Nous remercions le groupe Kenis à l&#39;Université de l&#39;Illinois à Urbana-Champaign pour des discussions utiles et généreusement offert l&#39;utilisation des installations de salle blanche. Ce travail a été financé par une voie à l&#39;indépendance du NIH PI Award, par la concession numéro 4R00HG004183-03 (Charles M. Schroeder et Melikhan Tanyeri). Ce travail a été soutenu par la National Science Foundation grâce à une bourse de recherche supérieures à Eric M. Johnson-Chavarria.

Le piège est constitué d&#39;un hydrodynamiques à deux couches hybrides (polydiméthylsiloxane (PDMS) / verre) dispositif microfluidique pour le confinement des particules. Étapes 1-2 décrivent la fabrication de dispositifs microfluidiques, et étapes 3-4 conception du dispositif de discuter et d&#39;exploitation. 1. SU-8 de fabrication de moule (non représenté dans la vidéo) <ol><li> Nettoyer deux plaquettes de silicium (3 &quot;de diamètre) avec de l&#39;acétone et d&#39;alcool isopropylique (IPA). </li><li> Gaufrettes à sec avec du N 2 et placez-les sur une plaque chauffante à 65 ° C pendant 1 min pour éliminer l&#39;humidité résiduelle. </li><li> Spin # 1 plaquette manteau avec SU-8 2050 photosensible (PR) pendant 30 sec à 4000 rpm pour créer un moule ~ 40 um d&#39;épaisseur de la couche fluidiques. Spin plaquette coat # 2 avec PR pendant 30 sec à 1500 rpm pour créer un moule ~ 150 um d&#39;épaisseur de la couche de contrôle. </li><li> Doux plaquette cuire n ° 1 à 65 ° C pendant 3 min, puis à 95 ° C pendant 6 min. Doux plaquette pâtisseries # 2 à 65 ° C pendant 5 min, puis à 95 ° C pendant 20 min. </li><li> Exposer gaufrettes aux UV avec leurs masques respectifs (wafer # 1: ports et canaux fluidiques, plaquette n ° 2: le port et la couche de contrôle) et l&#39;intensité d&#39;exposition appropriées (~ 150 mJ / cm 2, ~ 260 mJ / cm 2, respectivement). </li><li> Message # 1 plaquette cuire à 65 ° C pendant 1 min, puis à 95 ° C pendant 6 min. Message cuire plaquette n ° 2 à 65 ° C pendant 5 min, puis à 95 ° C pendant 10 min. </li><li> Développer des plaquettes avec du propylène glycol méthyl éther acétate (PGMEA) jusqu&#39;au PR non durci est enlevé. Rincez plaquettes avec l&#39;IPA et sec avec N 2. </li></ol> 2. Fabrication de dispositifs microfluidiques <ol><li> Silaniser la surface de la SU-8 moules en plaçant les tranches dans un dessiccateur sous vide pendant environ 10 min avec un plat en verre contenant quelques gouttes de trichlorosilane. Silanisation Surface aide à éplucher les répliques (PDMS) au large des moules SU-8. </li><li> Mélanger et dégazer PDMS dans la base: les ratios de 15:1 réticulant et 5:1 pour la fluidique et de contrôle des couches respectivement. </li><li> Spin enduire le mélange PDMS 15h01 sur le moule couche fluidiques (wafer # 1) pendant 30 secondes à 750 tours et ensuite placer la galette dans un plat de Pétri. Placer le moule couche de contrôle dans une boîte de Pétri et versez le mélange PDMS 05h01 sur le moule sur une épaisseur de ~ 4 mm. </li><li> Cuire plaquettes / PDMS pendant 30 min à 70 ° C à durcir partiellement les couches de PDMS. </li><li> Après refroidissement les plaquettes / PDMS à température ambiante, coupé la réplique PDMS, qui va former la couche de contrôle (wafer # 2), à partir de la boîte de Pétri avec un scalpel et le retirer le moule SU-8. Perforation d&#39;un port d&#39;accès à l&#39;microcanaux qui agira comme la vanne à membrane sur-puce avec une aiguille de calibre 21. </li><li> Placez la réplique PDMS avec la couche de contrôle sur la tranche n ° 1 (qui a le spin-revêtement PDMS fluidiques couche). Alignez soigneusement et sceller la couche de contrôle de la couche fluidiques aide d&#39;un microscope stéréo. Veillez à supprimer toutes les poches d&#39;air entre les couches et faire cuire à 70 ° C pendant une nuit pour durcir complètement les deux couches. Cette étape de cuisson se traduira par une dalle monolithique PDMS avec deux couches. </li><li> Après refroidissement à température ambiante, couper et éplucher les répliques PDMS contenant à la fois le contrôle et les couches fluides hors du SU-8 moules à l&#39;aide d&#39;un scalpel. Enlever l&#39;excès de PDMS et séparer chaque unité appareil avec une lame de rasoir. Ports trou d&#39;accès du punch à microcanaux fluidiques dans la couche avec une aiguille de calibre 21. </li><li> Bond de la dalle de PDMS à une lamelle d&#39;obtenir un dispositif complet. D&#39;abord, nettoyer une lamelle (Non: 1,5, 24 x 45 mm) avec de l&#39;acétone et de l&#39;IAP. Ensuite, traiter à la fois la lamelle et les surfaces de PDMS réplique avec un plasma d&#39;oxygène de moins de 500 mTorr pendant 30 sec, et immédiatement mettre les deux surfaces en contact pour former un joint irréversible. </li><li> Cuire les appareils pendant la nuit pour accroître les liens entre les couches PDMS et la lamelle. </li></ol> Étapes 3-4 décrivent la mise en œuvre en utilisant le piège hydrodynamiques le dispositif microfluidique décrit ci-dessus. 3. Installation Piège hydrodynamique expérimentale <ol><li> Placez le dispositif microfluidique sur la scène d&#39;un microscope inversé et le fixer avec des clips scène. </li><li> Remplir deux seringues étanches aux gaz séparément, avec des solutions tampon et des échantillons et les placer sur une pompe seringue Harvard Appareillage (PHD 2000 programmable). Les tampons et les solutions échantillons sont livrés à l&#39;dispositif microfluidique à travers un 1 ml et une seringue 250 pi, respectivement. Typiquement, une Tris 50 mM / Tris solution tampon HCl (pH 8,0) contenant 0,02% v / v de Triton X-100 est utilisé comme la solution tampon. La solution de l&#39;échantillon est constitué d&#39;une suspension de particules (par exemple des billes de polystyrène fluorescentes) dans la solution tampon. </li><li> Etablir les connexions fluidiques entre les seringues (la prestation de l&#39;échantillon et le tampon) et le dispositif microfluidique. Connectez les seringues à 1 / 16 &quot;de diamètre extérieur (OD) x 0,020&quot; de diamètre interne (ID) perfluoroalkoxy (PFA) tube en utilisant des adaptateurs luer-lock. Branchez l&#39;autre extrémité du tube en PFA aux ports d&#39;entrée du dispositif microfluidique avec 24 méta manomètreL tuyau. Un T-vanne peut être placée entre la seringue et le port de l&#39;échantillon de l&#39;échantillon sur le dispositif microfluidique pour contrôler la livraison d&#39;échantillons. </li><li> Etablir les connexions fluidiques pour les canaux de sortie dans le dispositif microfluidique. Connectez les deux canaux de sortie à tube en PFA (1 / 16 &quot;OD x 0,020&quot; ID) en utilisant 24 tubes de métal jauge. Le tube en PFA pour les prises de courant doivent être d&#39;égale longueur. Immerger les tubes de sortie tous les deux dans un tube à centrifuger de 1,5 ml remplie avec une solution tampon, qui sert à maintenir une chute de pression constante entre les seringues et les canaux de sortie. </li><li> Remplissez la vanne sur la puce à l&#39;huile porteuse fluorés en utilisant une seringue de 3 ml en plastique luer-lock pour éviter les fuites d&#39;air dans la couche fluidique pendant le fonctionnement. L&#39;air dans la chambre de vanne est poussé à travers la membrane de PDMS dans le microcanal dans la couche fluidique et plus tard, retiré de l&#39;appareil avec l&#39;écoulement du fluide à travers les orifices de sortie. </li><li> Connecter une pression de gaz inerte (azote) l&#39;alimentation du port dans la couche de contrôle de fonctionnement de la vanne sur la puce. Pour ce faire, nous utilisons un réservoir d&#39;azote (2200 psi) et un régulateur de pression électronique pour fournir 00 à 30 psi à la vanne sur la puce dans le dispositif microfluidique. Le réservoir d&#39;azote est relié au régulateur de pression à l&#39;aide de ¼ &quot;OD x 0,170&quot; tube ID. Le régulateur de pression est connecté à l&#39;appareil microfluidique à 1 / 16 &quot;OD x 0,020&quot; ID tube en PFA avec 24 tubes de métal jauge à son terminus. </li><li> Rincez les connexions fluidiques et le dispositif microfluidique avec 0,5 ml de solution tampon pour s&#39;assurer que toutes les bulles d&#39;air sont retirés du système, y compris les canaux de sortie. Les débits typiques utilisés pour la compensation gamme de bulles entre 2000-5000 ul / hr. Après les bulles d&#39;air sont rincés des canaux microfluidiques, de réduire le débit de 50-100 ul / h, qui est un taux volumétrique typiques de débit pour le piégeage des particules. </li><li> À ce stade, les connexions fluidiques sont établis, l&#39;échantillon et les solutions tampons sont livrés à l&#39;dispositif microfluidique à un débit fixe (50-100 ul / h), et l&#39;appareil est prêt pour le piégeage hydrodynamique. </li></ol> 4. Procédure de piégeage hydrodynamique <ol><li> Exécutez le code sur mesure LabVIEW, qui automatise le piégeage des particules (voir Note d&#39;utilisation pour LabVIEW code ci-dessous). </li><li> Utilisation du microscope à la traduction xy stade, la position de la région de piégeage (cruciforme) au centre de la vue caméra. Apportez la région piégeage en lumière de l&#39;objectif et d&#39;ajuster les réglages pour optimiser les conditions d&#39;imagerie. </li><li> Choisissez une région rectangulaire d&#39;intérêt (ROI) dans le champ de la caméra de vue tels que le centre de la ROI sera la position du centre de piège. </li><li> Initialiser la pression offset appliqué à la vanne sur la puce. Dans l&#39;un des canaux de sortie, une constriction 100-200 pm de large est introduit pour fournir une pression de décalage pour la vanne sur la puce. La constante off-set de pression permet à la valve sur puce pour ajuster la position du point de stagnation dans le voisinage du centre du canal inter-slot. Pour la plupart des expériences, la pression est compensée entre 0-12 psi en fonction des dimensions de canal (largeur et hauteur), la largeur de constriction, et les spécifications de la vanne sur puce (taille de la vanne, épaisseur de la membrane, etc.) </li><li> Initier le contrôleur feedback et ajuster le gain proportionnel à optimiser la réponse piège. Le contrôleur de retour sera d&#39;ajuster la pression appliquée à la vanne sur la puce, afin de déplacer la position du point de stagnation, ce qui minimise l&#39;erreur ou la distance entre la position de la particule et le point de consigne (centre du piège). Selon le débit et la position de la vanne sur la puce, il ya une valeur de gain optimal proportionnelle, ce qui augmente la stabilité piège et élimine les oscillations des particules indésirables. </li><li> Piège une particule. Le code LabVIEW automatiquement piège l&#39;une des particules entrant dans la région de piégeage. Une fois qu&#39;une particule souhaitée est piégé, il est possible de couper le flux d&#39;échantillon et d&#39;isoler les particules piégées dans une solution tampon, si désiré. </li><li> Surveiller les particules piégées et maintenir l&#39;attention des particules dans le plan de l&#39;image en utilisant au point manuelle ou à une configuration automatisée concentrer microscope. Il peut être nécessaire d&#39;ajuster légèrement le gain proportionnel du régulateur de rétroaction afin d&#39;assurer la stabilité piège au cours d&#39;un événement de piégeage échelle de temps longue (minutes à plusieurs heures). </li></ol> Code LabVIEW: Note d&#39;utilisation pour le contrôleur Commentaires Piégeage des particules automatisé est réalisé en utilisant un algorithme de rétroaction linéaire contrôle mis en œuvre en utilisant un code personnalisé LabVIEW. Le code LabVIEW capture des images d&#39;une caméra CCD et transmet un potentiel électrique (tension) d&#39;un régulateur de pression, qui module la position active (état partiellement ouvert / fermé) d&#39;une vanne sur puce pneumatiques dynamiques. Comme les changements de position de vanne, le taux d&#39;écoulement hydrodynamique dans une ligne de sortie is ajusté, ce qui re-positionnement du point de stagnation et de permettre le piégeage hydrodynamique. Les étapes de la boucle de rétroaction sont séquentiellement et itérativement exécuté à la vitesse de capture d&#39;image (10-60 Hz). Le code LabVIEW exécute les étapes suivantes lors de chaque cycle boucle de rétroaction: <ul><li> . Capture d&#39;image Une image est acquise pour une «cible» de particules dans la région de piégeage du dispositif microfluidique en utilisant la microscopie à fluorescence avec un objectif 10x (NA: 0,4) et une caméra CCD. </li><li> Suivi de position des particules centroïde. Particule est déterminé, et l&#39;algorithme de suivi de particules est initiée. Les particules sont localisées en ajustant le profil d&#39;intensité d&#39;émission de la particule à une fonction de diffusion de point (PSF), à partir de laquelle la position est déterminée centroïde. </li><li> Contrôle de champ d&#39;écoulement. La pression à jour destinée à la soupape de sur-puce dynamique est calculée en utilisant un algorithme de contrôle de rétroaction avec un régulateur proportionnel. De cette façon, l&#39;action de la vanne est à nouveau la position du point de stagnation, qui exerce une force hydrodynamique sur la particule afin d&#39;orienter les particules vers le centre piège. </li></ul> Le code LabVIEW enregistre les données suivantes pour chaque image capturée lors de particules de piégeage: 1) le temps écoulé, 2) centroïde (x, y) la position de la particule piégée, 3) la position du centre de piège, 4) la distance de la particule de la la pression piège centre, 5) appliquée à la vanne sur la puce. En outre, le code enregistre également un film de la particule piégée dans le format de fichier AVI. 5. Les résultats représentatifs Nous piégés billes de polystyrène fluorescentes de différentes tailles (100, 540, 830 nm, et de 2,2 um de diamètre) en utilisant un piège hydrodynamique. La figure 1 (a) montre une image d&#39;une particule piégée à la jonction de la Croix-fente dans un dispositif microfluidique. La trajectoire d&#39;une particule piégée peut être déterminée directement à partir des données de position centroïde enregistrées par le code LabVIEW lors d&#39;un événement de piégeage ou par le suivi et la localisation de la particule piégée dans le fichier vidéo enregistré. La figure 1 (b) montre la trajectoire d&#39;une particule piégée (2,2 um de perles fluorescentes) le long de la direction de canal de sortie. La perle est d&#39;abord pris au piège (carrés) pendant 3 min puis est libéré de la trappe et s&#39;échappe le long d&#39;un des canaux de sortie (cercles). Trajectoires de particules dans l&#39;axe d&#39;écoulement de compression (sens canal d&#39;amenée; données non présentées) sont similaires à des trajectoires de particules dans l&#39;axe d&#39;écoulement extensionnel (direction d&#39;écoulement), comme illustré dans la figure 1 (b). Un histogramme de déplacement des particules du centre piège pour un piégés billes (2,2 um de diamètre) le long des directions de canal de sortie est montré dans la figure 1 (c). En utilisant l&#39;algorithme de contrôle rétroaction décrites dans ce travail, les particules piégées sont confinés à ± 1 um du centre piège le long de l&#39;entrée et les orientations canal de sortie. Un schéma du dispositif microfluidique utilisé pour le piégeage hydrodynamique est montré dans la figure 2. Le dispositif intégré microfluidique constitué d&#39;une couche fluidique et une couche de contrôle et est fabriqué en utilisant la norme de lithographie molle multicouches comme décrit dans cet article. La couche contient les canaux fluidiques tampon et des échantillons, ainsi que la géométrie du canal de la Croix-slot pour faciliter le piégeage hydrodynamique. La couche de contrôle est constitué d&#39;une vanne pneumatique positionné au-dessus l&#39;un des canaux de sortie dans la couche fluidique, et le contrôle et les couches fluides sont séparés par une membrane élastomère mince. Pendant le fonctionnement du dispositif, la soupape dans la couche de contrôle est pressurisée avec de l&#39;azote gazeux, ce qui oblige la fine membrane dans la couche fluidique, induisant ainsi une constriction dans le canal de sortie. La valve pneumatique dynamiques resserre le canal de sortie par des quantités variables en changeant la pression appliquée à la couche de contrôle, qui ajuste les débits relatifs dans les canaux de sortie et permet à échelle fine de contrôle du point de stagnation. <img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1: Le piégeage des particules. (A) Image d&#39;une seule bille confiné dans le piège hydrodynamique. En plus de la perle au centre piège, plusieurs billes non capturé sont présentés dans la région de piégeage. (B) Trajectoire d&#39;une particule piégée le long des canaux de sortie (carrés). Lorsque la particule est libéré du piège (flèche), il s&#39;échappe le long d&#39;un des canaux de sortie (cercles). (C) Histogramme des déplacements d&#39;une bille piégée (2,2 um de diamètre) à partir du centre le long du piège de canaux de sortie. <img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2:. Schéma du dispositif microfluidique pour le piégeage hydrodynamique Le piège hydrodynamiques est construit en utilisant un dispositif bi-couche microfluidique. La couche fluidique constitué d&#39;une entrée de l&#39;échantillon, fnos entrées de tampon, et deux sorties de déchets. La couche de contrôle est constitué d&#39;une vanne pneumatique à membrane située au sommet d&#39;un des canaux de sortie dans la couche fluidiques. Une constriction dans le canal de sortie opposées fournit une pression de décalage pour la soupape pneumatique. Les dimensions de canal typique comprise entre 100 à 500 um. Dans la région (A), entrée de l&#39;échantillon est le flux concentré par deux entrées de mémoire tampon. Dans la région (B), les flux d&#39;entrée opposés convergent à la jonction de la Croix-slot où le piégeage a lieu. La valve pneumatique (C) est positionné sur le dessus de l&#39;un des canaux de sortie. La position du point de stagnation est modulée par la régulation de pression pour cette vanne.

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Les méthodes actuelles de microfluidique pour la manipulation de particules repose sur l&#39;écoulement hydrodynamique peut être caractérisée comme méthodes de contact à base ou non-contact. Contactez les méthodes basées sur l&#39;utilisation des flux de liquide physiquement confiner et d&#39;immobiliser les particules contre les parois de canal microfabriqué 9, tandis que les non-contact méthodes reposent sur ​​circulant débit ou microeddies 10. Dans ce travail, nous présentons un...

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		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
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		<tbody>
		
<tr>
<td>21 gauge blunt needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Zephyrtronics</td>
<td> ZT-5-021-1-L</td>
<td>For punching port holes in PDMS</td>
</tr>
<tr>
<td>3 ml plastic syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD</td>
<td>309585</td>
<td>For filling valve with oil</td>
</tr>
<tr>
<td>Si wafers</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>University Wafer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> 3&#x201D; P(100) single side polished 380 &mu;m test grade</td>
</tr>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR</td>
<td>48404-428</td>
<td>24 x 40 mm #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>DAQ card</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>PCI 6229</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fluorescent beads</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Spherotech</td>
<td>FP-2056-2</td>
<td>2.2 &mu;m Nile red</td>
</tr>
<tr>
<td>Fluorinert </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>3M</td>
<td>FC 40</td>
<td>Fluorinated carrier oil</td>
</tr>
<tr>
<td>Inverted Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus</td>
<td>IX-71</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>LabVIEW</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>Version 9.0f3 (32bit)</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Stereo Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Leica</td>
<td>MZ6</td>
<td>For aligning PDMS control layer to fluidic layer.</td>
</tr>
<tr>
<td>Mechanical Convection Oven</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> VWR</td>
<td>1300U</td>
<td>For baking devices to create monolithic PDMS slabs with two layers.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microfluidic tubing and connectors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Upchurch Scientific</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>1/16 x .020 PFA tubing and super flangeless fittings</td>
</tr>
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE Silicones</td>
<td>RTV 615 A&amp;B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Plasma Chamber</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harrick</td>
<td>PDC-001</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pressure Transducer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Proportion Air</td>
<td>DQPV1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Spin Coater</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Specialty Coating Systems</td>
<td>G3P-8 Spin Coat</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Photoresist</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>MicroChem</td>
<td>SU 8 2050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>PHD 2000 Programmable</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Terminal Block</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>BNC 2110</td>
<td>For analog output to pressure regulator and read out.</td>
</tr>
<tr>
<td>UV Collimated Light Source and Exposure System</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>OAI</td>
<td>Model 30 Enhanced Light Source</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

a microfluidic-based hydrodynamic trap for single particles

La capacité de confiner et de manipuler des particules uniques en solution libre est une technologie clé pour la science fondamentale et appliquée. Méthodes de piégeage des particules basé sur des techniques optiques, magnétiques, électrocinétique, et acoustique ont conduit à des avancées majeures en physique et en biologie moléculaire, allant de la au niveau cellulaire. Dans cet article, nous introduisons une nouvelle technique basée sur microfluidique pour le piégeage des particules et la manipulation basée uniquement sur l&#39;écoulement du fluide hydrodynamique. En utilisant cette méthode, nous démontrons le piégeage des particules micro-et nano-échelle dans des solutions aqueuses pour des échelles de temps longues. Le piège est constitué d&#39;un hydrodynamiques dispositif intégré microfluidique avec une géométrie du canal inter-fente où deux flux laminaire opposés convergent, générant ainsi un flux planaire extensionnel avec un point de stagnation du fluide (zéro-vitesse point). Dans ce dispositif, les particules sont confinées au centre piège par contrôle actif du champ d&#39;écoulement de maintenir la position des particules au point de stagnation du liquide. De cette manière, les particules sont effectivement piégés dans une solution libre utilisant un algorithme de commande de rétroaction en œuvre avec un code personnalisé construit LabVIEW. L&#39;algorithme de contrôle est constitué d&#39;acquisition d&#39;image pour une particule dans le dispositif microfluidique, suivie par suivi de particules, la détermination de la position des particules centroïde, et l&#39;ajustement actif de l&#39;écoulement du fluide en régulant la pression appliquée à une valve pneumatique sur puce utilisant un régulateur de pression. De cette façon, le sur-puce dynamiques fonctions vanne de dosage pour réguler les débits relatifs à des canaux de sortie, permettant ainsi à échelle fine de contrôle de la position de point de stagnation et de piégeage des particules. Le piège hydrodynamiques microfluidique à base présente plusieurs avantages comme une méthode pour piéger des particules. Piégeage hydrodynamique est possible pour toute particule arbitraire sans exigences spécifiques sur les propriétés physiques ou chimiques de l&#39;objet piégé. En outre, le piégeage hydrodynamique permet confinement d&#39;un objet cible &quot;unique&quot; dans les suspensions de particules concentrées ou surpeuplés, ce qui est difficile avec force alternative des méthodes de piégeage sur le terrain. Le piège hydrodynamique est convivial, simple à mettre en œuvre et peut être ajoutée aux dispositifs existants pour faciliter l&#39;analyse microfluidique piégeage et de longue date de particules. Globalement, le piège hydrodynamique est une nouvelle plateforme pour le confinement, la micromanipulation, et l&#39;observation des particules sans immobilisation de surface et élimine le besoin de potentiellement perturbative des champs optiques, magnétiques et électriques dans le piégeage sans solution de petites particules.

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A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

Dans cet article, nous présentons une méthode basée microfluidique pour le confinement des particules repose sur l&#39;écoulement hydrodynamique. Nous démontrons le piégeage des particules stables à un point de stagnation du liquide en utilisant un mécanisme de contrôle de rétroaction, permettant ainsi à l&#39;isolement et la micromanipulation de particules arbitraires dans un microdispositif intégré.

Un piège hydrodynamique microfluidique à base de particules uniques

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

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16.5K vues.  University of Illinois at Urbana-Champaign. Dans cet article, nous présentons une méthode basée microfluidique pour le confinement des particules repose sur l'écoulement hydrodynamique. Nous démontrons le piégeage des particules stables à un point de stagnation du liquide en utilisant un mécanisme de contrôle de rétroaction, permettant ainsi à l'isolement et la micromanipulation de particules arbitraires dans un microdispositif intégré.

Vidéo: A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and pathways as well as its ease of cultivation. Several C. elegans disease models have been reported, including neurodegenerative disorders such as Parkinson's disease (PD), which involves the degeneration of dopaminergic (DA) neurons 1. Both transgenes and neurotoxic chemicals have been used to induce DA neurodegeneration and consequent movement defects in worms, allowing for investigations into the basis of neurodegeneration and screens for neuroprotective genes and compounds 2,3.
Screens in lower eukaryotes like C. elegans provide an efficient and economical means to identify compounds and genes affecting neuronal signaling. Conventional screens are typically performed manually and scored by visual inspection; consequently, they are time-consuming and prone to human errors. Additionally, most focus on cellular level analysis while ignoring locomotion, which is an especially important parameter for movement disorders.
We have developed a novel microfluidic screening system (Figure 1) that controls and quantifies C. elegans' locomotion using electric field stimuli inside microchannels. We have shown that a Direct Current (DC) field can robustly induce on-demand locomotion towards the cathode ("electrotaxis") 4. Reversing the field's polarity causes the worm to quickly reverse its direction as well. We have also shown that defects in dopaminergic and other sensory neurons alter the swimming response 5. Therefore, abnormalities in neuronal signaling can be determined using locomotion as a read-out. The movement response can be accurately quantified using a range of parameters such as swimming speed, body bending frequency and reversal time.
Our work has revealed that the electrotactic response varies with age. Specifically, young adults respond to a lower range of electric fields and move faster compared to larvae 4. These findings led us to design a new microfluidic device to passively sort worms by age and phenotype 6.
We have also tested the response of worms to pulsed DC and Alternating Current (AC) electric fields. Pulsed DC fields of various duty cycles effectively generated electrotaxis in both C. elegans and its cousin C. briggsae 7. In another experiment, symmetrical AC fields with frequencies ranging from 1 Hz to 3 KHz immobilized worms inside the channel 8.
Implementation of the electric field in a microfluidic environment enables rapid and automated execution of the electrotaxis assay. This approach promises to facilitate high-throughput genetic and chemical screens for factors affecting neuronal function and viability.

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans&#039; Locomotion

A semi-automated micro-electro-fluidic method to induce on-demand locomotion in Caenorhabditis elegans is described. This method is based on the neurophysiologic phenomenon of worms responding to mild electric fields (&#x201C;electrotaxis&#x201D;) inside microfluidic channels. Microfluidic electrotaxis serves as a rapid, sensitive, low-cost, and scalable technique to screen for factors affecting neuronal health.

Électrotaxie microfluidique à base d&#39;analyse quantitative à la demande de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; &#39;Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

Recherche

Bio-ingénierie

Protocol for Relative Hydrodynamic Assessment of Tri-leaflet Polymer Valves

Limitations of currently available prosthetic valves, xenografts, and homografts have prompted a recent resurgence of developments in the area of tri-leaflet polymer valve prostheses. However, identification of a protocol for initial assessment of polymer valve hydrodynamic functionality is paramount during the early stages of the design process. Traditional in vitro pulse duplicator systems are not configured to accommodate flexible tri-leaflet materials; in addition, assessment of polymer valve functionality needs to be made in a relative context to native and prosthetic heart valves under identical test conditions so that variability in measurements from different instruments can be avoided. Accordingly, we conducted hydrodynamic assessment of i) native (n = 4, mean diameter, D = 20 mm), ii) bi-leaflet mechanical (n= 2, D = 23 mm) and iii) polymer valves (n = 5, D = 22 mm) via the use of a commercially available pulse duplicator system (ViVitro Labs Inc, Victoria, BC) that was modified to accommodate tri-leaflet valve geometries. Tri-leaflet silicone valves developed at the University of Florida comprised the polymer valve group. A mixture in the ratio of 35:65 glycerin to water was used to mimic blood physical properties. Instantaneous flow rate was measured at the interface of the left ventricle and aortic units while pressure was recorded at the ventricular and aortic positions. Bi-leaflet and native valve data from the literature was used to validate flow and pressure readings. The following hydrodynamic metrics were reported: forward flow pressure drop, aortic root mean square forward flow rate, aortic closing, leakage&#160;and regurgitant volume, transaortic closing, leakage, and total energy losses. Representative results indicated that hydrodynamic metrics from the three valve groups could be successfully obtained by incorporating a custom-built assembly into a commercially available pulse duplicator system and subsequently, objectively compared to provide insights on functional aspects of polymer valve design.

There has been renewed interest in developing polymer valves. Here, the objectives are to demonstrate the feasibility of modifying a commercial pulse duplicator to accommodate tri-leaflet geometries and to define a protocol to present polymer valve hydrodynamic data in comparison to native and prosthetic valve data collected under near-identical conditions.

Protocole pour l&#39;évaluation hydrodynamique relative de Vannes polymères tri-leaflet

Limitations of currently available prosthetic valves, xenografts, and homografts have prompted a recent resurgence of developments in the area of ...

Investigating Receptor-ligand Systems of the Cellulosome with AFM-based Single-molecule Force Spectroscopy

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the enzymes onto the noncatalytic scaffold protein is directed by interactions among a family of related receptor-ligand pairs comprising interacting cohesin and dockerin modules. The extremely strong binding between cohesin and dockerin modules results in dissociation constants in the low picomolar to nanomolar range, which may hamper accurate off-rate measurements with conventional bulk methods. Single-molecule force spectroscopy (SMFS) with the atomic force microscope measures the response of individual biomolecules to force, and in contrast to other single-molecule manipulation methods (i.e.&#160;optical tweezers), is optimal for studying high-affinity receptor-ligand interactions because of its ability to probe the high-force regime (&#62;120 pN). Here we present our complete protocol for studying cellulosomal protein assemblies at the single-molecule level. Using a protein topology derived from the native cellulosome, we worked with enzyme-dockerin and carbohydrate binding module-cohesin (CBM-cohesin) fusion proteins, each with an accessible free thiol group at an engineered cysteine residue. We present our site-specific surface immobilization protocol, along with our measurement and data analysis procedure for obtaining detailed binding parameters for the high-affinity complex. We demonstrate how to quantify single subdomain unfolding forces, complex rupture forces, kinetic off-rates, and potential widths of the binding well. The successful application of these methods in characterizing the cohesin-dockerin interaction responsible for assembly of multidomain cellulolytic complexes is further described.

Cellulosomes are multienzyme complexes designed for digesting cellulose. AFM-based SMFS was used to study the mechanical properties and folding configuration of cellulosome-associated protein assemblies. We present a complete workflow for protein immobilization, data acquisition, and data analysis to study the interactions of individual receptor-ligand complexes involved in cellulosome assembly.

Enquêter sur les systèmes récepteur-ligand de la cellulosome avec base-AFM unique molécule Spectroscopie de Force

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the ...

A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration of pre-processing steps. Utilizing these devices towards the analysis of DNA hybridization events is important because it offers a technology for real time assessment of biomarkers at the point-of-care for various diseases. However, when the device footprint decreases the dominance of various physical phenomena increases. These phenomena influence the fabrication precision and operation reliability of the device. Therefore, there is a great need to accurately fabricate and operate these devices in a reproducible manner in order to improve the overall performance. Here, we describe the protocols and the methods used for the fabrication and the operation of a microfluidic-based electrochemical biochip for accurate analysis of DNA hybridization events. The biochip is composed of two parts: a microfluidic chip with three parallel micro-channels made of polydimethylsiloxane (PDMS), and a 3 x 3 arrayed electrochemical micro-chip. The DNA hybridization events are detected using electrochemical impedance spectroscopy (EIS) analysis. The EIS analysis enables monitoring variations of the properties of the electrochemical system that are dominant at these length scales. With the ability to monitor changes of both charge transfer and diffusional resistance with the biosensor, we demonstrate the selectivity to complementary ssDNA targets, a calculated detection limit of 3.8 nM, and a 13% cross-reactivity with other non-complementary ssDNA following 20 min&#160;of incubation. This methodology can improve the performance of miniaturized devices by elucidating on the behavior of diffusion at the micro-scale regime and by enabling the study of DNA hybridization events.

We present a microfluidic-based electrochemical biochip for DNA hybridization detection. Following ssDNA probe functionalization, the specificity, sensitivity, and detection limit are studied with complementary and non-complementary ssDNA targets. Results illustrate the influence of the DNA hybridization events on the electrochemical system, with a detection limit of 3.8 nM.

Une biopuce microfluidique électrochimique à base d&#39;analyse ADN hybridation Sans étiquette

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration ...

Ordering Single Cells and Single Embryos in 3D Confinement: A New Device for High Content Screening

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening based on cells in such environments have therefore serious limitations: cell organelles show extreme phenotypes, cell morphologies and sizes are heterogeneous and/or specific cell organelles cannot be properly visualized. In addition, cells in vivo are located in a 3D environment; in this situation, cells show different phenotypes mainly because of their interaction with the surrounding extracellular matrix of the tissue. In order to standardize and generate order of single cells in a physiologically-relevant 3D environment for cell-based assays, we report here the microfabrication and applications of a device for in vitro 3D cell culture. This device consists of a 2D array of microcavities (typically 105 cavities/cm2), each filled with single cells or embryos. Cell position, shape, polarity and internal cell organization become then normalized showing a 3D architecture. We used replica molding to pattern an array of microcavities, &#8216;eggcups&#8217;, onto a thin polydimethylsiloxane (PDMS) layer adhered on a coverslip. Cavities were covered with fibronectin to facilitate adhesion. Cells were inserted by centrifugation. Filling percentage was optimized for each system allowing up to 80%. Cells and embryos viability was confirmed. We applied this methodology for the visualization of cellular organelles, such as nucleus and Golgi apparatus, and to study active processes, such as the closure of the cytokinetic ring during cell mitosis. This device allowed the identification of new features, such as periodic accumulations and inhomogeneities of myosin and actin during the cytokinetic ring closure and compacted phenotypes for Golgi and nucleus alignment. We characterized the method for mammalian cells, fission yeast, budding yeast, C. elegans with specific adaptation in each case. Finally, the characteristics of this device make it particularly interesting for drug screening assays and personalized medicine.

We report a device and a new method to study cells and embryos. Single cells are precisely ordered in microcavity arrays. Their 3D confinement is a step towards 3D environments encountered in physiological conditions and allows organelle orientation. By controlling cell shape, this setup minimizes variability reported in standard assays.

Commande de cellules simples et simple Embryons en 3D Confinement: un nouveau dispositif de criblage à haut débit

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening ...

Cultivation of Mammalian Cells Using a Single-use Pneumatic Bioreactor System

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized medicine innovations. However, translating these advances into therapeutic applications will require in vitro systems that allow for robust, flexible, and cost effective bioreactor systems. There are several bioreactor systems currently utilized in research and commercial settings; however, many of these systems are not optimal for establishing, expanding, and monitoring the growth of different cell types. The culture parameters most challenging to control in these systems include, minimizing hydrodynamic shear, preventing nutrient gradient formation, establishing uniform culture medium aeration, preventing microbial contamination, and monitoring and adjusting culture conditions in real-time. Using a pneumatic single-use bioreactor system, we demonstrate the assembly and operation of this novel bioreactor for mammalian cells grown on micro-carriers. This bioreactor system eliminates many of the challenges associated with currently available systems by minimizing hydrodynamic shear and nutrient gradient formation, and allowing for uniform culture medium aeration. Moreover, the bioreactor&#8217;s software allows for remote real-time monitoring and adjusting of the bioreactor run parameters. This bioreactor system also has tremendous potential for scale-up of adherent and suspension mammalian cells for production of a variety therapeutic proteins, monoclonal antibodies, stem cells, biosimilars, and vaccines.

Using a pneumatic bioreactor, we demonstrate the assembly, operation, and performance of this single-use bioreactor system for the growth of mammalian cells.

La culture de cellules de mammifères en utilisant un système pneumatique bioréacteur à usage unique

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Une plate-forme microfluidique pour le traitement de précision de petit volume échantillon et son utilisation pour Taille séparer les particules biologiques avec un Microdevice acoustique

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

A Label-free Technique for the Spatio-temporal Imaging of Single Cell Secretions

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning of such signaling can lead to many disorders. To understand cell-to-cell signaling, it is essential to study the spatial and temporal nature of the secreted molecules from the cell without disturbing the local environment. Various assays have been developed to study protein secretion, however, these methods are typically based on fluorescent probes which disrupt the relevant signaling pathways. To overcome this limitation, a label-free technique is required.
In this paper, we describe the fabrication and application of a label-free localized surface plasmon resonance imaging (LSPRi) technology capable of detecting protein secretions from a single cell. The plasmonic nanostructures are lithographically patterned onto a standard glass coverslip and can be excited using visible light on commercially available light microscopes. Only a small fraction of the coverslip is covered by the nanostructures and hence this technique is well suited for combining common techniques such as fluorescence and bright-field imaging.
A multidisciplinary approach is used in this protocol which incorporates sensor nanofabrication and subsequent biofunctionalization, binding kinetics characterization of ligand and analyte, the integration of the chip and live cells, and the analysis of the measured signal. As a whole, this technology enables a general label-free approach towards mapping cellular secretions and correlating them with the responses of nearby cells.

Inter-cellular communication is critical for controlling various physiological activities within and outside the cell. This paper describes a protocol for measuring the spatio-temporal nature of single cell secretions. To achieve this, a multidisciplinary approach is used which integrates label-free nanoplasmonic sensing with live cell imaging.

Une technique Label-free pour l&#39;imagerie spatio-temporelle de cellule unique sécrétions

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning ...

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

Une plate-forme microfluidique pour l&#39;isolement à haut débit unique cellule et Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Microfluidic Platform with Multiplexed Electronic Detection for Spatial Tracking of Particles

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to spatially fractionate the sample based on a biological property of interest. For the resultant spatial distribution to be used as the assay readout, microfluidic devices are often subjected to microscopic analysis requiring complex instrumentation with higher cost and reduced portability. To address this limitation, we have developed an integrated electronic sensing technology for multiplexed detection of particles at different locations on a microfluidic chip. Our technology, called Microfluidic CODES, combines Resistive Pulse Sensing with Code Division Multiple Access to compress 2D spatial information into a 1D electrical signal. In this paper, we present a practical demonstration of the Microfluidic CODES technology to detect and size cultured cancer cells distributed over multiple microfluidic channels. As validated by the high-speed microscopy, our technology can accurately analyze dense cell populations all electronically without the need for an external instrument. As such, the Microfluidic CODES can potentially enable low-cost integrated lab-on-a-chip devices that are well suited for the point-of-care testing of biological samples.

We demonstrate a microfluidic platform with an integrated surface electrode network that combines resistive pulse sensing (RPS) with code division multiple access (CDMA), to multiplex detection and sizing of particles in multiple microfluidic channels.

Plate-forme microfluidique avec multiplexée Détection électronique pour le suivi spatial des particules

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to ...