Damos las gracias al grupo Kenis en la Universidad de Illinois en Urbana-Champaign útil para los debates y ofrecer generosamente el uso de las instalaciones de sala blanca. Este trabajo fue financiado por el NIH Camino a la Independencia Premio de PI, la subvención No. 4R00HG004183-03 (Charles M. Schroeder y Tanyeri Melikhan). Este trabajo fue apoyado por la Fundación Científica Nacional a través de una Beca de Investigación de Postgrado de Eric M. Johnson-Chavarría.

La trampa de la hidrodinámica se compone de un híbrido de dos capas (polidimetilsiloxano (PDMS) / vidrio) dispositivo de microfluidos para el confinamiento de las partículas. Los pasos 1-2 describe la fabricación de dispositivos de microfluídica, y el proceso de diseño 4.3 dispositivo de discutir y operación. 1. SU-8 de fabricación del molde (no se muestra en el video) <ol><li> Limpiar dos obleas de silicio (3 &quot;de diámetro) con acetona y alcohol isopropílico (IPA). </li><li> Obleas seco con N 2 y colocarlos en una placa calefactora a 65 ° C durante 1 minuto para eliminar la humedad residual. </li><li> Girar la oblea capa # 1 con SU-8 2050 fotosensible (PR) durante 30 segundos a 4000 rpm para crear un molde ~ 40 micras de espesor de la capa de fluido. Girar la oblea capa 2 con PR durante 30 segundos a 1500 rpm para crear un molde de ~ 150 m de espesor de la capa de control. </li><li> Soft oblea hornear # 1 a 65 ° C durante 3 minutos y luego a 95 ° C durante 6 minutos. Soft oblea hornear # 2 a 65 ° C durante 5 minutos y luego a 95 ° C durante 20 min. </li><li> Exponer las obleas a los rayos UV con sus respectivas máscaras (oblea de # 1: puertos y canales de fluidos, la oblea N º 2: el puerto y la capa de control) y la intensidad de la exposición adecuada (~ 150 mJ / cm 2, ~ 260 mJ / cm 2, respectivamente). </li><li> Después de la oblea hornear # 1 a 65 ° C durante 1 minuto y luego a 95 ° C durante 6 minutos. Después de la oblea hornear # 2 a 65 ° C durante 5 minutos y luego a 95 ° C durante 10 min. </li><li> Desarrollar obleas con acetato de propilenglicol metil éter (PGMEA) hasta curar PR se retira. Enjuague con obleas de IPA y secar con N 2. </li></ol> 2. Fabricación de dispositivos de microfluídica <ol><li> Silanizar la superficie de la SU-8 moldes mediante la colocación de las obleas en un desecador al vacío durante unos 10 minutos con un plato de vidrio que contiene unas pocas gotas de triclorosilano. Silanización superficie ayuda a pelar las réplicas (PDMS) de los moldes de SU-8. </li><li> Mezclar y desgasificar PDMS en la base de: Relaciones de entrecruzamiento de 15:1 y 5:1 para los fluidos y las capas de control, respectivamente. </li><li> Girar la capa de mezcla 15:01 PDMS en el molde de la capa de fluido (oblea de # 1) durante 30 segundos a 750 rpm y luego colocar la oblea en una placa de Petri. Coloque el molde de la capa de control en una placa de Petri y verter la mezcla 05:01 PDMS sobre el molde con un espesor de ~ 4 mm. </li><li> Hornear galletas / PDMS durante 30 minutos a 70 ° C para curar parcialmente las capas de PDMS. </li><li> Después de enfriar las galletas / PDMS a temperatura ambiente, reducir la réplica de PDMS, que forma la capa de control (oblea de # 2), de la placa de Petri con un bisturí y despegarlo del molde SU-8. Perforadora un puerto de acceso a los microcanales que actuará como válvula de membrana en un chip con una aguja de calibre 21. </li><li> Lugar la réplica de PDMS con la capa de control sobre la oblea N º 1 (que tiene el spin-revestido PDMS capa de fluido). Alinee con cuidado y sellar la capa de control de la capa de fluido mediante un microscopio estereoscópico. Asegúrese de eliminar todas las burbujas de aire entre las capas y hornee a 70 ° C durante la noche para curar por completo las dos capas. Esta etapa de cocción se traducirá en una losa monolítica PDMS con dos capas. </li><li> Después de enfriar a temperatura ambiente, cortar y pelar la réplica de PDMS que contienen tanto el control como las capas de fluidos de la SU-8 del molde usando un bisturí. Eliminar el exceso de PDMS y separar cada unidad de dispositivo con una cuchilla de afeitar. Perforadora puertos de acceso a los microcanales en la capa de fluido con una aguja de calibre 21. </li><li> Bonos del PDMS losa para un cubreobjetos para obtener un dispositivo completo. Primero, limpie un cubreobjetos (No: 1,5, 24 x 45 mm) con acetona y el IPA. A continuación, tratar tanto el cubreobjetos y las superficies de PDMS réplica con plasma de oxígeno por debajo de 500 mTorr durante 30 segundos, e inmediatamente poner las dos superficies en contacto para formar un sello irreversible. </li><li> Hornee los dispositivos durante la noche para aumentar la unión entre las capas de PDMS y cubreobjetos los. </li></ol> Pasos 3-4 describen la aplicación de la trampa de hidrodinámica de utilizar el dispositivo de microfluidos descrito anteriormente. 3. Instalación de trampas Experimental hidrodinámico <ol><li> Coloque el dispositivo de microfluidos en el escenario de un microscopio invertido y seguro que con los clips de la etapa. </li><li> Llenar dos jeringas herméticas por separado con las soluciones tampón y la muestra y colocarlos en una bomba de jeringa Harvard Apparatus (PHD 2000 Programable). El buffer y las soluciones de muestra se entregan con el dispositivo de microfluidos a través de una de 1 ml y una jeringa de 250 l, respectivamente. Típicamente, un 50 mM Tris / HCl solución tampón Tris (pH 8,0) que contenía 0,02% v / v Triton X-100 se utiliza como la solución tampón. La solución de la muestra consiste en una suspensión de partículas (por ejemplo, bolas de poliestireno fluorescente) en la solución tampón. </li><li> Establecer las conexiones de fluidos entre las jeringas (la entrega de la muestra y el tampón) y el dispositivo de microfluidos. Conectar las jeringas de 1 / 16 &quot;de diámetro exterior (OD) x 0.020&quot; de diámetro interior (ID) perfluoroalkoxy (PFA) de mangueras mediante adaptadores luer-lock. Conecte el otro extremo del tubo de PFA a los puertos de entrada del dispositivo de microfluidos con meta de calibre 24l tubo. Un T-válvula puede ser colocada entre la jeringa de la muestra y el puerto de la muestra en el dispositivo de microfluidos para controlar la entrega de la muestra. </li><li> Establecer las conexiones de fluidos en los canales de salida en el dispositivo de microfluidos. Conectar los dos canales de salida para tubo de PFA (1 / 16 &quot;OD x 0.020&quot; ID) mediante el uso de tubos de metal de calibre 24. El tubo de PFA de las salidas deben ser de igual longitud. Sumerja los tubos de salida en un tubo de centrífuga de 1,5 mL llena con una solución buffer, que sirve para mantener una caída de presión constante entre las jeringas y los canales de salida. </li><li> Llene la válvula en el chip con aceite portador fluorados con un 3 ml luer jeringa de plástico para evitar las fugas de aire en la capa de fluido durante la operación. El aire en la cámara de válvula es empujado a través de la membrana de PDMS en los microcanales en la capa de fluido y más tarde retirado del dispositivo con el flujo de fluido a través de los puertos de salida. </li><li> Conecte una presión de gas inerte (nitrógeno) de suministro para el puerto en la capa de control para la operación de la válvula en el chip. Para ello, se utiliza un tanque de nitrógeno (2200 psi) y un regulador electrónico de presión de suministro de 00 a 30 psi en la válvula en el chip en el dispositivo de microfluidos. El tanque de nitrógeno se conecta al regulador de presión con ¼ &quot;OD x .170&quot; tubería de identificación. El regulador de presión se conecta al dispositivo de microfluidos a través de 1 / 16 &quot;OD x 0.020&quot; tubo ID PFA con 24 tubos de metal de calibre en su término. </li><li> Enjuague las conexiones de fluidos y el dispositivo de microfluidos con 0,5 ml de solución tampón para asegurar que todas las burbujas de aire del sistema, incluyendo los canales de salida. Las tasas típicas de flujo utilizado para limpiar las burbujas rango entre 2000-5000 l / hr. Después de las burbujas de aire se lavan fuera de los canales de microfluidos, reducir el caudal de 50-100 l / h, que es una tasa de flujo volumétrico típica para la captura de las partículas. </li><li> En este punto, las conexiones se establecen de fluidos, la muestra y las soluciones tampón se entregan en el dispositivo de microfluidos con un caudal fijo (50-100 l / h), y el dispositivo está listo para la captura de hidrodinámica. </li></ol> 4. Procedimiento de captura hidrodinámico <ol><li> Ejecutar el código de costumbre-construido LabVIEW, que automatiza la captura de partículas (véase la Nota sobre el uso de LabVIEW código de abajo). </li><li> Usando el microscopio xy traducción etapa, la posición de la región de captura (cross-slot) en el centro de la vista de la cámara. Traer a la región de captura en el foco de la lente del objetivo y ajustar la configuración de la cámara para optimizar las condiciones de imagen. </li><li> Elija una región rectangular de interés (ROI) dentro del campo de la cámara de vista de tal manera que el centro del retorno de la inversión será la posición del centro de la trampa. </li><li> Inicializar la presión offset aplicada a la válvula en el chip. En uno de los canales de salida, una constricción 100-200 m de ancho se introduce para proporcionar una presión de desplazamiento de la válvula en el chip. La constante de off-set permite que la válvula de presión en el chip para ajustar la posición de punto de estancamiento en las inmediaciones del centro de la canal de la Mancha ranura. Para la mayoría de los experimentos, la presión de compensación se ajusta entre 0-12 psi dependiendo de las dimensiones del canal (altura y anchura), el ancho de la constricción, y las especificaciones de la válvula en el chip (tamaño de la válvula, el espesor de la membrana, etc.) </li><li> Iniciar el controlador de retroalimentación y ajuste la ganancia proporcional a optimizar la respuesta de la trampa. El controlador de retroalimentación ajusta la presión aplicada a la válvula en el chip con el fin de mover la posición del punto de estancamiento, lo que minimiza el error o la distancia entre la posición de la partícula y el punto (centro de la trampa). Dependiendo de la velocidad del flujo y la posición de la válvula en el chip, hay un valor óptimo de la ganancia proporcional, lo que aumenta la estabilidad de la trampa y elimina las oscilaciones no deseadas de las partículas. </li><li> Una trampa de partículas. El código de LabVIEW automáticamente trampa de una de las partículas que entran en la región de captura. Una vez que una partícula deseado es atrapado, se puede cerrar el flujo de la muestra y aislar la partícula atrapada en la solución tampón, si así lo desea. </li><li> Monitor de la partícula atrapada y mantener la concentración de partículas en el plano de la imagen utilizando el enfoque manual o una configuración de microscopio enfoque automático. Puede ser necesario ajustar levemente la ganancia proporcional del controlador de retroalimentación con el fin de garantizar la estabilidad de la trampa en el transcurso de un evento de captura de larga escala de tiempo (de minutos a horas). </li></ol> Código de LabVIEW: Nota sobre el uso para el controlador de Comentarios Atrapando las partículas automatizado se logra utilizando un algoritmo de control de retroalimentación lineal implementado mediante un código personalizado de LabVIEW. El código de LabVIEW captura imágenes de una cámara CCD y transmite un potencial eléctrico (voltaje) de un regulador de presión, que modula activamente la posición (estado parcialmente abierto / cerrado) de una válvula neumática en el chip dinámico. A medida que cambia la posición de la válvula, la tasa de flujo hidrodinámico en la línea de salida de un is ajustada, con lo que el cambio de posición del punto de estancamiento y que permite atrapar hidrodinámica. Los pasos en el circuito de retroalimentación de forma secuencial e iterativa ejecutado en la tasa de captura de imágenes (10-60 Hz). El código de LabVIEW ejecuta los siguientes pasos durante cada ciclo de retroalimentación: <ul><li> . Capturar la imagen Una imagen es adquirida por un &quot;objetivo&quot; de partículas en la región de la captura de los dispositivos de microfluidos con microscopía de fluorescencia con una lente de objetivo de 10x (NA: 0,4) y una cámara CCD. </li><li> Rastreo de partículas. Partículas posición centroide se determina, y el algoritmo de rastreo de partículas se inicia. Las partículas se localizan mediante el ajuste del perfil de intensidad de emisión de la partícula a una función de dispersión puntual (PSF), de la cual se determina la posición del centro de gravedad. </li><li> El control de flujo de campo. La presión actualizada destinada a la dinámica de la válvula en el chip se calcula utilizando un algoritmo de control de retroalimentación con un controlador proporcional. De esta manera, la acción de la válvula es volver a la posición del punto de estancamiento, que ejerce una fuerza sobre la partícula hidrodinámico para dirigir las partículas hacia el centro de la trampa. </li></ul> El código de LabVIEW registros de los siguientes datos para cada imagen capturada durante la captura de partículas: 1) el tiempo transcurrido, 2) centroide (x, y) la posición de la partícula atrapada, 3) la posición del centro de la trampa, 4) la distancia de la partícula de la presión trampa centro, 5) aplicada a la válvula en el chip. Además, el código también se graba una película de la partícula atrapada en formato AVI. 5. Resultados representante Estamos atrapados perlas fluorescentes de poliestireno de varios tamaños (100, 540, 830 nm y 2,2 m de diámetro) con una trampa hidrodinámica. Figura 1 (a) muestra una imagen de una partícula atrapada en el cruce transversal de la ranura de un dispositivo de microfluidos. La trayectoria de una partícula atrapada se puede determinar directamente a partir de los datos de posición registrados por el centro de gravedad código de LabVIEW en un evento de captura o mediante el seguimiento y la localización de la partícula atrapada en el archivo de película. Figura 1 (b) muestra la trayectoria de una partícula atrapada (2,2 micras fluorescentes de poliestireno de cuentas) a lo largo de la dirección del canal de salida. El grano es inicialmente atrapado (cuadrados) durante 3 min y se libera de la trampa y se escapa a lo largo de uno de los canales de salida (los círculos). Trayectorias de las partículas a lo largo del eje del flujo de compresión (dirección del canal de entrada, los datos no mostrados) son similares a las trayectorias de las partículas a lo largo del eje del flujo extensional (dirección salida) como se muestra en la Figura 1 (b). Un histograma de desplazamiento de partículas desde el centro de captura para una atrapada de bolas (2,2 m de diámetro) a lo largo de las direcciones de salida del canal se muestra en la Figura 1 (c). Utilizando el algoritmo de control de retroalimentación se describe en este trabajo, las partículas atrapadas se limitan a un margen de ± 1 m del centro de la trampa a lo largo de la entrada y salida de las direcciones de canal. Un esquema del dispositivo de microfluidos utilizados para la captura de hidrodinámica se muestra en la Figura 2. El dispositivo de microfluidos integrado consiste en una capa de fluido y una capa de control y se fabrica utilizando la litografía blanda estándar de múltiples capas como se describe en este artículo. La capa de fluido contiene los canales de amortiguación y de la muestra, así como la geometría de canales cruzados ranura para facilitar la captura de hidrodinámica. La capa de control consta de una válvula neumática situado sobre uno de los canales de salida en la capa de fluido, y el control de fluidos y capas están separadas por una delgada membrana elastomérica. Durante el funcionamiento del dispositivo, la válvula en la capa de control se presuriza con gas nitrógeno, que las fuerzas de la fina membrana en la capa de fluido, lo que induce una constricción en el canal de salida. La válvula neumática dinámica constriñe el canal de salida de cantidades variables, cambiando la presión aplicada a la capa de control, que ajusta las tasas de flujo relativo en los canales de salida y permite a escala fina de control del punto de estancamiento. <img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1: Captura de partículas. (A) Imagen de una sola cuenta confinado en la trampa de la hidrodinámica. Además de la perla en el centro de la trampa, varias cuentas interceptadas se muestran en la región de captura. (B) la trayectoria de una partícula atrapada a lo largo de los canales de salida (cuadrados). Cuando la partícula se libera de la trampa (flecha), que escapa a lo largo de uno de los canales de salida (los círculos). (C) histograma de los desplazamientos de una atrapada de cuentas (2,2 m de diámetro) del centro de la trampa a lo largo de los canales de salida. <img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Esquema del dispositivo de microfluidos para la captura de hidrodinámica La trampa de la hidrodinámica se construye utilizando un dispositivo de microfluidos de dos capas. La capa de fluido se compone de una entrada de la muestra, fnuestras entradas de buffer, y dos salidas de residuos. La capa de control consta de una válvula neumática de membrana situada en la parte superior de uno de los canales de salida en la capa de fluido. Una constricción en el canal de salida opuestos proporciona una presión de desplazamiento de la válvula neumática. Las dimensiones típicas de canales oscila entre 100-500 micras. En la región (A), es el flujo de entrada de la muestra se centró en dos entradas de búfer. En la región (B), oponiéndose a las corrientes de entrada convergen en el cruce transversal de la ranura donde se produce atrapamiento. La válvula neumática (C) se coloca en la parte superior de uno de los canales de salida. La posición del punto de estancamiento es modulada por la regulación de la presión de esta válvula.

<ol>
	<li>Tanyeri, M., Johnson-Chavarria, E. M., Schroeder, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrodynamic+Trap+for+Single+Particles+and+Cells.">Hydrodynamic Trap for Single Particles and Cells.</a> Applied Physics Letters. 96, 224101-224101 (2010).</li><li>Ashkin, A., Dziedzic, J. M., Bjorkholm, J. E., Chu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observation+of+a+Single-Beam+Gradient+Force+Optical+Trap+for+Dielectric+Particles.">Observation of a Single-Beam Gradient Force Optical Trap for Dielectric Particles.</a> Optics Letters. 11, 288-290 (1986).</li><li>Neuman, K. C., Block, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+trapping.">Optical trapping.</a> Review of Scientific Instruments. 75, 2787-2809 (2004).</li><li>Gosse, C., Croquette, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetic+tweezers:+Micromanipulation+and+force+measurement+at+the+molecular+level.">Magnetic tweezers: Micromanipulation and force measurement at the molecular level.</a> Biophysical Journal. 82, 3314-3329 (2002).</li><li>Chiou, P. Y., Ohta, A. T., Wu, M. C., C, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+manipulation+of+single+cells+and+microparticles+using+optical+images.">Massively parallel manipulation of single cells and microparticles using optical images.</a> Nature. 436, 370-372 (2005).</li><li>Cohen, A. E., Moerner, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+for+trapping+and+manipulating+nanoscale+objects+in+solution.">Method for trapping and manipulating nanoscale objects in solution.</a> Applied Physics Letters. 86, 093109-09 (2005).</li><li>Evander, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+acoustic+cell+trapping+in+a+microfluidic+perfusion+system+for+online+bioassays&amp;quot;,+Analytical+Chemistry+79.">Noninvasive acoustic cell trapping in a microfluidic perfusion system for online bioassays&amp;quot;, Analytical Chemistry 79.</a> , 2984-2991 (2007).</li><li>Unger, M. A., Chou, H. P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monolithic+microfabricated+valves+and+pumps+by+multilayer+soft+lithography.">Monolithic microfabricated valves and pumps by multilayer soft lithography.</a> Science. 288, 113-116 (2000).</li><li>Kim, M. C., Wang, Z. H., Lam, R. H. W., Thorsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Building+a+better+cell+trap:+Applying+Lagrangian+modeling+to+the+design+of+microfluidic+devices+for+cell+biology.">Building a better cell trap: Applying Lagrangian modeling to the design of microfluidic devices for cell biology.</a> Journal of Applied Physics. 103, (2008).</li><li>Lutz, B. R., Chen, J., Schwartz, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrodynamic+tweezers:+1.+Noncontact+trapping+of+single+cells+using+steady+streaming+microeddies.">Hydrodynamic tweezers: 1. Noncontact trapping of single cells using steady streaming microeddies.</a> Analytical Chemistry. 78, 5429-5435 (2006).</li></ol>

Los actuales métodos de microfluidos para la manipulación de partículas basado en el flujo hidrodinámico puede ser caracterizado como métodos de contacto basados ​​en o sin contacto. Póngase en contacto con los métodos basados ​​en el uso de flujo de fluidos para limitar físicamente e inmovilizar las partículas contra las paredes del canal microfabricated 9, mientras que los no-contacto métodos se basan en el flujo de circulación o microeddies 10. En este trabajo se presenta un m...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>21 gauge blunt needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Zephyrtronics</td>
<td> ZT-5-021-1-L</td>
<td>For punching port holes in PDMS</td>
</tr>
<tr>
<td>3 ml plastic syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD</td>
<td>309585</td>
<td>For filling valve with oil</td>
</tr>
<tr>
<td>Si wafers</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>University Wafer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> 3&#x201D; P(100) single side polished 380 &mu;m test grade</td>
</tr>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR</td>
<td>48404-428</td>
<td>24 x 40 mm #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>DAQ card</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>PCI 6229</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fluorescent beads</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Spherotech</td>
<td>FP-2056-2</td>
<td>2.2 &mu;m Nile red</td>
</tr>
<tr>
<td>Fluorinert </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>3M</td>
<td>FC 40</td>
<td>Fluorinated carrier oil</td>
</tr>
<tr>
<td>Inverted Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus</td>
<td>IX-71</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>LabVIEW</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>Version 9.0f3 (32bit)</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Stereo Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Leica</td>
<td>MZ6</td>
<td>For aligning PDMS control layer to fluidic layer.</td>
</tr>
<tr>
<td>Mechanical Convection Oven</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> VWR</td>
<td>1300U</td>
<td>For baking devices to create monolithic PDMS slabs with two layers.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microfluidic tubing and connectors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Upchurch Scientific</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>1/16 x .020 PFA tubing and super flangeless fittings</td>
</tr>
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE Silicones</td>
<td>RTV 615 A&amp;B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Plasma Chamber</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harrick</td>
<td>PDC-001</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pressure Transducer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Proportion Air</td>
<td>DQPV1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Spin Coater</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Specialty Coating Systems</td>
<td>G3P-8 Spin Coat</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Photoresist</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>MicroChem</td>
<td>SU 8 2050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>PHD 2000 Programmable</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Terminal Block</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>BNC 2110</td>
<td>For analog output to pressure regulator and read out.</td>
</tr>
<tr>
<td>UV Collimated Light Source and Exposure System</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>OAI</td>
<td>Model 30 Enhanced Light Source</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

a microfluidic-based hydrodynamic trap for single particles

La capacidad de confinar y manipular las partículas individuales en una solución libre es una tecnología clave para la ciencia fundamental y aplicada. Métodos para la captura de partículas basado en técnicas ópticas, magnéticas, electrocinética y acústicos han conducido a importantes avances en la física y la biología que van desde el molecular a nivel celular. En este artículo, se introduce una nueva técnica basada en microfluidos para atrapar las partículas y la manipulación basada únicamente en el flujo de fluido hidrodinámico. Usando este método, se demuestra la captura de partículas de micro-y nano-escala en soluciones acuosas de las escalas de tiempo. La trampa de la hidrodinámica se compone de un dispositivo integrado de microfluidos con una geometría de canales cruzados ranura en la que dos corrientes opuestas convergen laminar, lo que genera un flujo planar extensional con un punto de estancamiento de líquidos (cero punto la velocidad). En este dispositivo, las partículas están confinadas en el centro de la trampa de control activo del campo de flujo para mantener la posición de la partícula en el punto de estancamiento de líquidos. De esta manera, las partículas se encuentran atrapados en una solución de forma gratuita mediante un algoritmo de control de retroalimentación a cabo con un código personalizado, construido LabVIEW. El algoritmo de control consiste en la adquisición de imágenes de una partícula en el dispositivo de microfluidos, seguido por el rastreo de partículas, la determinación de la posición de la partícula centroide, y el ajuste activo del flujo de fluidos mediante la regulación de la presión aplicada a una válvula neumática en el chip con un regulador de presión. De esta manera, el on-chip las funciones dinámicas de la válvula de medición para regular las tasas de flujo relativo en los canales de salida, lo que permite a escala fina de control de posición de estancamiento punto y la captura de partículas. La trampa de la hidrodinámica de microfluidos basada en exposiciones de varias ventajas como un método para la captura de las partículas. Atrapando hidrodinámico es posible para cualquier partícula arbitraria sin requisitos específicos de las propiedades físicas o químicas del objeto atrapado. Además, la captura hidrodinámico permite el confinamiento de un objeto &quot;único&quot; objetivo de suspensiones de partículas concentradas o lleno de gente, que es difícil de usar la fuerza alternativa basada en el terreno los métodos de captura. La trampa de la hidrodinámica es fácil de usar, fácil de implementar y puede ser añadido a los actuales dispositivos de microfluídica para facilitar la captura y análisis a largo plazo de las partículas. En general, la trampa de la hidrodinámica es una nueva plataforma para el confinamiento, la micromanipulación, y la observación de las partículas sin inmovilización de superficie y elimina la necesidad de campos ópticos, magnéticos y eléctricos potencialmente perturbativa de la captura sin solución de partículas pequeñas.

Watch this Scientific Journal Video about A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles at JoVE.com

A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

En este artículo se presenta un método basado en microfluídica para el confinamiento de partículas basado en el flujo hidrodinámico. Demostramos atrapando partículas estables en un punto de estancamiento de líquido mediante un mecanismo de control de retroalimentación, lo que permite el confinamiento y la micromanipulación de partículas arbitrarias en un microdispositivo integrado.

Una de microfluidos basada en hidrodinámica trampa para las partículas individuales

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

a-microfluidic-based-hydrodynamic-trap-for-single-particles

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Mechanical Engineering

Bioengineering

Unit 1

Center of Gravity and Centroid

SCIENTISTS IN ACTION

16.5K vistas.  University of Illinois at Urbana-Champaign. En este artículo se presenta un método basado en microfluídica para el confinamiento de partículas basado en el flujo hidrodinámico. Demostramos atrapando partículas estables en un punto de estancamiento de líquido mediante un mecanismo de control de retroalimentación, lo que permite el confinamiento y la micromanipulación de partículas arbitrarias en un microdispositivo integrado.

Video: A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and pathways as well as its ease of cultivation. Several C. elegans disease models have been reported, including neurodegenerative disorders such as Parkinson's disease (PD), which involves the degeneration of dopaminergic (DA) neurons 1. Both transgenes and neurotoxic chemicals have been used to induce DA neurodegeneration and consequent movement defects in worms, allowing for investigations into the basis of neurodegeneration and screens for neuroprotective genes and compounds 2,3.
Screens in lower eukaryotes like C. elegans provide an efficient and economical means to identify compounds and genes affecting neuronal signaling. Conventional screens are typically performed manually and scored by visual inspection; consequently, they are time-consuming and prone to human errors. Additionally, most focus on cellular level analysis while ignoring locomotion, which is an especially important parameter for movement disorders.
We have developed a novel microfluidic screening system (Figure 1) that controls and quantifies C. elegans' locomotion using electric field stimuli inside microchannels. We have shown that a Direct Current (DC) field can robustly induce on-demand locomotion towards the cathode ("electrotaxis") 4. Reversing the field's polarity causes the worm to quickly reverse its direction as well. We have also shown that defects in dopaminergic and other sensory neurons alter the swimming response 5. Therefore, abnormalities in neuronal signaling can be determined using locomotion as a read-out. The movement response can be accurately quantified using a range of parameters such as swimming speed, body bending frequency and reversal time.
Our work has revealed that the electrotactic response varies with age. Specifically, young adults respond to a lower range of electric fields and move faster compared to larvae 4. These findings led us to design a new microfluidic device to passively sort worms by age and phenotype 6.
We have also tested the response of worms to pulsed DC and Alternating Current (AC) electric fields. Pulsed DC fields of various duty cycles effectively generated electrotaxis in both C. elegans and its cousin C. briggsae 7. In another experiment, symmetrical AC fields with frequencies ranging from 1 Hz to 3 KHz immobilized worms inside the channel 8.
Implementation of the electric field in a microfluidic environment enables rapid and automated execution of the electrotaxis assay. This approach promises to facilitate high-throughput genetic and chemical screens for factors affecting neuronal function and viability.

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans&#039; Locomotion

A semi-automated micro-electro-fluidic method to induce on-demand locomotion in Caenorhabditis elegans is described. This method is based on the neurophysiologic phenomenon of worms responding to mild electric fields (&#x201C;electrotaxis&#x201D;) inside microfluidic channels. Microfluidic electrotaxis serves as a rapid, sensitive, low-cost, and scalable technique to screen for factors affecting neuronal health.

Electrotaxis microfluidos basados ​​en On-Demand Análisis cuantitativo de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; &#39;Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

Investigación

Bioingeniería

Protocol for Relative Hydrodynamic Assessment of Tri-leaflet Polymer Valves

Limitations of currently available prosthetic valves, xenografts, and homografts have prompted a recent resurgence of developments in the area of tri-leaflet polymer valve prostheses. However, identification of a protocol for initial assessment of polymer valve hydrodynamic functionality is paramount during the early stages of the design process. Traditional in vitro pulse duplicator systems are not configured to accommodate flexible tri-leaflet materials; in addition, assessment of polymer valve functionality needs to be made in a relative context to native and prosthetic heart valves under identical test conditions so that variability in measurements from different instruments can be avoided. Accordingly, we conducted hydrodynamic assessment of i) native (n = 4, mean diameter, D = 20 mm), ii) bi-leaflet mechanical (n= 2, D = 23 mm) and iii) polymer valves (n = 5, D = 22 mm) via the use of a commercially available pulse duplicator system (ViVitro Labs Inc, Victoria, BC) that was modified to accommodate tri-leaflet valve geometries. Tri-leaflet silicone valves developed at the University of Florida comprised the polymer valve group. A mixture in the ratio of 35:65 glycerin to water was used to mimic blood physical properties. Instantaneous flow rate was measured at the interface of the left ventricle and aortic units while pressure was recorded at the ventricular and aortic positions. Bi-leaflet and native valve data from the literature was used to validate flow and pressure readings. The following hydrodynamic metrics were reported: forward flow pressure drop, aortic root mean square forward flow rate, aortic closing, leakage&#160;and regurgitant volume, transaortic closing, leakage, and total energy losses. Representative results indicated that hydrodynamic metrics from the three valve groups could be successfully obtained by incorporating a custom-built assembly into a commercially available pulse duplicator system and subsequently, objectively compared to provide insights on functional aspects of polymer valve design.

There has been renewed interest in developing polymer valves. Here, the objectives are to demonstrate the feasibility of modifying a commercial pulse duplicator to accommodate tri-leaflet geometries and to define a protocol to present polymer valve hydrodynamic data in comparison to native and prosthetic valve data collected under near-identical conditions.

Protocolo para la evaluación relativa hidrodinámico de Tri-lámina polimérica Válvulas

Limitations of currently available prosthetic valves, xenografts, and homografts have prompted a recent resurgence of developments in the area of ...

Investigating Receptor-ligand Systems of the Cellulosome with AFM-based Single-molecule Force Spectroscopy

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the enzymes onto the noncatalytic scaffold protein is directed by interactions among a family of related receptor-ligand pairs comprising interacting cohesin and dockerin modules. The extremely strong binding between cohesin and dockerin modules results in dissociation constants in the low picomolar to nanomolar range, which may hamper accurate off-rate measurements with conventional bulk methods. Single-molecule force spectroscopy (SMFS) with the atomic force microscope measures the response of individual biomolecules to force, and in contrast to other single-molecule manipulation methods (i.e.&#160;optical tweezers), is optimal for studying high-affinity receptor-ligand interactions because of its ability to probe the high-force regime (&#62;120 pN). Here we present our complete protocol for studying cellulosomal protein assemblies at the single-molecule level. Using a protein topology derived from the native cellulosome, we worked with enzyme-dockerin and carbohydrate binding module-cohesin (CBM-cohesin) fusion proteins, each with an accessible free thiol group at an engineered cysteine residue. We present our site-specific surface immobilization protocol, along with our measurement and data analysis procedure for obtaining detailed binding parameters for the high-affinity complex. We demonstrate how to quantify single subdomain unfolding forces, complex rupture forces, kinetic off-rates, and potential widths of the binding well. The successful application of these methods in characterizing the cohesin-dockerin interaction responsible for assembly of multidomain cellulolytic complexes is further described.

Cellulosomes are multienzyme complexes designed for digesting cellulose. AFM-based SMFS was used to study the mechanical properties and folding configuration of cellulosome-associated protein assemblies. We present a complete workflow for protein immobilization, data acquisition, and data analysis to study the interactions of individual receptor-ligand complexes involved in cellulosome assembly.

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the ...

A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration of pre-processing steps. Utilizing these devices towards the analysis of DNA hybridization events is important because it offers a technology for real time assessment of biomarkers at the point-of-care for various diseases. However, when the device footprint decreases the dominance of various physical phenomena increases. These phenomena influence the fabrication precision and operation reliability of the device. Therefore, there is a great need to accurately fabricate and operate these devices in a reproducible manner in order to improve the overall performance. Here, we describe the protocols and the methods used for the fabrication and the operation of a microfluidic-based electrochemical biochip for accurate analysis of DNA hybridization events. The biochip is composed of two parts: a microfluidic chip with three parallel micro-channels made of polydimethylsiloxane (PDMS), and a 3 x 3 arrayed electrochemical micro-chip. The DNA hybridization events are detected using electrochemical impedance spectroscopy (EIS) analysis. The EIS analysis enables monitoring variations of the properties of the electrochemical system that are dominant at these length scales. With the ability to monitor changes of both charge transfer and diffusional resistance with the biosensor, we demonstrate the selectivity to complementary ssDNA targets, a calculated detection limit of 3.8 nM, and a 13% cross-reactivity with other non-complementary ssDNA following 20 min&#160;of incubation. This methodology can improve the performance of miniaturized devices by elucidating on the behavior of diffusion at the micro-scale regime and by enabling the study of DNA hybridization events.

We present a microfluidic-based electrochemical biochip for DNA hybridization detection. Following ssDNA probe functionalization, the specificity, sensitivity, and detection limit are studied with complementary and non-complementary ssDNA targets. Results illustrate the influence of the DNA hybridization events on the electrochemical system, with a detection limit of 3.8 nM.

Un biochip electroquímico basado en microfluidos para el análisis de hibridación ADN-Label libre

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration ...

Ordering Single Cells and Single Embryos in 3D Confinement: A New Device for High Content Screening

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening based on cells in such environments have therefore serious limitations: cell organelles show extreme phenotypes, cell morphologies and sizes are heterogeneous and/or specific cell organelles cannot be properly visualized. In addition, cells in vivo are located in a 3D environment; in this situation, cells show different phenotypes mainly because of their interaction with the surrounding extracellular matrix of the tissue. In order to standardize and generate order of single cells in a physiologically-relevant 3D environment for cell-based assays, we report here the microfabrication and applications of a device for in vitro 3D cell culture. This device consists of a 2D array of microcavities (typically 105 cavities/cm2), each filled with single cells or embryos. Cell position, shape, polarity and internal cell organization become then normalized showing a 3D architecture. We used replica molding to pattern an array of microcavities, &#8216;eggcups&#8217;, onto a thin polydimethylsiloxane (PDMS) layer adhered on a coverslip. Cavities were covered with fibronectin to facilitate adhesion. Cells were inserted by centrifugation. Filling percentage was optimized for each system allowing up to 80%. Cells and embryos viability was confirmed. We applied this methodology for the visualization of cellular organelles, such as nucleus and Golgi apparatus, and to study active processes, such as the closure of the cytokinetic ring during cell mitosis. This device allowed the identification of new features, such as periodic accumulations and inhomogeneities of myosin and actin during the cytokinetic ring closure and compacted phenotypes for Golgi and nucleus alignment. We characterized the method for mammalian cells, fission yeast, budding yeast, C. elegans with specific adaptation in each case. Finally, the characteristics of this device make it particularly interesting for drug screening assays and personalized medicine.

We report a device and a new method to study cells and embryos. Single cells are precisely ordered in microcavity arrays. Their 3D confinement is a step towards 3D environments encountered in physiological conditions and allows organelle orientation. By controlling cell shape, this setup minimizes variability reported in standard assays.

Ordenando las células individuales y solo los embriones en 3D Confinamiento: un nuevo dispositivo para la selección de alto contenido

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening ...

Cultivation of Mammalian Cells Using a Single-use Pneumatic Bioreactor System

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized medicine innovations. However, translating these advances into therapeutic applications will require in vitro systems that allow for robust, flexible, and cost effective bioreactor systems. There are several bioreactor systems currently utilized in research and commercial settings; however, many of these systems are not optimal for establishing, expanding, and monitoring the growth of different cell types. The culture parameters most challenging to control in these systems include, minimizing hydrodynamic shear, preventing nutrient gradient formation, establishing uniform culture medium aeration, preventing microbial contamination, and monitoring and adjusting culture conditions in real-time. Using a pneumatic single-use bioreactor system, we demonstrate the assembly and operation of this novel bioreactor for mammalian cells grown on micro-carriers. This bioreactor system eliminates many of the challenges associated with currently available systems by minimizing hydrodynamic shear and nutrient gradient formation, and allowing for uniform culture medium aeration. Moreover, the bioreactor&#8217;s software allows for remote real-time monitoring and adjusting of the bioreactor run parameters. This bioreactor system also has tremendous potential for scale-up of adherent and suspension mammalian cells for production of a variety therapeutic proteins, monoclonal antibodies, stem cells, biosimilars, and vaccines.

Using a pneumatic bioreactor, we demonstrate the assembly, operation, and performance of this single-use bioreactor system for the growth of mammalian cells.

El cultivo de células de mamífero utilizando un solo uso Sistema Neumático biorreactor

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Una plataforma de microfluidos para el procesamiento de precisión de pequeño volumen de la muestra y su uso para Tamaño partículas biológicas separadas con un Microdevice acústica

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

A Label-free Technique for the Spatio-temporal Imaging of Single Cell Secretions

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning of such signaling can lead to many disorders. To understand cell-to-cell signaling, it is essential to study the spatial and temporal nature of the secreted molecules from the cell without disturbing the local environment. Various assays have been developed to study protein secretion, however, these methods are typically based on fluorescent probes which disrupt the relevant signaling pathways. To overcome this limitation, a label-free technique is required.
In this paper, we describe the fabrication and application of a label-free localized surface plasmon resonance imaging (LSPRi) technology capable of detecting protein secretions from a single cell. The plasmonic nanostructures are lithographically patterned onto a standard glass coverslip and can be excited using visible light on commercially available light microscopes. Only a small fraction of the coverslip is covered by the nanostructures and hence this technique is well suited for combining common techniques such as fluorescence and bright-field imaging.
A multidisciplinary approach is used in this protocol which incorporates sensor nanofabrication and subsequent biofunctionalization, binding kinetics characterization of ligand and analyte, the integration of the chip and live cells, and the analysis of the measured signal. As a whole, this technology enables a general label-free approach towards mapping cellular secretions and correlating them with the responses of nearby cells.

Inter-cellular communication is critical for controlling various physiological activities within and outside the cell. This paper describes a protocol for measuring the spatio-temporal nature of single cell secretions. To achieve this, a multidisciplinary approach is used which integrates label-free nanoplasmonic sensing with live cell imaging.

Una técnica-Label libre para el Imaging espacio-temporal de las secreciones sola célula

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning ...

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

Una plataforma microfluídica para el aislamiento de gran procesamiento de celda única y Cultura

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Microfluidic Platform with Multiplexed Electronic Detection for Spatial Tracking of Particles

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to spatially fractionate the sample based on a biological property of interest. For the resultant spatial distribution to be used as the assay readout, microfluidic devices are often subjected to microscopic analysis requiring complex instrumentation with higher cost and reduced portability. To address this limitation, we have developed an integrated electronic sensing technology for multiplexed detection of particles at different locations on a microfluidic chip. Our technology, called Microfluidic CODES, combines Resistive Pulse Sensing with Code Division Multiple Access to compress 2D spatial information into a 1D electrical signal. In this paper, we present a practical demonstration of the Microfluidic CODES technology to detect and size cultured cancer cells distributed over multiple microfluidic channels. As validated by the high-speed microscopy, our technology can accurately analyze dense cell populations all electronically without the need for an external instrument. As such, the Microfluidic CODES can potentially enable low-cost integrated lab-on-a-chip devices that are well suited for the point-of-care testing of biological samples.

We demonstrate a microfluidic platform with an integrated surface electrode network that combines resistive pulse sensing (RPS) with code division multiple access (CDMA), to multiplex detection and sizing of particles in multiple microfluidic channels.

Plataforma de microfluidos con multiplexado de detección electrónica para el seguimiento espacial de las partículas

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to ...