This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant n&#956;LIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph B&#228;rtschi and Roland M&#228;der for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.

1. SU-8 de fabricación Master (Figura 2) NOTA: Realice la fabricación de los SU-8 maestros moldes en una habitación limpia para evitar los defectos causados ​​por partículas de polvo. Se necesitan dos obleas para la fabricación, una oblea con características de microfluidos y otro sin él. <ol><li> Preparar los moldes maestros para el chip de microfluidos. En primer lugar aplicar una capa de adhesión a la oblea de silicio. <ol><li> Deshidratar una oblea de silicio durante 10 minutos a 200 ° C. Enfriar la oblea hasta RT y cargarlo a una capa que recubridora de rotación y giro con SU-8 2002 con el siguiente protocolo. </li><li> Sobre Dispense 3 ml resisten sobre la oblea. </li><li> Girar la oblea a 500 rpm durante 10 seg para difundir la resisten sobre toda la oblea. </li><li> Girar la oblea a 2000 rpm durante 30 segundos para alcanzar una altura resistir de aproximadamente 2 micras. </li></ol></li><li> Retire el exceso de resistir desde el borde de la oblea con un hisopo empapado en acetona, para evitarpegado de la oblea a la placa caliente en el siguiente paso. Hornee la oblea de 60 segundos a 95 ° C en un plato caliente. </li><li> Exponer a toda la oblea con luz ultravioleta (80 mJ / cm 2 a 365 nm). Post-hornear la oblea durante 120 segundos a 95 ° C. </li><li> Enfriar la oblea hacia abajo y girar inmediatamente capa de la oblea de nuevo utilizando el siguiente protocolo de SU-8 2050: <ol><li> Girar la oblea a 100 rpm durante 20 seg (dosificar aproximadamente 3 ml SU-8 resistir durante este paso). </li><li> Girar la oblea a 500 rpm durante 10 seg para difundir la resisten sobre toda la oblea. </li><li> Haga girar la oblea a 3250 rpm durante 30 segundos lo que resulta en un espesor resistir de aproximadamente 40 micras. </li></ol></li><li> Una vez más, retire el exceso de resistir desde el borde de la oblea con un hisopo empapado de acetona y hornear suave la oblea en una placa caliente durante 180 segundos a 65 ° C y 360 segundos a 95 ° C. </li><li> Preparar la fotomáscara por sticking a un vidrio de sosa-cal. Vea la Figura 3 para el diseño de la máscara. Utilice un alineador de máscara para exponer la capa protectora con luz ultravioleta (160 mJ / cm 2, medida a 365 nm) a través de la máscara preparada. Hornee la oblea expuesta de nuevo en un plato caliente durante 60 segundos a 65 ° C y 360 segundos a 95 ° C. </li><li> Después de enfriar la oblea a RT, sumergirlo en una placa de Petri de vidrio lleno de desarrollador durante 5 minutos para desarrollar la resisten. Agitar suavemente la placa de Petri para eliminar no expuesta SU-8. Enjuague la oblea con isopropanol y secarlo con una pistola de nitrógeno. </li><li> Examinar la oblea bajo un microscopio. En caso de no desarrollado resistir restos sobre las características, el desarrollo de la oblea de nuevo durante unos minutos, tal como se describe en el paso 1.7. </li><li> Retire cualquier disolvente residual cociendo las obleas durante 2 horas a 200 ° C. Compruebe la altura de las características con un perfilador paso. En caso de que la altura medida difiere de la altura deseada comenzar con este protocol de nuevo y adaptar la velocidad de centrifugado en el paso 1.1.4. </li><li> Para evitar que se pegue de los PDMS a la oblea silanizar colocándolo en un desecador junto con 50 l de 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane en un pequeño plato de porcelana. Reducir la presión en el desecador hasta 100 mbar y se incuba la oblea durante 12 horas. <ol><li> Para los PDMS en blanco partes silanizar otra oblea de silicio utilizando el método de la etapa 1.10. Para ahorrar tiempo silanizar ambas obleas al mismo tiempo en un solo desecador. </li></ol></li></ol> 2. LADE chip Fabrication NOTA: El chip LADE está hecho de dos PDMS piezas unidas entre sí mediante unión adhesiva 24. La primera parte contiene las características de microfluidos. La otra parte es plana y se utiliza para sellar los canales. Unidas entre sí, forman la forma redonda necesaria para interconectar el chip con el sistema de transporte de las gotas. Aquí, la fabricación delas dos partes y su unión se describen a continuación. Todos los pasos del proceso se muestran en la Figura 4. <ol><li> Prepare 44 g de PDMS mezclando 40 g de prepolímero con 4 g de los PDMS agente de curado (esto se traducirá en hasta 6 patatas fritas). Desgasificar la PDMS en un desecador hasta que esté libre de burbujas (tardará unos 20 minutos). </li><li> Moldeo Réplica de las mitades estructurados. <ol><li> Coloque el molde de fundición en la parte superior de la oblea y que encaje en su lugar con las estructuras de guía alrededor del diseño (ver Figura 5). Saltear el chasquido en su lugar para el reducir a la mitad PDMS plana. </li><li> Verter aproximadamente 3 a 4 g de los PDMS desgasificado en forma de colada y colocarlo durante 6 minutos en una placa caliente a 150 ° C. Enfriar el PDMS curados en forma de colada y levante con cuidado el molde de fundición de obleas utilizando una espátula. </li><li> Con el fin de evitar cualquier contaminación de los canales de microfluidos cubrir el lado del chip que estaba previamente en contacto with la oblea con cinta adhesiva. Cortar cuidadosamente la cinta a lo largo del borde de la parte PDMS para eliminar el exceso PDMS. </li></ol></li><li> Para fabricar los PDMS mitades planas repiten el 2.2.1 etapas mencionadas anteriormente a 2.2.3 con la oblea silanizada en blanco. </li><li> Peel de la cinta y perforar orificios de conexión de fluido en las mitades estructuradas con un golpeador biopsia. Proteger las estructuras con cinta durante el almacenamiento. </li><li> Unir las partes de PDMS juntos mediante unión adhesiva utilizando los PDMS agente de 24 curado. <ol><li> Tomar una oblea de silicio no tratado y girar cubrir con PDMS agente de curado durante 30 segundos a 6000 rpm. Tome el hojaldre del recubridora de rotación. </li><li> Retire la cinta de las mitades estructurados y colocarlos con las estructuras orientadas hacia abajo sobre la oblea. Presione suavemente en la parte superior de los PDMS para eliminar las burbujas de aire. </li><li> Retire la cinta de los PDMS mitades en blanco. Tome un halve estructurado a partir de la oblea y manualmente alinearlo en la parte superior de la halve PDMS plana. Apriete suavemente elParte se reúnen para eliminar las burbujas de aire y dejar que la cura de chip montado durante 24 horas a RT. No empuje las dos partes con fuerza ya que esto puede causar que los canales se colapsen. </li></ol></li><li> Cortar la punta de la viruta a lo largo de la línea indicadora ortogonal al canal de la boquilla con un cuchillo para abrir la boquilla de salida. Utilice un dispositivo de alineación para asegurar un corte recto, que es necesaria para una inyección de líquido recta. Inspeccione el chip con un microscopio para detectar defectos en los canales de microfluidos y partículas de polvo. Ponga una cinta sobre los agujeros de entrada para proteger los chips durante el almacenamiento. </li><li> Conecte una botella Woulff con un tubo a una fuente de nitrógeno seco y para todas las entradas del chip LADE. Depósito 50 l de 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane en la parte inferior de la botella Woulff y cerrarla. </li><li> Silanizar los canales microfluídicos por todos los canales de lavado durante 20 minutos con la corriente de nitrógeno que lleva 1 H, 1 H </em&gt;, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane a un caudal de aproximadamente 1 ml / seg. Los chips están listos para experimentos y se pueden almacenar durante al menos varias semanas a temperatura ambiente. </li></ol> 3. Preparación de Sistema de Medición / Gotita Transporte NOTA: Construir todo el sistema de transporte de gotas en la parte superior de una mesa óptica, ya que es necesario construir una estructura de soporte estable para la configuración. Un esquema de todo el sistema de transporte de gotas se representa en la Figura 6. <ol><li> Instalar un poli ciclónico personalizado (metacrilato de metilo) adaptador (PMMA) con un 50 cm adjuntos tubo de acero inoxidable vertical. Conecte el adaptador a una fuente de helio con un controlador de flujo másico. Adjunte una (alta velocidad) de la cámara y una lámpara para el adaptador en los sitios opuestos para la visualización de las gotas. </li><li> Coloque un calentador de cartucho en el medio del tubo de acero y el uso de poli (cloruro de vinilo) (PVC) tubo y un tubo Legrisconector para conectar el extremo del tubo de acero con la entrada de la desolvator membrana. </li><li> Conectar la salida de la desolvator con otro tubo de PVC a un adaptador de flujo laminar, que está conectado directamente a la entrada ICPMS. Conecte el adaptador de flujo laminar a una fuente de argón con un controlador de flujo de masa y después utilizarlo para mezclar argón para lograr una condición de operación estable. </li><li> Alinear el adaptador así como el tubo vertical de acero con un nivel de burbuja. Si la alineación no es correcta, puede conducir a pérdidas significativas de gotitas. Inserte un enchufe en el adaptador para evitar que los gases de escape durante el tiempo de calentamiento del sistema. </li><li> Iniciar flujos y los dispositivos que utilizan la configuración de la Tabla 1 de gases de todo antes mencionados. Deje que el sistema se caliente durante 15 minutos. El calentador de cartucho necesita 2 horas para estabilizar la temperatura, enciéndalo de antemano. </li><li> Coloca las bombas de jeringa en un estante a la altura del adaptador de helio ciclónica. Mantenga la distancia entre elbombas de jeringa y el adaptador lo más corto posible. </li></ol> 4. Mediciones NOTA: El protocolo siguiente se escribe en términos generales debido a la variedad de soluciones y suspensiones que se puede utilizar. Sin embargo, las suspensiones celulares deben diluirse hasta una concentración de &lt;1 x 10 7 células / ml, cuando se realiza el análisis de células individuales, para asegurar que la mayoría de las gotas de llevar una sola célula. Para las mediciones con células de lugar las bombas de jeringa en un ángulo tal que la salida de las jeringas apuntar hacia abajo e instalar el tubo de tal manera que apuntan hacia abajo. <ol><li> Conecte la tubería a las jeringas. Cargar dos 5 ml jeringas con perfluorohexano y una jeringa de 1 ml con una solución de muestra o suspensión. Quite todas las burbujas atrapadas en las jeringas y tubos. </li><li> Instale las jeringas en una bomba de jeringa y conectarlos a las entradas del chip. Inicie las bombas de jeringa utilizando la configuración de inicio deTabla 1 (o velocidades de flujo más altas). Dar a los flujos de 3 a 5 minutos para estabilizar. <ol><li> Eliminar el exceso de líquido de la punta del chip con un pañuelo de papel. Los líquidos deben ahora expulsar del chip en un chorro recto. Si una recta de expulsión no puede lograrse frotando con un tejido de cambiar el chip y empezar de nuevo con este paso. </li></ol></li><li> Retire el tapón del adaptador e inserte con cuidado el chip en el adaptador. Lubrique el chip con el FC-40 si es necesario. Un chip se puede utilizar durante al menos 2 h de experimentos. </li><li> Cambie la velocidad de flujo para estar dentro de los parámetros de medición recomendados de la Tabla 1. Bajo caudal del PFH no sólo ahorra PFH sino que también reduce la señal de fondo, causada por las interferencias isobáricas. </li><li> Dar el sistema de 2-5 min para estabilizar (dependiendo de las velocidades de flujo escogidos). Optimizar los ICPMS para la intensidad de señal más alta de los analitos de interés. <ol><li> Sucesivamente ajustar los flujos de todo el gases sobre los controladores de flujo de masa (ver los rangos recomendados de la Tabla 1) hasta que la intensidad máxima de la señal de los analitos de interés se consigue. Tune la potencia de plasma y las tensiones de lente de enfoque (de acuerdo a los rangos recomendados por el fabricante) en las ICPMS de la misma manera. </li></ol></li><li> Ajuste los ICPMS a un tiempo de permanencia de 10 mseg (aplicada por las mismas ICPMS utilizados pero se puede ajustar con otros instrumentos para asegurar una adquisición resuelta en el tiempo). Comience a grabar la señal de un particular, m / z utilizando el protocolo del fabricante. </li><li> Después de la medición, la transferencia de los datos en bruto a programa de análisis de datos para la evaluación. Bin los datos, que figuran en cuentas por 10 ms, con un built-in-función, y la trama resultante valores de centros bin contra los cargos. Colocar cada pico en el histograma de distribución de frecuencia de trazado con una función de Gauss. La media y sigma del ajuste representan la intensidad de la señal media y su desviación estándar, respectivamente. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Concepto de calibración <ol><li> Mida una solución simple o estándar de múltiples elementos que contiene el elemento o elementos de interés en los mismos caudales como la muestra. </li><li> Coloque un chip LADE en una placa de Petri en un microscopio. Para una mejor calidad de imagen utilizar un chip no redonda. Fabrique este chip como se describe en el paso 2, pero utilizando un molde de fundición simple rectangular en lugar de la parte en forma de ronda. </li><li> Siga los pasos 4.1 a 4.2.1 para iniciar la generación de gotas. Establecer los caudales de los caudales utilizados en el paso 5.1. </li><li> Graba imágenes de las gotas acuosas con una cámara de alta velocidad conectado a un microscopio (objetivo 20X). Utilice un software de análisis de imagen como la morfometría de la gotita y software velocimetría por Basu 25 para obtener el diámetro medio de gota de las grabaciones. </li><li> Utilice diámetro medio de gota para calcular el volumen de la gotita, suponiendo que la gotita es un objeto esférico. <ol><li> De este volumen y el knpropia concentración de un analito en la gota de calcular el número de átomos correspondientes. Divida el número de iones medidos por gotita por el número de átomos de obtener la eficiencia de detección. Utilice esta eficiencia de detección para calcular el número de átomos en una muestra desconocida. Nota: Puesto que las variaciones entre chips individuales son pequeñas 22, no es necesario repetir la medición del tamaño de gota para cada chip o solución si las velocidades de flujo siguen siendo los mismos. Una lista de los tamaños de gota y frecuencias de acuerdo con los caudales específicos es publicado por Verboket et al. 22. </li></ol></li></ol>

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R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+injection+with+microfluidics+using+picoinjectors.">High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).</li><li>Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decompressing+emulsion+droplets+favors+coalescence.">Decompressing emulsion droplets favors coalescence.</a> Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).</li><li>Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pillar-induced+droplet+merging+in+microfluidic+circuits.">Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits.</a> Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).</li><li>Song, H., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond+kinetics+on+a+microfluidic+chip+using+nanoliters+of+reagents.">Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents.</a> J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).</li><li>Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactions+in+droplets+in+microflulidic+channels.">Reactions in droplets in microflulidic channels.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).</li><li>Lombardi, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidics+with+magnetic+beads:+a+new+tool+to+investigate+drug-protein+interactions.">Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions.</a> Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmentalization+of+chemically+separated+components+into+droplets.">Compartmentalization of chemically separated components into droplets.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capillary+electrophoresis+separation+in+the+presence+of+an+immiscible+boundary+for+droplet+analysis.">Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis.</a> Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).</li><li>Baret, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-activated+droplet+sorting+(FADS):+efficient+microfluidic+cell+sorting+based+on+enzymatic+activity.">Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity.</a> Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).</li><li>Agresti, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrahigh-throughput+screening+in+drop-based+microfluidics+for+directed+evolution.">Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Aunque la fabricación de los chips es muy fiable, hay algunos puntos críticos durante la fabricación que requieren una atención especial. En primer lugar, la limpieza durante el montaje es muy importante para evitar la contaminación del chip por el polvo. El polvo puede bloquear los canales y evitar una generación de gotas estable. En segundo lugar, es especialmente importante que la punta se corta ortogonal al canal de la boquilla. El ángulo del corte influye fuertemente en el ángulo de eyección. Si el líquid...

El análisis elemental de muestras líquidas por ICP-MS (ICP-MS) se lleva a cabo utilizando nebulizadores comúnmente en combinación con cámaras de nebulización como sistema de introducción 1. En este sistema de introducción de muestra de la muestra se pulveriza mediante un nebulizador para generar un aerosol polidispersa. Una cámara de pulverización de aguas abajo se utiliza para filtrar grandes gotitas. Este método se asocia con un alto consumo de muestra (&gt; 0,3 ml min -1) 2 y un transporte de la muestra incompleta. Por lo tanto, se convierte en impracticable para aplicaciones en las que los volúmenes de muestra sólo microlitros están disponibles, como en estudios biológicos, forenses, toxicológicos y clínicos 3. Para reducir el consumo de muestra, nebulizadores con dimensiones de boquillas más pequeñas se desarrollaron 3. Sin embargo, el tamaño de la boquilla reducido aumenta el riesgo de obstrucción cuando las muestras de fluidos biológicos no digeridos o soluciones salinas concentradas tienen que analizarse 3. et al. 4. Los autores inyectaron un líquido en ICPMS en forma de microgotas discretas monodispersas, que fueron producidos por una microbomba impulsado piezo-eléctricamente. A pesar de que este mismo sistema no se encontró una amplia aplicación, se inició el desarrollo del concepto de introducción de gotas discretas en ICPMS. Hoy en día, piezo-eléctricamente impulsado sistemas, que pueden generar gotitas de tamaño de 30, 50, 70 y 100 micras y en las frecuencias de 100-2.000 Hz dispensación, se puede comprar. Las gotas pueden ser transportadas en ICPMS con cerca de 100% de eficiencia 5. Estos dispensadores microgotas se han aplicado para medir cuantitativamente nanopartículas individuales 5,6, así como la caracterización de las células biológicas individuales 7. Un sistema similar basado en la tecnología de inyección térmica de tinta 8 se ensayó para el análisis de muestras biológicas 9. Aunque el AvaIsistemas de introducción de gotas individuales lable son muy eficientes, se puede utilizar para pequeños volúmenes de muestra y son prometedores para el análisis de las nanopartículas y células, tienen varias limitaciones. Para un tamaño de boquilla fija, el tamaño de gota se puede variar sólo ligeramente (a menos que los ajustes personalizados se utilizan 10). Los cambios de las propiedades físicas del líquido (pH, contenido de sal) pueden alterar las características de la gota (tamaño, velocidad de inyección). Además, estos dispositivos son bastante caros, con tendencia a la obstrucción y son difíciles de limpiar. Otro método para generar gotitas se conoce en el campo de la microfluídica gotita 11. En los últimos años microfluidos gota ha ganado el interés de (bio) reacciones químicas 12-15 y para estudios de células individuales 16,17. Además, esta técnica se aplicó para la introducción de muestras en la espectrometría de masas de ionización por electrospray 18,19 y para la preparación de muestras en la matriz asistida por láser de desorción / ionization espectrometría de masas 20,21. Recientemente, hemos introducido un sistema basado microfluidos para la introducción de la muestra en ICPMS 22. El componente clave de nuestro sistema de introducción es la expulsión de gotitas (LADE) de chips líquida asistida. Este chip consiste completamente de poli (dimetilsiloxano) (PDMS). En el primer cruce canal de flujo de enfoque se usa para generar gotas monodispersas de una solución acuosa de la muestra (Figura 1). Para ello, el (punto de ebullición de 58-60 ° C 23) altamente volátil y perfluorohexano fase de la portadora inmiscible (PFH) se utiliza (Figura 1). Estas propiedades PFH permiten una generación de gotas estable y rápida eliminación de la fase de la portadora. Los cambios en las propiedades de la influencia líquido de muestra este método de generación de menos, en comparación con otros generadores de gotas. El tamaño de las gotas es ajustable en un amplio intervalo cambiando los caudales de la fase acuosa y la PFH. En una secondar aguas abajoy unión, se añade más PFH para aumentar la velocidad de flujo para al menos 1 m s-1. A esta velocidad el líquido puede ser expulsado desde el chip en chorro estable y recta (Figura 1) sin destrucción de gota (Figura 1 recuadro). Este diseño de doble unión permite el control de la estabilidad del chorro independiente de generación de gotas. Las gotitas se transportan a los ICPMS con un sistema de transporte personalizado. Este sistema se compone de un tubo de caída y un desolvator membrana para eliminar el PFH. Los residuos secos de las gotitas acuosas se ionizan posteriormente en el plasma de la ICP-MS y un detector mide la masa de los iones. La parte frontal del chip es para asegurar una conexión hermética con el sistema de transporte de gotitas en forma de barril. La eyección de la muestra acuosa en forma de gotitas en PFH es beneficioso, ya que el contacto con la boquilla se evita. Esto reduce considerablemente el riesgo de obstrucción de la boquilla, que puede ser un problema cuando se trabaja con suspensiones de células o cosoluciones salinas ncentrated. Los chips de LADE, fabricados por PDMS litografía blanda, son baratos (coste del material de aproximadamente $ 2 por chip), disponible y fácil de modificar. En combinación con la fabricación que requiere sólo una pequeña cantidad de trabajo manual de cada experimento se puede realizar con un nuevo chip. Por lo tanto, no es necesaria una limpieza laboriosa y contaminación cruzada se reduce al mínimo. Aquí, la fabricación del chip LADE por litografía blanda y su aplicación para ICPMS se describen. Se presentan ejemplos de mediciones con una solución acuosa y una suspensión celular.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="919">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:320px;">Company</td>
			<td style="width:147px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:183px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Silicon wafer 100 mm</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Si-Mat (Kaufering, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">SU-8 2002</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n.a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">SU-8 2050</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n.a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Acetone</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">100014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">MR-developer 600</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Isopropanol</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">109634</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">1H,1H,2H,2H-perfluorodecyltrichlorosilane</td>
			<td align="left" style="width:320px;">ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">AB111155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS)</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Dow Corning (Michigan, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">39100000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Perfluorohexane 99%</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">281042</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">FC-40</td>
			<td align="left" style="width:320px;">ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">AB103511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Phosphate-buffered saline&#160;</td>
			<td align="left">Life Technologies (Paisley, U.K.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">10010-015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Red blood cells in phosphate-buffered saline</td>
			<td align="left">Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">R400-0100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Single-element standard solutions Na, Fe</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Multielement standard solution&#160;</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">IV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Nitric acid</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sub-boiled</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Ultrahigh-purity water</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;"></td>
			<td style="width:320px;"></td>
			<td style="width:147px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Name of Equipment</td>
			<td style="width:320px;"></td>
			<td style="width:147px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Hot plate HP 160 III BM</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sawatec (Sax, Switzerland)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for wafer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Spin modules SM 180 BM</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sawatec (Sax, Switzerland)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for wafer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">MA-6 mask aligner</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Su&#776;ss MicroTec (Garching, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">High resolution film photomask</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microlitho (Essex, U.K.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Step profiler Dektak XT advanced</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Bruker&#160; (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Hot plate MR 3002</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Heidolph (Schwabach, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for replica molding&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">1.5 mm biopsy puncher</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Miltex (Pennsylvania, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">33-31AA/33-31A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Spin coater&#160; WS-400 BZ-6NPP/LITE</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Laurell (Pennsylvania, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for adhesive bonding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Syringe pump neMESYS</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Cetoni (Korbussen, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">1 mL syringe&#160;</td>
			<td align="left">Codan (Lensahn, Germany)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">62.1002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">5 mL syringe&#160;</td>
			<td align="left">B. Braun (Melsungen, Germany)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">4606051V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">PTFE tubing&#160;</td>
			<td align="left">PKM SA (Lyss, Switzerland)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">PTFE-AWG-TFT20.N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Quadrupole-based ICPMS ELAN6000</td>
			<td align="left">PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.)&#160;</td>
			<td>n. a.&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Membrane desolvator CETAC6000AT+</td>
			<td align="left">CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">only the desolvator unit is used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">High speed camera Miro M110</td>
			<td align="left">Vision Research (New Jersey, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Data analysis program Origin pro</td>
			<td align="left" style="width:320px;">OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">version 8.6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Microscope</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Olympus (Tokyo, Japan)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">IX71</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic chip for icpms sample introduction

Este protocolo se discute la fabricación y el uso de un bajo costo chip de microfluidos desechable como sistema de introducción de muestras para espectrometría de masas con plasma acoplado inductivamente (ICP-MS). El chip produce gotas monodispersas muestra acuosa en perfluorohexano (PFH). El tamaño y la frecuencia de las gotitas acuosas se pueden variar en el intervalo de 40 a 60 micras y de 90 a 7000 Hz, respectivamente. Las gotitas son expulsadas desde el chip con un segundo flujo de PFH y permanecen intactos durante la eyección. Un sistema de eliminación de disolvente hecha a la medida elimina la PFH y transporta las gotas en los ICPMS. Aquí, las señales muy estables con una distribución de intensidad estrecha se pueden medir, mostrando la monodispersidad de las gotitas. Se demuestra que el sistema de introducción se puede utilizar para determinar cuantitativamente el hierro en los glóbulos rojos bovinos individuales. En el futuro, las capacidades del dispositivo de introducción fácilmente se pueden extender por la integración de módulos adicionales de microfluidos.

El sistema presentado se puede emplear para medir pequeños volúmenes de soluciones o suspensiones que contienen células o nanopartículas. Ejemplos de una medición de una solución estándar y caracterización de células individuales se muestran aquí. Más ejemplos se pueden encontrar en Verboket et al. 22. Normalmente la señal de una sola gota de una solución es un evento muy corto. Por lo general tiene una duración de unos 100 microsegundos 26. Con l...

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A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Presentamos un sistema de introducción de muestras de gotas discreto para la espectrometría de masas con plasma acoplado inductivamente (ICP-MS). Se basa en un chip microfluídico barato y desechable que genera gotitas altamente monodispersas en un intervalo de tamaños de 40-60 micras, con frecuencias de 90 a 7000 Hz.

Un chip de microfluidos para ICPMS Introducción Muestra

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

a-microfluidic-chip-for-icpms-sample-introduction

Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.0K vistas.  ETH Zurich.  Presentamos un sistema de introducción de muestras de gotas discreto para la espectrometría de masas con plasma acoplado inductivamente (ICP-MS). Se basa en un chip microfluídico barato y desechable que genera gotitas altamente monodispersas en un intervalo de tamaños de 40-60 micras, con frecuencias de 90 a 7000 Hz. 

Video: A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Fluorescence detection methods for microfluidic droplet platforms

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that accompany system miniaturisation. Advantages include the ability to efficiently process nano- to femoto- liter volumes of sample, facile integration of functional components, an intrinsic predisposition towards large-scale multiplexing, enhanced analytical throughput, improved control and reduced instrumental footprints.1
In recent years much interest has focussed on the development of droplet-based (or segmented flow) microfluidic systems and their potential as platforms in high-throughput experimentation.2-4 Here water-in-oil emulsions are made to spontaneously form in microfluidic channels as a result of capillary instabilities between the two immiscible phases. Importantly, microdroplets of precisely defined volumes and compositions can be generated at frequencies of several kHz. Furthermore, by encapsulating reagents of interest within isolated compartments separated by a continuous immiscible phase, both sample cross-talk and dispersion (diffusion- and Taylor-based) can be eliminated, which leads to minimal cross-contamination and the ability to time analytical processes with great accuracy. Additionally, since there is no contact between the contents of the droplets and the channel walls (which are wetted by the continuous phase) absorption and loss of reagents on the channel walls is prevented.
Once droplets of this kind have been generated and processed, it is necessary to extract the required analytical information. In this respect the detection method of choice should be rapid, provide high-sensitivity and low limits of detection, be applicable to a range of molecular species, be non-destructive and be able to be integrated with microfluidic devices in a facile manner. To address this need we have developed a suite of experimental tools and protocols that enable the extraction of large amounts of photophysical information from small-volume environments, and are applicable to the analysis of a wide range of physical, chemical and biological parameters. Herein two examples of these methods are presented and applied to the detection of single cells and the mapping of mixing processes inside picoliter-volume droplets. We report the entire experimental process including microfluidic chip fabrication, the optical setup and the process of droplet generation and detection.

Droplet-based microfluidic platforms are promising candidates for high throughput experimentation since they are able to generate picoliter, self-compartmentalized vessels inexpensively at kHz rates. Through integration with fast, sensitive and high resolution fluorescence spectroscopic methods, the large amounts of information generated within these systems can be efficiently extracted, harnessed and utilized.

Métodos de detección de fluorescencia para las plataformas de las gotas de microfluidos

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that ...

Investigación

Bioingeniería

Microfluidic Chip Fabrication and Method to Detect Influenza

Fast and effective diagnostics play an important role in controlling infectious disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we present an integrated microfluidic thermoplastic chip with the ability to amplify influenza A virus in patient nasopharyngeal (NP) swabs and aspirates. Upon loading the patient sample, the microfluidic device sequentially carries out on-chip cell lysis, RNA purification and concentration steps within the solid phase extraction (SPE), reverse transcription (RT) and polymerase chain reaction (PCR) in RT-PCR chambers, respectively. End-point detection is performed using an off-chip Bioanalyzer (Agilent Technologies, Santa Clara, CA). For peripherals, we used a single syringe pump to drive reagent and samples, while two thin film heaters were used as the heat sources for the RT and PCR chambers. The chip is designed to be single layer and suitable for high throughput manufacturing to reduce the fabrication time and cost. The microfluidic chip provides a platform to analyze a wide variety of virus and bacteria, limited only by changes in reagent design needed to detect new pathogens of interest.

An integrated microfluidic thermoplastic chip has been developed for use as a molecular diagnostic. The chip performs nucleic acid extraction, reverse transcriptase, and PCR. Methods for fabricating and running the chip are described.

Fabricación de chips de microfluidos y método para detectar la influenza

Fast  and effective diagnostics play an important role in controlling infectious  disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we ...

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this purpose, the cells are passively trapped in the middle of a microchamber. Upon activation of the control layer, the cell is isolated from the surrounding volume in a small chamber. The surrounding volume can then be exchanged without affecting the isolated cell. However, upon short opening and closing of the chamber, the solution in the chamber can be replaced within a few hundred milliseconds. Due to the reversibility of the chambers, the cells can be exposed to different solutions sequentially in a highly controllable fashion, e.g. for incubation, washing, and finally, cell lysis. The tightly sealed microchambers enable the retention of the lysate, minimize and control the dilution after cell lysis. Since lysis and analysis occur at the same location, high sensitivity is retained because no further dilution or loss of the analytes occurs during transport. The microchamber design therefore enables the reliable and reproducible analysis of very small copy numbers of intracellular molecules (attomoles, zeptomoles) released from individual cells. Furthermore, many microchambers can be arranged in an array format, allowing the analysis of many cells at once, given that suitable optical instruments are used for monitoring. We have already used the platform for proof-of-concept studies to analyze intracellular proteins, enzymes, cofactors and second messengers in either relative or absolute quantifiable manner.

In this article we present a microfluidic chip for single cell analysis. It allows the quantification of intracellular proteins, enzymes, cofactors, and second messengers by means of fluorescent assays or immunoassays.&#160;

Un chip de microfluidos para el análisis químico versátil de células individuales

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

The Multi-organ Chip - A Microfluidic Platform for Long-term Multi-tissue Coculture

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need for new solutions for substance testing. Many drugs that have been removed from the market due to drug-induced liver injury released their toxic potential only after several doses of chronic testing in humans. However, a controlled microenvironment is pivotal for long-term multiple dosing experiments,&#160;as even minor alterations in extracellular conditions may greatly influence the cell physiology. We focused within our research program on the generation of a microengineered bioreactor, which can be dynamically perfused by an on-chip pump and combines at least two culture spaces for multi-organ applications. This circulatory system mimics the in vivo conditions of primary cell cultures better and assures a steadier,&#160;more quantifiable extracellular relay of signals to the cells. 
For demonstration purposes, human liver equivalents, generated by aggregating differentiated HepaRG cells with human hepatic stellate cells in hanging drop plates, were cocultured with human skin punch biopsies for up to 28 days inside the microbioreactor. The use of cell culture inserts enables the skin to be cultured at an air-liquid interface, allowing topical substance exposure. The microbioreactor system is capable of supporting these cocultures at near physiologic fluid flow and volume-to-liquid ratios, ensuring stable and organotypic culture conditions. The possibility of long-term cultures enables the repeated exposure to substances. Furthermore, a vascularization of the microfluidic channel circuit using human dermal microvascular endothelial cells yields a physiologically more relevant vascular model.

Here, we present a protocol to coculture primary cells, tissue models and punch biopsies in a microfluidic multi-organ chip for up to 28 days. Human dermal microvascular endothelial cells, liver aggregates and skin biopsies were successfully combined in a common media circulation.

El chip de varios órganos - Una plataforma de microfluidos para el largo plazo co-cultivo de múltiples tejidos

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

Estudios electrotaxis de pulmón células de cáncer utilizando un Multicanal Dual-campo eléctrico chip de microfluidos

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Co-culture of Living Microbiome with Microengineered Human Intestinal Villi in a Gut-on-a-Chip Microfluidic Device

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human gut-on-a-chip microphysiological device. We recapitulate the intestinal lumen-capillary tissue interface in a microfluidic device, where physiological mechanical deformations and fluid shear flow are constantly applied to mimic peristalsis. In the lumen microchannel, human intestinal epithelial Caco-2 cells are cultured to form a &#39;germ-free&#39; villus epithelium and regenerate small intestinal villi. Pre-cultured microbial cells are inoculated into the lumen side to establish a host-microbe ecosystem. After microbial cells adhere to the apical surface of the villi, fluid flow and mechanical deformations are resumed to produce a steady-state microenvironment in which fresh culture medium is constantly supplied and unbound bacteria (as well as bacterial wastes) are continuously removed. After extended co-culture from days to weeks, multiple microcolonies are found to be randomly located between the villi, and both microbial and epithelial cells remain viable and functional for at least one week in culture. Our co-culture protocol can be adapted to provide a versatile platform for other host-microbiome ecosystems that can be found in various human organs, which may facilitate in vitro study of the role of human microbiome in orchestrating health and disease.

We describe an in vitro protocol to co-culture gut microbiome and intestinal villi for an extended period using a human gut-on-a-chip microphysiological system.

Co-cultivo de estar con microbioma intestinal humana microconstruidos Villi en una Gut-on-a-Chip dispositivo de microfluidos

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Múltiples pasos Fotolitografia variable Altura de múltiples capas con válvula dispositivos de microfluidos

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Dry Film Photoresist-based Electrochemical Microfluidic Biosensor Platform: Device Fabrication, On-chip Assay Preparation, and System Operation

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An easy-to-use and low-cost sensor platform is highly desired to measure various types of analytes (e.g., biomarkers, hormones, and drugs) quantitatively and specifically. For this reason, dry film photoresist technology - enabling cheap, facile, and high-throughput fabrication - was used to manufacture the microfluidic biosensor presented here. Depending on the bioassay used afterwards, the versatile platform is capable of detecting various types of biomolecules. For the fabrication of the device, platinum electrodes are structured on a flexible polyimide (PI) foil in the only clean-room process step. The PI foil serves as a substrate for the electrodes, which are insulated with an epoxy-based photoresist. The microfluidic channel is subsequently generated by the development and lamination of dry film photoresist (DFR) foils onto the PI wafer. By using a hydrophobic stopping barrier in the channel, the channel is separated into two specific areas: an immobilization section for the enzyme-linked assay and an electrochemical measurement cell for the amperometric signal readout.
The on-chip bioassay immobilization is performed by the adsorption of the biomolecules to the channel surface. The glucose oxidase enzyme is used as a transducer for electrochemical signal generation. In the presence of the substrate, glucose, hydrogen peroxide is produced, which is detected at the platinum working electrode. The stop-flow technique is applied to obtain signal amplification along with rapid detection. Different biomolecules can quantitatively be measured by means of the introduced microfluidic system, giving an indication of different types of diseases, or, in regard to therapeutic drug monitoring, facilitating a personalized therapy.

A microfluidic biosensor platform was designed and fabricated using low-cost dry film photoresist technology for the rapid and sensitive quantification of various analytes. This single-use system allows for the electrochemical readout of on-chip-immobilized enzyme-linked assays by means of the stop-flow technique.

Seca de la película basada en la fotoresistencia el Biosensor electroquímico de microfluidos plataforma: Fabricación de dispositivo, preparación del análisis de la en-viruta y el funcionamiento del sistema

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An ...

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means of identifying radiosensitive sites in living organisms. This paper describes a series of on-chip immobilization methods developed for the targeted microbeam irradiation of live individuals of Caenorhabditis elegans. Notably, the treatment of the polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic chips that we previously developed to immobilize C. elegans individuals without the need for anesthesia is explained in detail. This chip, referred to as a worm sheet, is resilient to allow the microfluidic channels to be expanded, and the elasticity allows animals to be enveloped gently. Also, owing to the self-adsorption capacity of the PDMS, animals can be sealed in the channels by covering the surface of the worm sheet with a thin cover film, in which animals are not pushed into the channels for enclosure. By turning the cover film over, we can easily collect the animals. Furthermore, the worm sheet shows water retention and allows C. elegans individuals to be subjected to microscopic observation for long periods under live conditions. In addition, the sheet is only 300 &#181;m thick, allowing heavy ions such as carbon ions to pass through the sheet enclosing the animals, thus allowing the ion particles to be detected and the applied radiation dose to be measured accurately. Because selection of the cover films used for enclosing the animals is very important for successful long-term immobilization, we conducted the selection of the suitable cover films and showed a recommended one among some films. As an application example of the chip, we introduced imaging observation of muscular activities of animals enclosing the microfluidic channel of the worm sheet, as well as the microbeam irradiation. These examples indicate that the worm sheets have greatly expanded the possibilities for biological experiments.

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

A series of immobilization methods has been established to allow the targeted irradiation of live Caenorhabditis elegans individuals using a recently developed ultra-thin polydimethylsiloxane microfluidic chip with water retention. This novel on-chip immobilization is also adequate for imaging observations. The detailed treatment and application examples of the chip are explained.

Inmovilización de personas en Caenorhabditis elegans con un Chip de microfluidos polidimetilsiloxano ultra-delgada de retención de agua

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means ...

Establishing Single-Cell Based Co-Cultures in a Deterministic Manner with a Microfluidic Chip

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases including cancer. However, it is challenging to clarify the complex mechanism of intercellular interactions in highly heterogeneous cell populations using conventional co-culture systems because the heterogeneity of the cell subpopulation is obscured by the average values; the conventional co-culture systems can only be used to describe the population signal, but are incapable of tracking individual cells behavior. Furthermore, conventional single-cell experimental methods have low efficiency in cell manipulation because of the Poisson distribution. Microfabricated devices are an emerging technology for single-cell studies because they can accurately manipulate single cells at high-throughput and can reduce sample and reagent consumption. Here, we describe the concept and application of a microfluidic chip for multiple single-cell co-cultures. The chip can efficiently capture multiple types of single cells in a culture chamber (~46%) and has a sufficient culture space useful to study the cells&#39; behavior (e.g., migration, proliferation, etc.) under cell-cell interaction at the single-cell level. Lymphatic endothelial cells and oral squamous cell carcinoma were used to perform a single-cell co-culture experiment on the microfluidic platform for live multiple single-cell interaction studies.

This report describes a microfluidic chip-based method to set up a single cell culture experiment in which high-efficiency pairing and microscopic analysis of multiple single cells can be achieved.

Establecimiento de coculturas basadas en células únicas de manera determinista con un chip microfluídico

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases ...