Ringraziamo il gruppo Kenis presso la University of Illinois a Urbana-Champaign per le discussioni utili e generosamente purché il loro utilizzo di strutture camera bianca. Questo lavoro è stato finanziato da un percorso di NIH Premio Indipendenza PI, sotto Grant No. 4R00HG004183-03 (Charles M. Schroeder e Melikhan Tanyeri). Questo lavoro è stato sostenuto dal National Science Foundation attraverso una borsa di studio Graduate Research a Eric M. Johnson-Chavarria.

La trappola idrodinamica è costituito da un doppio strato ibrido (polidimetilsilossano (PDMS) / vetro) dispositivo a microfluidi per il confinamento delle particelle. Passi 1-2 descrivere fabbricazione di dispositivi microfluidica, e Piazza di 3-4 progettazione di dispositivi discutere e il funzionamento. 1. SU-8 di fabbricazione di stampi (non mostrato in video) <ol><li> Pulire due wafer di silicio (3 &quot;di diametro) con acetone e alcool isopropilico (IPA). </li><li> Wafer a secco con N 2 e metterli su una piastra a 65 ° C per 1 min per rimuovere l&#39;umidità residua. </li><li> Spin wafer cappotto # 1 con SU-8 2050 photoresist (PR) per 30 sec a 4000 giri per creare un ~ 40 micron di spessore stampo per lo strato di fluido. Spin wafer cappotto # 2 con PR per 30 sec a 1500 giri al minuto per creare uno stampo ~ 150 micron di spessore per il livello di controllo. </li><li> Morbido wafer cuocere # 1 a 65 ° C per 3 minuti e poi a 95 ° C per 6 min. Morbido wafer cuocere # 2 a 65 ° C per 5 minuti e poi a 95 ° C per 20 min. </li><li> Esporre ai raggi UV wafer con le loro maschere rispettivi (wafer # 1: porti e canali fluidici, wafer # 2: porta e livello di controllo) e l&#39;intensità di esposizione appropriato (~ 150 mJ / cm 2, ~ 260 mJ / cm 2 rispettivamente). </li><li> Messaggio wafer cuocere # 1 a 65 ° C per 1 minuto e poi a 95 ° C per 6 min. Messaggio # 2 wafer cuocere a 65 ° C per 5 minuti e poi a 95 ° C per 10 min. </li><li> Sviluppare wafer con acetato di glicole propilenico metil etere (PGMEA) fino a quando non polimerizzato PR è stato rimosso. Sciacquare wafer con IPA e asciugare con N 2. </li></ol> 2. Dispositivo di fabbricazione Microfluidic <ol><li> Silanize la superficie del SU-8 stampi mettendo il wafer in un essiccatore sotto vuoto per circa 10 minuti con un piatto di vetro contenente alcune gocce di triclorosilano. Silanizzazione superficie aiuta a pelare le (PDMS) repliche fuori dal SU-8 stampi. </li><li> Mescolare e degas PDMS in base: reticolante rapporto di 15:1 e 5:1 per la fluidica e livelli di controllo, rispettivamente. </li><li> Spin mano l&#39;impasto 15:01 PDMS sullo stampo strato fluidica (wafer # 1) per 30 secondi a 750 giri al minuto e posizionare il wafer in una capsula di Petri. Mettere lo stampo livello di controllo in una piastra di Petri e versare 05:01 miscela PDMS sullo stampo di uno spessore di circa 4 mm. </li><li> Wafer cuocere / PDMS per 30 minuti a 70 ° C per curare parzialmente gli strati PDMS. </li><li> Dopo il raffreddamento dei wafer / PDMS a temperatura ambiente, tagliare la replica PDMS, che andranno a formare il livello di controllo (wafer # 2), dalla piastra di Petri con un bisturi e staccatelo il SU-8 stampo. Fori di una porta di accesso al microcanali che fungerà on-chip valvola a membrana con un ago calibro 21. </li><li> Luogo la replica PDMS con il livello di controllo sul wafer # 1 (che ha lo spin-rivestito PDMS strato fluido). Allineare con cura e sigillare il livello di controllo per lo strato fluidico utilizzando un microscopio stereo. Assicurarsi di rimuovere tutte le bolle d&#39;aria tra gli strati e cuocere in forno a 70 ° C durante la notte per curare completamente entrambi gli strati. Questa fase di cottura si tradurrà in una lastra monolitica PDMS con due strati. </li><li> Dopo il raffreddamento a temperatura ambiente, tagliare e sbucciare la replica PDMS che contiene sia il controllo e gli strati fluidico fuori dal SU-8 stampo utilizzando un bisturi. Rimuovere l&#39;eccesso PDMS e separare ogni unità dispositivo con una lama di rasoio. Foro di porte di accesso pugno al microcanali nello strato fluidico con un ago calibro 21. </li><li> Legame la lastra PDMS di un coprioggetto per ottenere un dispositivo completo. In primo luogo, pulire un coprioggetto (No: 1,5, 24 x 45 mm) con acetone e IPA. Quindi, trattare sia il coprioggetto e le superfici replica PDMS con plasma di ossigeno meno di 500 mTorr per 30 secondi, e subito porta le due superfici a contatto per formare un sigillo irreversibile. </li><li> Cuocere i dispositivi durante la notte per aumentare legame tra gli strati PDMS e il coprioggetto. </li></ol> Descrivere i passaggi 3-4 attuazione del trappola idrodinamica utilizzando il dispositivo a microfluidi descritto sopra. 3. Trappola installazione idrodinamica sperimentale <ol><li> Posizionare il dispositivo a microfluidi sul palco di un microscopio invertito e fissarlo con clip palco. </li><li> Riempire due siringhe a tenuta di gas separatamente con soluzioni tampone e il campione e metterli su una pompa siringa Harvard Apparatus (PHD 2000 programmabili). Il buffer e le soluzioni campione sono consegnati al dispositivo a microfluidi attraverso un 1 ml e una siringa da 250 microlitri, rispettivamente. Tipicamente, un 50 mm Tris / soluzione tampone Tris HCl (pH 8,0) contenente 0,02% v / v Triton X-100 è utilizzato come soluzione tampone. La soluzione del campione è costituito da una sospensione di particelle (ad esempio perle di polistirene fluorescente) nella soluzione tampone. </li><li> Stabilire le connessioni tra le siringhe fluidico (consegna del campione e il buffer) e il dispositivo a microfluidi. Collegare le siringhe a 1 / 16 &quot;di diametro esterno (OD) x 0,020&quot; diametro interno (ID) perfluoroalkoxy (PFA) tubi con luer-lock adattatori. Collegare l&#39;altra estremità del tubo PFA alle porte di ingresso del dispositivo a microfluidi con 24 meta manometrol tubi. Un T-valvola può essere posto tra il campione e la siringa porta campione del dispositivo a microfluidi per controllare la consegna del campione. </li><li> Stabilire le connessioni fluidico per i canali di sbocco nel dispositivo microfluidica. Collegare i due canali di uscita a tubi PFA (1 / 16 &quot;OD x 0,020&quot; ID) utilizzando 24 tubi metallici calibro. Il tubo in PFA per le prese devono essere di uguale lunghezza. Immergere due tubi di scarico in una provetta da centrifuga 1,5 ml riempito con una soluzione tampone, che serve a mantenere un costante calo di pressione tra le siringhe ei canali di uscita. </li><li> Compilare on-chip valvola con olio vettore fluorurati con un 3 ml luer-lock siringa di plastica per evitare che l&#39;aria fuoriuscita nello strato fluido durante il funzionamento. L&#39;aria nella camera della valvola viene spinta attraverso la membrana PDMS in microcanali nello strato fluido e poi rimosso dal dispositivo con il flusso del fluido attraverso le porte di uscita. </li><li> Collegare una pressione di gas inerte (azoto) l&#39;alimentazione della porta nel livello di controllo per il chip funzionamento della valvola. A questo scopo, usiamo un serbatoio di azoto (2200 psi) e un regolatore di pressione elettronico per la fornitura di 0-30 bar alla valvola on-chip nel dispositivo microfluidica. Il serbatoio di azoto è collegato al regolatore di pressione con tubi da ¼ &quot;OD x 0,170&quot; ID. Il regolatore di pressione è collegato al dispositivo a microfluidi con 1 / 16 &quot;OD x 0.020&quot; tubi ID PFA con 24 tubi in metallo misuratore suo capolinea. </li><li> Sciacquare i collegamenti fluidi e il dispositivo a microfluidi con 0,5 ml di soluzione tampone per garantire che tutte le bolle d&#39;aria vengono rimossi dal sistema compresi i canali di uscita. Portate tipiche utilizzate per la compensazione gamma bolle tra 2000-5000 microlitri / ora. Dopo le bolle d&#39;aria vengono risciacquati fuori dei canali microfluidica, ridurre la portata a 50-100 microlitri / h, che è una tipica portata volumetrica per intrappolare particelle. </li><li> A questo punto, le connessioni sono stabilite fluidica, il campione e le soluzioni tampone sono consegnati al dispositivo a microfluidi con un flusso fisso (50-100 microlitri / ora), e il dispositivo è pronto per la cattura idrodinamica. </li></ol> 4. Trapping procedura idrodinamico <ol><li> Eseguire il custom-built codice LabVIEW, che automatizza la cattura delle particelle (si veda la nota di utilizzo per LabVIEW codice qui sotto). </li><li> Utilizzando il microscopio xy traduzione fase, la posizione della regione cattura (cross-slot) al centro della vista della telecamera. Portare la regione cattura a fuoco della lente obiettiva e regolare le impostazioni della fotocamera per ottimizzare le condizioni di imaging. </li><li> Scegli una regione rettangolare di interesse (ROI) nel campo visivo della telecamera di vista in modo tale che il centro del ROI sarà la posizione del centro trappola. </li><li> Inizializzare la pressione di offset applicate alla valvola on-chip. In uno dei canali di uscita, una costrizione 100-200 micron gamma è introdotto per fornire una pressione di offset per l&#39;on-chip valvola. La costante off-set pressione consente on-chip valvola per regolare la posizione di punto di ristagno in prossimità del centro del canale cross-slot. Per la maggior parte degli esperimenti, la pressione di offset è impostato tra 0-12 psi a seconda delle dimensioni del canale (altezza e larghezza), la larghezza costrizione, e le specifiche della valvola on-chip (diametro della valvola, spessore della membrana, ecc.) </li><li> Avviare il controller di feedback e regolare il guadagno proporzionale per ottimizzare la risposta trappola. Il controller feedback regolare la pressione applicata al on-chip della valvola per spostare la posizione del punto di ristagno, che minimizza l&#39;errore o la distanza tra la posizione delle particelle e il set point (centro trappola). A seconda della portata e l&#39;on-chip posizione della valvola, c&#39;è un valore ottimale guadagno proporzionale, il che aumenta la stabilità trappola ed elimina le oscillazioni delle particelle indesiderate. </li><li> Trappola per una particella. Il codice LabVIEW automaticamente trappola una delle particelle che entrano nella regione di cattura. Una volta che una particella desiderato è intrappolato, è possibile spegnere il flusso del campione e isolare la particella intrappolata in una soluzione tampone, se lo si desidera. </li><li> Monitorare le particelle intrappolate e mantenere la concentrazione delle particelle all&#39;interno del piano immagine con messa a fuoco manuale o un automatico di impostazione microscopio fuoco. Potrebbe essere necessario modificare leggermente il guadagno proporzionale del regolatore di feedback al fine di garantire la stabilità trappola nel corso di una lunga scala temporale dell&#39;evento trapping (minuti a ore). </li></ol> Codice LabVIEW: Nota di utilizzo per controller commenti Cattura delle particelle automatizzati è realizzato utilizzando un algoritmo di controllo lineare di feedback implementato mediante un codice personalizzato LabVIEW. Il codice LabVIEW acquisisce immagini da una fotocamera CCD e trasmette un potenziale elettrico (tensione) di un regolatore di pressione, che modula attivamente la posizione (stato parzialmente aperto / chiuso) di un on-chip valvola pneumatica dinamica. Come cambia la posizione della valvola, il flusso idrodinamico in una linea di uscita is regolata, in modo da ri-posizionamento del punto di stagnazione e consentendo cattura idrodinamica. I passi nel circuito di retroazione sono in sequenza e iterativamente eseguito alla velocità di acquisizione dell&#39;immagine (10-60 Hz). Il codice LabVIEW esegue le seguenti operazioni durante ogni ciclo di feedback: <ul><li> . Acquisizione di immagini Un&#39;immagine viene acquisito per una particella &quot;target&quot; nella regione cattura del dispositivo a microfluidi mediante microscopia a fluorescenza con una lente obiettivo 10x (NA: 0,4) e una camera CCD. </li><li> Tracciamento di particelle. Particelle posizione centroide è determinata, e l&#39;algoritmo di tracciamento di particelle viene avviata. Le particelle sono localizzate inserendo il profilo intensità di emissione delle particelle a una funzione di diffusione del punto (PSF), da cui si determina la posizione di baricentro. </li><li> Campo di controllo del flusso. La pressione aggiornato destinati al on-chip valvola dinamico viene calcolato utilizzando un algoritmo di controllo di feedback, con un controllore proporzionale. In questo modo, l&#39;azione della valvola è di riposizionare il punto di stagnazione, che esercita una forza idrodinamica sulla particella in modo da guidare la particella verso il centro trappola. </li></ul> Il codice LabVIEW registra i seguenti dati per ogni immagine catturata durante la cattura delle particelle: 1) il tempo trascorso, 2) baricentro (x, y) la posizione della particella intrappolata, 3) la posizione del centro della trappola, 4) distanza della particella dal pressione trappola centro, 5) applicato alla valvola on-chip. Inoltre, il codice registra anche un film della particella intrappolata in formato AVI. 5. Rappresentante Risultati Siamo intrappolati perle di polistirene fluorescenti di varie dimensioni (100, 540, 830 nm e 2,2 micron di diametro) con una trappola idrodinamica. Figura 1 (a) mostra l&#39;immagine di una particella intrappolata al cross-slot di giunzione in un dispositivo a microfluidi. La traiettoria di una particella intrappolata possono essere determinati direttamente dai dati di posizione centroide registrati dal codice LabVIEW durante un evento di cattura o di tracciamento e la localizzazione delle particelle intrappolate dal filmato registrato. Figura 1 (b) mostra la traiettoria di una particella intrappolata (2,2 micron fluorescenti di polistirene tallone) lungo la direzione del canale di uscita. Il tallone è inizialmente intrappolato (quadrati) per 3 minuti e poi viene liberato dalla trappola e scappa lungo uno dei canali di uscita (cerchi). Traiettorie delle particelle lungo l&#39;asse del flusso di compressione (in direzione del canale di ingresso, dati non riportati) sono simili a traiettorie delle particelle lungo l&#39;asse del flusso estensionale (direzione di deflusso) come mostrato nella Figura 1 (b). Un istogramma di spostamento delle particelle dal centro della trappola per un intrappolato tallone (2,2 micron di diametro) lungo le direzioni il canale di uscita è mostrata in Figura 1 (c). Utilizzando l&#39;algoritmo di controllo del feedback descritti in questo lavoro, le particelle intrappolate sono confinati all&#39;interno di ± 1 micron del centro trappola lungo la direzione del canale di ingresso e di uscita. Uno schema del dispositivo a microfluidi utilizzato per intrappolare idrodinamico è mostrato nella Figura 2. Il dispositivo integrato microfluidica costituito da uno strato fluido e un livello di controllo ed è fabbricato utilizzando le normali litografia multistrato morbido come descritto in questo articolo. Lo strato fluidico contiene i canali di buffer e del campione, così come la croce slot geometrie canale per facilitare la cattura idrodinamica. Il livello di controllo è costituito da una valvola pneumatica posizionato sopra uno dei canali di sbocco nello strato fluidico, e il controllo e strati fluidici sono separate da una sottile membrana elastomerica. Durante il funzionamento del dispositivo, la valvola a livello di controllo è pressurizzato con azoto, che costringe la sottile membrana nello strato fluido, in modo da indurre una costrizione nel canale di uscita. La valvola pneumatica dinamica restringe il canale di uscita per importi variabili modificando la pressione esercitata sul livello di controllo, che regola le portate relativa nei canali di uscita e consente a scala fine il controllo del punto di stagnazione. <img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1: Trapping particelle. (A) immagine di un unico cordone confinati nella trappola idrodinamica. In aggiunta al tallone al centro trappola, diverse perline non catturabile sono mostrati nella regione di cattura. (B) Traiettoria di una particella intrappolata lungo i canali di sbocco (quadrati). Quando la particella viene rilasciato dalla trappola (freccia), sfugge a lungo uno dei canali di uscita (cerchi). (C) Istogramma degli spostamenti di una trappola tallone (2,2 micron di diametro) dal centro della trappola lungo i canali di uscita. <img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2:. Schematica del dispositivo a microfluidi per la cattura di idrodinamica La trappola idrodinamica è costruito utilizzando una a due strati dispositivo a microfluidi. Lo strato fluidico è costituito da un ingresso del campione, fil nostro insenature tampone, e due uscite dei rifiuti. Il livello di controllo è costituito da una valvola a membrana pneumatica situato sulla cima di uno dei canali di uscita nello strato fluido. Una costrizione nel canale di uscita opposte fornisce una pressione di offset per la valvola pneumatica. Dimensioni tipiche canale compreso tra 100-500 micron. Nella regione (A), ingresso del campionatore flusso focalizzato da due insenature buffer. Nella regione (B), i flussi di ingresso opposte convergono alla croce slot incrocio dove si cattura. La valvola pneumatica (C) è posizionato in cima ad uno dei canali di uscita. La posizione del punto di ristagno è modulata regolando la pressione di questa valvola.

<ol>
	<li>Tanyeri, M., Johnson-Chavarria, E. M., Schroeder, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrodynamic+Trap+for+Single+Particles+and+Cells.">Hydrodynamic Trap for Single Particles and Cells.</a> Applied Physics Letters. 96, 224101-224101 (2010).</li><li>Ashkin, A., Dziedzic, J. M., Bjorkholm, J. E., Chu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observation+of+a+Single-Beam+Gradient+Force+Optical+Trap+for+Dielectric+Particles.">Observation of a Single-Beam Gradient Force Optical Trap for Dielectric Particles.</a> Optics Letters. 11, 288-290 (1986).</li><li>Neuman, K. C., Block, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+trapping.">Optical trapping.</a> Review of Scientific Instruments. 75, 2787-2809 (2004).</li><li>Gosse, C., Croquette, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetic+tweezers:+Micromanipulation+and+force+measurement+at+the+molecular+level.">Magnetic tweezers: Micromanipulation and force measurement at the molecular level.</a> Biophysical Journal. 82, 3314-3329 (2002).</li><li>Chiou, P. Y., Ohta, A. T., Wu, M. C., C, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+manipulation+of+single+cells+and+microparticles+using+optical+images.">Massively parallel manipulation of single cells and microparticles using optical images.</a> Nature. 436, 370-372 (2005).</li><li>Cohen, A. E., Moerner, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+for+trapping+and+manipulating+nanoscale+objects+in+solution.">Method for trapping and manipulating nanoscale objects in solution.</a> Applied Physics Letters. 86, 093109-09 (2005).</li><li>Evander, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+acoustic+cell+trapping+in+a+microfluidic+perfusion+system+for+online+bioassays&amp;quot;,+Analytical+Chemistry+79.">Noninvasive acoustic cell trapping in a microfluidic perfusion system for online bioassays&amp;quot;, Analytical Chemistry 79.</a> , 2984-2991 (2007).</li><li>Unger, M. A., Chou, H. P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monolithic+microfabricated+valves+and+pumps+by+multilayer+soft+lithography.">Monolithic microfabricated valves and pumps by multilayer soft lithography.</a> Science. 288, 113-116 (2000).</li><li>Kim, M. C., Wang, Z. H., Lam, R. H. W., Thorsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Building+a+better+cell+trap:+Applying+Lagrangian+modeling+to+the+design+of+microfluidic+devices+for+cell+biology.">Building a better cell trap: Applying Lagrangian modeling to the design of microfluidic devices for cell biology.</a> Journal of Applied Physics. 103, (2008).</li><li>Lutz, B. R., Chen, J., Schwartz, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrodynamic+tweezers:+1.+Noncontact+trapping+of+single+cells+using+steady+streaming+microeddies.">Hydrodynamic tweezers: 1. Noncontact trapping of single cells using steady streaming microeddies.</a> Analytical Chemistry. 78, 5429-5435 (2006).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Gli attuali metodi di microfluidica per la manipolazione di particelle sulla base del flusso idrodinamico può essere caratterizzato come i metodi di contatto-based o senza contatto. Contatta metodi basati utilizzare il flusso del fluido per confinare fisicamente e immobilizzare particelle contro le pareti del canale microfabbricazione 9, mentre i non-contatto metodi si basano sulla circolazione del flusso o microeddies 10. In questo lavoro, presentiamo un metodo per la soluzione di free-cattura di...

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		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
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		<tbody>
		
<tr>
<td>21 gauge blunt needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Zephyrtronics</td>
<td> ZT-5-021-1-L</td>
<td>For punching port holes in PDMS</td>
</tr>
<tr>
<td>3 ml plastic syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD</td>
<td>309585</td>
<td>For filling valve with oil</td>
</tr>
<tr>
<td>Si wafers</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>University Wafer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> 3&#x201D; P(100) single side polished 380 &mu;m test grade</td>
</tr>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR</td>
<td>48404-428</td>
<td>24 x 40 mm #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>DAQ card</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>PCI 6229</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fluorescent beads</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Spherotech</td>
<td>FP-2056-2</td>
<td>2.2 &mu;m Nile red</td>
</tr>
<tr>
<td>Fluorinert </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>3M</td>
<td>FC 40</td>
<td>Fluorinated carrier oil</td>
</tr>
<tr>
<td>Inverted Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus</td>
<td>IX-71</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>LabVIEW</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>Version 9.0f3 (32bit)</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Stereo Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Leica</td>
<td>MZ6</td>
<td>For aligning PDMS control layer to fluidic layer.</td>
</tr>
<tr>
<td>Mechanical Convection Oven</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> VWR</td>
<td>1300U</td>
<td>For baking devices to create monolithic PDMS slabs with two layers.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microfluidic tubing and connectors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Upchurch Scientific</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>1/16 x .020 PFA tubing and super flangeless fittings</td>
</tr>
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE Silicones</td>
<td>RTV 615 A&amp;B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Plasma Chamber</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harrick</td>
<td>PDC-001</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pressure Transducer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Proportion Air</td>
<td>DQPV1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Spin Coater</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Specialty Coating Systems</td>
<td>G3P-8 Spin Coat</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Photoresist</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>MicroChem</td>
<td>SU 8 2050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>PHD 2000 Programmable</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Terminal Block</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>BNC 2110</td>
<td>For analog output to pressure regulator and read out.</td>
</tr>
<tr>
<td>UV Collimated Light Source and Exposure System</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>OAI</td>
<td>Model 30 Enhanced Light Source</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

a microfluidic-based hydrodynamic trap for single particles

La capacità di limitare e manipolare singole particelle in soluzione gratuita è una tecnologia abilitante fondamentale per la scienza di base e applicata. Metodi per la cattura di particelle basati su tecniche ottiche, magnetiche, elettrocinetico e acustico hanno portato a grandi progressi nel campo della fisica e della biologia molecolare che vanno dalla a livello cellulare. In questo articolo introduciamo un nuovo microfluidica a base tecnica per la cattura e la manipolazione di particelle basato esclusivamente sul flusso del fluido idrodinamica. Utilizzando questo metodo, dimostriamo cattura di particelle micro-e nano-scala in soluzioni acquose per tempi lunghi. La trappola idrodinamica è costituita da un dispositivo integrato microfluidica con un cross-slot geometria del canale in cui due flussi laminari opposti convergono, generando così un flusso planare estensionale con un punto di ristagno del fluido (zero-velocità di punto). In questo dispositivo, le particelle sono confinate al centro trappola per il controllo attivo del campo di moto per mantenere la posizione delle particelle al punto di ristagno di liquidi. In questo modo, le particelle sono effettivamente intrappolate in soluzione libera utilizzando un algoritmo di controllo di feedback implementato con un custom-built codice LabVIEW. L&#39;algoritmo di controllo è costituito da acquisizione di immagini per una particella nel dispositivo a microfluidi, seguita da monitoraggio delle particelle, la determinazione della posizione delle particelle baricentro, e la regolazione attiva del flusso del fluido, regolando la pressione applicata ad un on-chip valvola pneumatica con un regolatore di pressione. In questo modo, l&#39;on-chip le funzioni dinamiche valvola dosatrice per regolare le portate relativa nei canali di uscita, consentendo così a scala fine il controllo della posizione del punto di stagnazione e di cattura delle particelle. La microfluidica a base di trappola idrodinamica mostra diversi vantaggi come metodo per la cattura delle particelle. Cattura idrodinamica è possibile per ogni particella arbitrario senza requisiti specifici sulle proprietà fisiche o chimiche dell&#39;oggetto intrappolati. Inoltre, intrappolando idrodinamico permette il confinamento di un oggetto &quot;unico&quot; obiettivo di particelle in sospensione concentrata o affollati, che è difficile usare la forza alternativa di campo basati su metodi di cattura. La trappola idrodinamica è user-friendly, semplice da implementare e può essere aggiunto agli attuali dispositivi microfluidici di agevolare l&#39;analisi cattura e di lunga data di particelle. Nel complesso, la trappola idrodinamica è una nuova piattaforma per confinamento, micromanipolazione, e l&#39;osservazione di particelle senza immobilizzazione superficiale ed elimina la necessità per i campi ottici, magnetici ed elettrici potenzialmente perturbativi nella libera soluzione cattura di particelle di piccole dimensioni.

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A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

In questo articolo presentiamo una microfluidica metodo basato per il confinamento delle particelle sulla base del flusso idrodinamico. Dimostriamo cattura stabile di particelle in un punto di ristagno del fluido utilizzando un meccanismo di controllo del feedback, consentendo in tal modo confinamento e micromanipolazione di particelle arbitrari in un microdispositivo integrato.

Un Microfluidic basato Trappola idrodinamico per particelle singole

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

a-microfluidic-based-hydrodynamic-trap-for-single-particles

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Center of Gravity and Centroid

SCIENTISTS IN ACTION

16.6K Views.  University of Illinois at Urbana-Champaign. In questo articolo presentiamo una microfluidica metodo basato per il confinamento delle particelle sulla base del flusso idrodinamico. Dimostriamo cattura stabile di particelle in un punto di ristagno del fluido utilizzando un meccanismo di controllo del feedback, consentendo in tal modo confinamento e micromanipolazione di particelle arbitrari in un microdispositivo integrato.

Video: A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and pathways as well as its ease of cultivation. Several C. elegans disease models have been reported, including neurodegenerative disorders such as Parkinson's disease (PD), which involves the degeneration of dopaminergic (DA) neurons 1. Both transgenes and neurotoxic chemicals have been used to induce DA neurodegeneration and consequent movement defects in worms, allowing for investigations into the basis of neurodegeneration and screens for neuroprotective genes and compounds 2,3.
Screens in lower eukaryotes like C. elegans provide an efficient and economical means to identify compounds and genes affecting neuronal signaling. Conventional screens are typically performed manually and scored by visual inspection; consequently, they are time-consuming and prone to human errors. Additionally, most focus on cellular level analysis while ignoring locomotion, which is an especially important parameter for movement disorders.
We have developed a novel microfluidic screening system (Figure 1) that controls and quantifies C. elegans' locomotion using electric field stimuli inside microchannels. We have shown that a Direct Current (DC) field can robustly induce on-demand locomotion towards the cathode ("electrotaxis") 4. Reversing the field's polarity causes the worm to quickly reverse its direction as well. We have also shown that defects in dopaminergic and other sensory neurons alter the swimming response 5. Therefore, abnormalities in neuronal signaling can be determined using locomotion as a read-out. The movement response can be accurately quantified using a range of parameters such as swimming speed, body bending frequency and reversal time.
Our work has revealed that the electrotactic response varies with age. Specifically, young adults respond to a lower range of electric fields and move faster compared to larvae 4. These findings led us to design a new microfluidic device to passively sort worms by age and phenotype 6.
We have also tested the response of worms to pulsed DC and Alternating Current (AC) electric fields. Pulsed DC fields of various duty cycles effectively generated electrotaxis in both C. elegans and its cousin C. briggsae 7. In another experiment, symmetrical AC fields with frequencies ranging from 1 Hz to 3 KHz immobilized worms inside the channel 8.
Implementation of the electric field in a microfluidic environment enables rapid and automated execution of the electrotaxis assay. This approach promises to facilitate high-throughput genetic and chemical screens for factors affecting neuronal function and viability.

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

A semi-automated micro-electro-fluidic method to induce on-demand locomotion in Caenorhabditis elegans is described. This method is based on the neurophysiologic phenomenon of worms responding to mild electric fields (&#x201C;electrotaxis&#x201D;) inside microfluidic channels. Microfluidic electrotaxis serves as a rapid, sensitive, low-cost, and scalable technique to screen for factors affecting neuronal health.

Electrotaxis microfluidica-based per On-demand analisi quantitativa della<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; &#39;Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

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Bioingegneria

Protocol for Relative Hydrodynamic Assessment of Tri-leaflet Polymer Valves

Limitations of currently available prosthetic valves, xenografts, and homografts have prompted a recent resurgence of developments in the area of tri-leaflet polymer valve prostheses. However, identification of a protocol for initial assessment of polymer valve hydrodynamic functionality is paramount during the early stages of the design process. Traditional in vitro pulse duplicator systems are not configured to accommodate flexible tri-leaflet materials; in addition, assessment of polymer valve functionality needs to be made in a relative context to native and prosthetic heart valves under identical test conditions so that variability in measurements from different instruments can be avoided. Accordingly, we conducted hydrodynamic assessment of i) native (n = 4, mean diameter, D = 20 mm), ii) bi-leaflet mechanical (n= 2, D = 23 mm) and iii) polymer valves (n = 5, D = 22 mm) via the use of a commercially available pulse duplicator system (ViVitro Labs Inc, Victoria, BC) that was modified to accommodate tri-leaflet valve geometries. Tri-leaflet silicone valves developed at the University of Florida comprised the polymer valve group. A mixture in the ratio of 35:65 glycerin to water was used to mimic blood physical properties. Instantaneous flow rate was measured at the interface of the left ventricle and aortic units while pressure was recorded at the ventricular and aortic positions. Bi-leaflet and native valve data from the literature was used to validate flow and pressure readings. The following hydrodynamic metrics were reported: forward flow pressure drop, aortic root mean square forward flow rate, aortic closing, leakage&#160;and regurgitant volume, transaortic closing, leakage, and total energy losses. Representative results indicated that hydrodynamic metrics from the three valve groups could be successfully obtained by incorporating a custom-built assembly into a commercially available pulse duplicator system and subsequently, objectively compared to provide insights on functional aspects of polymer valve design.

There has been renewed interest in developing polymer valves. Here, the objectives are to demonstrate the feasibility of modifying a commercial pulse duplicator to accommodate tri-leaflet geometries and to define a protocol to present polymer valve hydrodynamic data in comparison to native and prosthetic valve data collected under near-identical conditions.

Protocollo per la relativa valutazione idrodinamica del Tri-volantino Polymer Valvole

Limitations of currently available prosthetic valves, xenografts, and homografts have prompted a recent resurgence of developments in the area of ...

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this purpose, the cells are passively trapped in the middle of a microchamber. Upon activation of the control layer, the cell is isolated from the surrounding volume in a small chamber. The surrounding volume can then be exchanged without affecting the isolated cell. However, upon short opening and closing of the chamber, the solution in the chamber can be replaced within a few hundred milliseconds. Due to the reversibility of the chambers, the cells can be exposed to different solutions sequentially in a highly controllable fashion, e.g. for incubation, washing, and finally, cell lysis. The tightly sealed microchambers enable the retention of the lysate, minimize and control the dilution after cell lysis. Since lysis and analysis occur at the same location, high sensitivity is retained because no further dilution or loss of the analytes occurs during transport. The microchamber design therefore enables the reliable and reproducible analysis of very small copy numbers of intracellular molecules (attomoles, zeptomoles) released from individual cells. Furthermore, many microchambers can be arranged in an array format, allowing the analysis of many cells at once, given that suitable optical instruments are used for monitoring. We have already used the platform for proof-of-concept studies to analyze intracellular proteins, enzymes, cofactors and second messengers in either relative or absolute quantifiable manner.

In this article we present a microfluidic chip for single cell analysis. It allows the quantification of intracellular proteins, enzymes, cofactors, and second messengers by means of fluorescent assays or immunoassays.&#160;

Un chip microfluidica per la Versatile analisi chimica di singole cellule

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

Investigating Receptor-ligand Systems of the Cellulosome with AFM-based Single-molecule Force Spectroscopy

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the enzymes onto the noncatalytic scaffold protein is directed by interactions among a family of related receptor-ligand pairs comprising interacting cohesin and dockerin modules. The extremely strong binding between cohesin and dockerin modules results in dissociation constants in the low picomolar to nanomolar range, which may hamper accurate off-rate measurements with conventional bulk methods. Single-molecule force spectroscopy (SMFS) with the atomic force microscope measures the response of individual biomolecules to force, and in contrast to other single-molecule manipulation methods (i.e.&#160;optical tweezers), is optimal for studying high-affinity receptor-ligand interactions because of its ability to probe the high-force regime (&#62;120 pN). Here we present our complete protocol for studying cellulosomal protein assemblies at the single-molecule level. Using a protein topology derived from the native cellulosome, we worked with enzyme-dockerin and carbohydrate binding module-cohesin (CBM-cohesin) fusion proteins, each with an accessible free thiol group at an engineered cysteine residue. We present our site-specific surface immobilization protocol, along with our measurement and data analysis procedure for obtaining detailed binding parameters for the high-affinity complex. We demonstrate how to quantify single subdomain unfolding forces, complex rupture forces, kinetic off-rates, and potential widths of the binding well. The successful application of these methods in characterizing the cohesin-dockerin interaction responsible for assembly of multidomain cellulolytic complexes is further described.

Cellulosomes are multienzyme complexes designed for digesting cellulose. AFM-based SMFS was used to study the mechanical properties and folding configuration of cellulosome-associated protein assemblies. We present a complete workflow for protein immobilization, data acquisition, and data analysis to study the interactions of individual receptor-ligand complexes involved in cellulosome assembly.

Indagare Sistemi recettore-ligando del Cellulosome con sede a AFM singola molecola di Forza Spettroscopia

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the ...

A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration of pre-processing steps. Utilizing these devices towards the analysis of DNA hybridization events is important because it offers a technology for real time assessment of biomarkers at the point-of-care for various diseases. However, when the device footprint decreases the dominance of various physical phenomena increases. These phenomena influence the fabrication precision and operation reliability of the device. Therefore, there is a great need to accurately fabricate and operate these devices in a reproducible manner in order to improve the overall performance. Here, we describe the protocols and the methods used for the fabrication and the operation of a microfluidic-based electrochemical biochip for accurate analysis of DNA hybridization events. The biochip is composed of two parts: a microfluidic chip with three parallel micro-channels made of polydimethylsiloxane (PDMS), and a 3 x 3 arrayed electrochemical micro-chip. The DNA hybridization events are detected using electrochemical impedance spectroscopy (EIS) analysis. The EIS analysis enables monitoring variations of the properties of the electrochemical system that are dominant at these length scales. With the ability to monitor changes of both charge transfer and diffusional resistance with the biosensor, we demonstrate the selectivity to complementary ssDNA targets, a calculated detection limit of 3.8 nM, and a 13% cross-reactivity with other non-complementary ssDNA following 20 min&#160;of incubation. This methodology can improve the performance of miniaturized devices by elucidating on the behavior of diffusion at the micro-scale regime and by enabling the study of DNA hybridization events.

We present a microfluidic-based electrochemical biochip for DNA hybridization detection. Following ssDNA probe functionalization, the specificity, sensitivity, and detection limit are studied with complementary and non-complementary ssDNA targets. Results illustrate the influence of the DNA hybridization events on the electrochemical system, with a detection limit of 3.8 nM.

Un Biochip elettrochimica Microfluidic-based per la libera-Label Ibridazione DNA Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration ...

Ordering Single Cells and Single Embryos in 3D Confinement: A New Device for High Content Screening

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening based on cells in such environments have therefore serious limitations: cell organelles show extreme phenotypes, cell morphologies and sizes are heterogeneous and/or specific cell organelles cannot be properly visualized. In addition, cells in vivo are located in a 3D environment; in this situation, cells show different phenotypes mainly because of their interaction with the surrounding extracellular matrix of the tissue. In order to standardize and generate order of single cells in a physiologically-relevant 3D environment for cell-based assays, we report here the microfabrication and applications of a device for in vitro 3D cell culture. This device consists of a 2D array of microcavities (typically 105 cavities/cm2), each filled with single cells or embryos. Cell position, shape, polarity and internal cell organization become then normalized showing a 3D architecture. We used replica molding to pattern an array of microcavities, &#8216;eggcups&#8217;, onto a thin polydimethylsiloxane (PDMS) layer adhered on a coverslip. Cavities were covered with fibronectin to facilitate adhesion. Cells were inserted by centrifugation. Filling percentage was optimized for each system allowing up to 80%. Cells and embryos viability was confirmed. We applied this methodology for the visualization of cellular organelles, such as nucleus and Golgi apparatus, and to study active processes, such as the closure of the cytokinetic ring during cell mitosis. This device allowed the identification of new features, such as periodic accumulations and inhomogeneities of myosin and actin during the cytokinetic ring closure and compacted phenotypes for Golgi and nucleus alignment. We characterized the method for mammalian cells, fission yeast, budding yeast, C. elegans with specific adaptation in each case. Finally, the characteristics of this device make it particularly interesting for drug screening assays and personalized medicine.

We report a device and a new method to study cells and embryos. Single cells are precisely ordered in microcavity arrays. Their 3D confinement is a step towards 3D environments encountered in physiological conditions and allows organelle orientation. By controlling cell shape, this setup minimizes variability reported in standard assays.

Ordinazione di singole cellule e singola embrioni in 3D confinamento: Un nuovo dispositivo per l&#39;alta Screening contenuti

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening ...

Cultivation of Mammalian Cells Using a Single-use Pneumatic Bioreactor System

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized medicine innovations. However, translating these advances into therapeutic applications will require in vitro systems that allow for robust, flexible, and cost effective bioreactor systems. There are several bioreactor systems currently utilized in research and commercial settings; however, many of these systems are not optimal for establishing, expanding, and monitoring the growth of different cell types. The culture parameters most challenging to control in these systems include, minimizing hydrodynamic shear, preventing nutrient gradient formation, establishing uniform culture medium aeration, preventing microbial contamination, and monitoring and adjusting culture conditions in real-time. Using a pneumatic single-use bioreactor system, we demonstrate the assembly and operation of this novel bioreactor for mammalian cells grown on micro-carriers. This bioreactor system eliminates many of the challenges associated with currently available systems by minimizing hydrodynamic shear and nutrient gradient formation, and allowing for uniform culture medium aeration. Moreover, the bioreactor&#8217;s software allows for remote real-time monitoring and adjusting of the bioreactor run parameters. This bioreactor system also has tremendous potential for scale-up of adherent and suspension mammalian cells for production of a variety therapeutic proteins, monoclonal antibodies, stem cells, biosimilars, and vaccines.

Using a pneumatic bioreactor, we demonstrate the assembly, operation, and performance of this single-use bioreactor system for the growth of mammalian cells.

La coltivazione di cellule di mammifero utilizzando un singolo-uso del sistema pneumatico Bioreattore

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized ...

A Label-free Technique for the Spatio-temporal Imaging of Single Cell Secretions

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning of such signaling can lead to many disorders. To understand cell-to-cell signaling, it is essential to study the spatial and temporal nature of the secreted molecules from the cell without disturbing the local environment. Various assays have been developed to study protein secretion, however, these methods are typically based on fluorescent probes which disrupt the relevant signaling pathways. To overcome this limitation, a label-free technique is required.
In this paper, we describe the fabrication and application of a label-free localized surface plasmon resonance imaging (LSPRi) technology capable of detecting protein secretions from a single cell. The plasmonic nanostructures are lithographically patterned onto a standard glass coverslip and can be excited using visible light on commercially available light microscopes. Only a small fraction of the coverslip is covered by the nanostructures and hence this technique is well suited for combining common techniques such as fluorescence and bright-field imaging.
A multidisciplinary approach is used in this protocol which incorporates sensor nanofabrication and subsequent biofunctionalization, binding kinetics characterization of ligand and analyte, the integration of the chip and live cells, and the analysis of the measured signal. As a whole, this technology enables a general label-free approach towards mapping cellular secretions and correlating them with the responses of nearby cells.

Inter-cellular communication is critical for controlling various physiological activities within and outside the cell. This paper describes a protocol for measuring the spatio-temporal nature of single cell secretions. To achieve this, a multidisciplinary approach is used which integrates label-free nanoplasmonic sensing with live cell imaging.

Una tecnica senza etichetta per l&#39;Imaging spazio-temporale delle secrezioni monocellulari

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning ...

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

Una piattaforma Microfluidic per l&#39;isolamento Single-cell high-throughput e cultura

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Microfluidic Platform with Multiplexed Electronic Detection for Spatial Tracking of Particles

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to spatially fractionate the sample based on a biological property of interest. For the resultant spatial distribution to be used as the assay readout, microfluidic devices are often subjected to microscopic analysis requiring complex instrumentation with higher cost and reduced portability. To address this limitation, we have developed an integrated electronic sensing technology for multiplexed detection of particles at different locations on a microfluidic chip. Our technology, called Microfluidic CODES, combines Resistive Pulse Sensing with Code Division Multiple Access to compress 2D spatial information into a 1D electrical signal. In this paper, we present a practical demonstration of the Microfluidic CODES technology to detect and size cultured cancer cells distributed over multiple microfluidic channels. As validated by the high-speed microscopy, our technology can accurately analyze dense cell populations all electronically without the need for an external instrument. As such, the Microfluidic CODES can potentially enable low-cost integrated lab-on-a-chip devices that are well suited for the point-of-care testing of biological samples.

We demonstrate a microfluidic platform with an integrated surface electrode network that combines resistive pulse sensing (RPS) with code division multiple access (CDMA), to multiplex detection and sizing of particles in multiple microfluidic channels.

Piattaforma microfluidica con multiplex di rilevamento elettronico per spaziale monitoraggio di particelle

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to ...