018).
  17. Liu, X., et al. Type 3 adenylyl cyclase in the MOE is involved in learning and memory in mice. Behav Brain Res. 383, 112533 (2020).
  18. Li, X., et al. Polyhexamethylene guanidine aerosol triggers pulmonary fibrosis concomitant with elevated surface tension via inhibiting pulmonary surfactant. J Hazard Mater. 420, 126642 (2021).
  19. Yang, M., Crawley, J. N. Simple behavioral assessment of mouse olfaction. Curr Protoc Neurosci. , (2009).
  20. Huang, K. L., et al. Zinc oxide nanoparticles induce eosinophilic airway inflammation in mice. J Hazard Mater. 297, 304-312 (2015).
  21. Burd, G. D. Morphological study of the effects of intranasal zinc sulfate irrigation on the mouse olfactory epithelium and olfactory bulb. Microsc Res Tech. 24 (3), 195-213 (1993).
  22. Zou, J., et al. Methods to measure olfactory behavior in mice. Curr Protoc Toxicol. 63, 1-21 (2015).
  23. Ryalls, J. M. W., et al. Anthropogenic air pollutants reduce insect-mediated pollination services. Environ Pollut. 297, 118847 (2022).
  24. Schiffman, S. S. Livestock odors: implications for human health and well-being. J Anim Sci. 76 (5), 1343-1355 (1998).
  25. Albrechet-Souza, L., Gilpin, N. W. The predator odor avoidance model of post-traumatic stress disorder in rats. Behav Pharmacol. 30, 105-114 (2019).
  26. Davies, D. A., et al. Inactivation of medial prefrontal cortex or acute stress impairs odor span in rats. Learn Mem. 20 (12), 665-669 (2013).
  27. Landers, M. S., Sullivan, R. M. The development and neurobiology of infant attachment and fear. Dev Neurosci. 34 (2-3), 101-114 (2012).
  28. Drobyshevsky, A., et al. Antenatal insults modify newborn olfactory function by nitric oxide produced from neuronal nitric oxide synthase. Exp Neurol. 237 (2), 427-434 (2012).
  29. Arbuckle, E. P., et al. Testing for odor discrimination and habituation in mice. J Vis Exp. (99), e52615 (2015).

Reimpresiones y Permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este JoVE artículos

Solicitar permiso

Explorar más artículos

Este mes en JoVEN mero 211Contaminantes ambientales inhaladosFunci n olfativaPrueba de alimentos enterradosExperimento de discriminaci n de olores sociales

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Investigación

Educación

ACERCA DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados