Wir danken der Kenis Gruppe an der University of Illinois at Urbana-Champaign für hilfreiche Diskussionen und großzügig bietet Einsatz von Reinräumen. Diese Arbeit wurde durch ein NIH Pathway to Independence PI-Preis finanziert wird, unter Grant No 4R00HG004183-03 (Charles M. Schroeder und Melikhan Tanyeri). Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation durch eine Graduate Research Fellowship an Eric M. Johnson-Chavarria unterstützt.

Der hydrodynamische Falle besteht aus einem Zwei-Schicht-Hybrid (Polydimethylsiloxan (PDMS) / Glas) Mikrofluidikvorrichtung für Teilcheneinschluss. Schritte 1-2 beschreiben die Herstellung von mikrofluidischen Bauteilen und die Schritte 3-4 zu diskutieren Gerät Design und Bedienung. 1. SU-8 Mold Fabrication (nicht im Video gezeigt) <ol><li> Saubere zwei Silizium-Wafern (3 &quot;Durchmesser) mit Aceton und Isopropylalkohol (IPA). </li><li> Dry-Wafer mit N 2 und legen Sie sie auf einer Heizplatte bei 65 ° C für 1 min, um restliche Feuchtigkeit zu entfernen. </li><li> Spin Mantel Wafer # 1 mit SU-8 Fotolack 2050 (PR) für 30 sec bei 4000 Umdrehungen pro Minute, eine ca. 40 mu m dicke Form für die Fluidik-Ebene zu erstellen. Spin Mantel Wafer # 2 mit PR für 30 sec bei 1500 rpm zu einem ~ 150 um dicken Form für die Kontrolle Ebene zu erstellen. </li><li> Weiche backen Wafer # 1 bei 65 ° C für 3 min und dann bei 95 ° C für 6 min. Weiche backen Wafer # 2 bei 65 ° C für 5 min und dann bei 95 ° C für 20 min. </li><li> Expose Wafer UV mit ihren jeweiligen Masken (Wafer # 1: Anschlüsse und Fluidik-Kanäle, Wafer # 2: Hafen-und Control Layer) und entsprechende Bestrahlungsstärke (~ 150 mJ / cm 2, ~ 260 mJ / cm 2). </li><li> Beitrag backen Wafer # 1 bei 65 ° C für 1 min und dann bei 95 ° C für 6 min. Beitrag backen Wafer # 2 bei 65 ° C für 5 min und dann bei 95 ° C für 10 min. </li><li> Develop-Wafer mit Propylenglykolmethylether (PGMEA) bis unausgehärtet PR wird entfernt. Rinse-Wafer mit IPA und trocken, mit N 2. </li></ol> 2. Mikrofluidikvorrichtung Fabrication <ol><li> Silanisieren der Oberfläche des SU-8 Formen, indem die Wafer in einem Exsikkator unter Vakuum für ca. 10 min mit einer Glasschale mit ein paar Tropfen von Trichlorsilan. Oberflächensilanisierung hilft bei der Ablösung der (PDMS) Repliken aus dem SU-8 Formen. </li><li> Mix und Degas PDMS in der Basis: Vernetzer von 15:1 und 5:1 für die Fluidik und Kontrolle Schichten jeweils. </li><li> Spin beschichten 15.01 PDMS-Mischung auf die Fluidik-Schicht Schimmel (Wafer # 1) für 30 sec bei 750 Umdrehungen pro Minute und dann die Wafer in einer Petrischale. Legen Sie die Kontrolle Schicht Schimmel in eine Petrischale und gieße 05.01 PDMS-Mischung auf die Form zu einer Dicke von ca. 4 mm. </li><li> Waffeln backen / PDMS 30 min bei 70 ° C, teilweise Heilung der PDMS-Schichten. </li><li> Nach dem Abkühlen die Wafer / PDMS auf Raumtemperatur, schneiden Sie die PDMS Replik, die die Kontrolle Schicht (Wafer # 2) bilden wird, aus der Petrischale mit einem Skalpell und ziehen Sie aus dem SU-8 Form. Locher einen Zugang Port an den Mikrokanal, der als On-Chip-Membran-Ventil mit einer 21-Gauge-Nadel fungieren wird. </li><li> Legen Sie die PDMS Replik mit der Steuerung Schicht auf dem Wafer # 1 (was hat das Spin-Coating PDMS Fluidik-Schicht). Sorgfältig ausrichten und dichten die Kontrolle Schicht auf die Fluidik-Schicht mit einem Stereo-Mikroskop. Vergewissern Sie sich, um alle Luftblasen zwischen den Schichten und backen entfernen bei 70 ° C über Nacht vollständig zu heilen beide Schichten. Das Backen Schritt wird in einer monolithischen PDMS Platte mit zwei Schichten. </li><li> Nach dem Abkühlen auf Raumtemperatur, schneiden und schälen die PDMS Replik, die sowohl die Steuerung und die Fluidik-Schichten aus dem SU-8 Form mit einem Skalpell. Entfernen Sie überschüssiges PDMS und trennen Sie die einzelnen Geräte-Einheit mit einer Rasierklinge. Locher Zugänge zu den Mikrokanälen in der fluidischen Schicht mit einer 21-Gauge-Nadel. </li><li> Bond der PDMS-Stempel auf einem Deckglas eine komplette Gerät zu erhalten. Zuerst reinigen einem Deckglas (No: 1,5, 24 x 45 mm) mit Aceton und IPA. Als nächstes behandeln sowohl das Deckglas und die PDMS Replik Oberflächen mit Sauerstoff-Plasma unter 500 mTorr für 30 sec, und sofort bringen die beiden Oberflächen in Kontakt zu einer irreversiblen Dichtung zu bilden. </li><li> Backen Sie die Geräte über Nacht, um die Bindung zwischen dem PDMS-Schichten und das Deckglas zu erhöhen. </li></ol> Schritte 3-4 beschreiben die Umsetzung der hydrodynamischen Falle mit dem Mikrofluidikvorrichtung oben beschrieben. 3. Hydrodynamische Trap-Versuchsaufbau <ol><li> Legen Sie die Mikrofluidikvorrichtung auf die Bühne eines inversen Mikroskops und sichern Sie sie mit der Bühne Clips. </li><li> Füllen Sie zwei gasdichten Spritzen separat mit Puffer und Probe-Lösungen und legen sie auf ein Harvard Apparatus Spritzenpumpe (PHD 2000 Programmable). Der Puffer und die Probe-Lösungen sind die Mikrofluidik-Gerät über eine 1 ml und 250 ul Spritze geliefert bzw.. In der Regel mit einem 50 mM Tris / Tris-HCl-Puffer (pH 8,0) 0,02% v / v Triton X-100 wird als Puffer-Lösung verwendet. Die Probe-Lösung besteht aus einer Partikelsuspension (z. B. fluoreszierende Polystyrolkügelchen) in der Pufferlösung. </li><li> Stellen Sie die fluidischen Verbindungen zwischen den Spritzen (Bereitstellung der Probe und der buffer) und der Mikrofluidik-Gerät. Schließen Sie die Spritzen zu 1 / 16 &quot;Außendurchmesser (OD) x 0,020&quot; Innendurchmesser (ID) Perfluoralkoxy (PFA)-Schlauch mit Luer-Lock-Adapter. Schließen Sie das andere Ende des PFA-Schlauch mit dem Einlass-Ports des mikrofluidischen Gerät mit 24 Gauge metal Schlauch. Ein T-Ventil kann zwischen der Probe Spritze und der Probe-Anschluss auf der mikrofluidischen Gerät Probelieferung Kontrolle gestellt werden. </li><li> Stellen Sie die fluidischen Anschlüsse für die Auslasskanäle in der mikrofluidischen Gerät. Verbinden Sie die beiden Auslasskanäle zu PFA-Schlauch (16.1 &quot;OD x 0,020&quot; ID) mit 24 Gauge Metallrohr. Die PFA-Schlauch für die Steckdosen sollten gleich lang sein. Tauchen Sie beide Auslaßrohre in ein 1,5 ml Zentrifugenröhrchen mit Puffer-Lösung, die auf einen konstanten Druckabfall zwischen dem Spritzen und der Auslasskanäle zu halten dient gefüllt. </li><li> Füllen Sie den On-Chip-Ventil mit fluorierten Trägeröl mit einem 3 ml Luer-Lock-Kunststoff-Spritze in die Luft austritt in die Fluidik-Schicht während des Betriebs zu verhindern. Die Luft in der Ventilkammer durch die PDMS-Membran in den Mikrokanal in der fluidischen Schicht geschoben und später aus dem Gerät mit Fluidstrom durch die Auslassöffnungen entfernt. </li><li> Schließen Sie einen Druck Inertgas (Stickstoff) die Einspeisung in den Hafen in der Steuerungsebene für On-Chip-Ventils. Zu diesem Zweck verwenden wir ein Stickstofftank (2200 psi) und einem elektronischen Druckregler für 0-30 PSI, die On-Chip-Ventil in der Mikrofluidik-Gerät zu versorgen. Der Stickstoff-Tank ist es, den Druckregler mit ¼ &quot;OD x 0,170&quot; ID Schlauch verbunden. Der Druckregler ist die Mikrofluidik-Gerät über 1 / 16 &quot;OD x 0,020&quot; ID PFA-Schlauch mit 24 Gauge Metallrohr an der Endstation verbunden. </li><li> Spülen Sie die fluidischen Anschlüsse und die Mikrofluidik-Gerät mit 0,5 ml Puffer-Lösung, um sicherzustellen, dass alle Luftblasen aus dem System, einschließlich der Auslasskanäle werden entfernt. Typische Flussraten für das Clearing von Luftblasen zwischen 2000-5000 ul / h eingesetzt. Nach der Luftblasen aus der mikrofluidischen Kanälen gespült werden, reduzieren den Durchfluss von 50-100 ul / h, was einer typischen Volumenstrom für Teilchenphysik Trapping ist. </li><li> An diesem Punkt sind die fluidischen Verbindungen etabliert, die Probe und die Pufferlösungen sind die Mikrofluidik-Gerät zu einem festen Durchfluss (50-100 ul / h) geliefert, und das Gerät ist bereit für hydrodynamische Trapping. </li></ol> 4. Hydrodynamische Trapping Procedure <ol><li> Führen Sie das custom-built LabVIEW-Code, der Partikel-Trapping automatisiert (siehe Hinweis zur Verwendung von LabVIEW-Code unten). </li><li> Mit dem Mikroskop xy Übersetzung Bühne, positionieren Sie den Trapping-Region (cross-Slot) in der Mitte der Kamera zu sehen. Bringen Sie das Einfangen Region in den Fokus des Objektivs und passen Sie die Einstellungen der Kamera zur Bildgebung zu optimieren. </li><li> Wählen Sie einen rechteckigen Bereich von Interesse (ROI) innerhalb der Kamera Sichtfeld, so dass das Zentrum der ROI wird die Position der Falle entfernt werden. </li><li> Initialisieren Sie den Offset-Druck auf den On-Chip-Ventil. In einer der Auslasskanäle, ist eine 100-200 um breite Engstelle eingeführt, um eine Offset-Druck für die On-Chip-Ventil bieten. Die ständige Off-Set Druck ermöglicht die On-Chip-Ventil zum Staupunkt Position in der Nähe der Mitte des Kanals Kreuzschlitz anzupassen. Bei den meisten Experimenten wird der Offset Druck von 0-12 psi je nach Kanal Abmessungen (Höhe und Breite), die Verengung Breite und die Spezifikationen der On-Chip (Ventil Größe, Membrandicke, etc.) gesetzt. </li><li> Initiieren Sie die Feedback-Controller und stellen Sie die Proportionalverstärkung zu fangen Reaktion zu optimieren. Das Feedback-Controller passt die Druck auf den On-Chip-Ventil, um den Staupunkt Position, die den Fehler oder den Abstand zwischen den Teilchen und die eingestellte Punkt (trap Mitte) minimiert bewegen. Abhängig von der Fließgeschwindigkeit und der On-Chip-Ventilstellung, gibt es eine optimale Proportionalverstärkung Wert, der Trap-Stabilität erhöht und eliminiert unerwünschte Partikel Schwingungen. </li><li> Trap-Teilchen. Die LabVIEW-Code wird automatisch Falle eines der Teilchen in die Trapping-Region. Sobald eine gewünschte Partikelgröße gefangen ist, ist es möglich, schalten Sie die Probe fließen und zu isolieren, die gefangenen Partikels in Pufferlösung, falls gewünscht. </li><li> Überwachen Sie den gefangenen Partikels und pflegen Partikel Fokus innerhalb der Bildebene mit manuellem Fokus oder ein automatisiertes Mikroskop Fokus Setup. Es kann notwendig sein, um etwas Einstellen der Proportionalverstärkung des Feedback-Controller, um Trap Stabilität im Laufe einer langen Zeitskala Fangpro (Minuten bis Stunden) zu gewährleisten. </li></ol> LabVIEW Code: Hinweis zur Verwendung für Feedback-Controller Automatisierte Partikel Trapping wird durch eine lineare Regelung Algorithmus implementiert eine benutzerdefinierte LabVIEW-Code. Die LabVIEW-Code erfasst Bilder von einer CCD-Kamera und überträgt ein elektrisches Potential (Spannung) an einen Druckregler, die aktiv moduliert die Position (teilweise offen / geschlossen Zustand) eines On-Chip-dynamischen pneumatisches Ventil. Da das Ventil Position geändert, die hydrodynamischen Durchfluss in einer Ausgangsleitung is angepasst und damit Re-Positionierung der Staupunkt und damit hydrodynamische Trapping. Die Schritte in die Feedback-Schleife werden nacheinander und iterativ in Höhe von Bilderfassung (10-60 Hz) ausgeführt. Die LabVIEW-Code führt die folgenden Schritte bei jeder Feedback-Schleife-Zyklus: <ul><li> . Und einer CCD-Kamera: Die Bilderfassung wird ein Bild für ein &quot;Ziel&quot; Teilchen in der Trapping-Region des Mikrofluidikvorrichtung mittels Fluoreszenz-Mikroskopie mit einem 10fach Objektiv (0,4 NA) erworben. </li><li> Particle Tracking-Systems. Particle Schwerpunkt Position bestimmt wird, und die Partikel-Tracking-Algorithmus wird eingeleitet. Die Partikel werden durch den Einbau der Emissionsintensität Profil des Teilchens zu einem Point Spread Function (PSF), aus denen der Schwerpunkt Position ermittelt lokalisiert. </li><li> Flow-Bereich zu kontrollieren. Die aktualisierte Druck für die On-Chip-dynamische Ventil bestimmt wird anhand eines Feedback-Algorithmus mit einem Proportional-Regler. Auf diese Weise wird die Aktion des Ventils neu zu positionieren Staupunkt, die eine hydrodynamische Kraft übt auf die Partikel, um die Teilchen in Richtung der Falle Zentrum zu lenken. </li></ul> Die LabVIEW-Code zeichnet die folgenden Daten für jedes Bild während der Partikel-Trapping erfasst: 1) Zeit, 2 abgelaufen) Schwerpunkt (x, y) Position des gefangenen Partikels, 3) Position der Falle entfernt, 4) Entfernung des Teilchens von der Trap-Zentrum, 5) Druck auf den On-Chip-Ventil. Darüber hinaus wird der Code auch Aufzeichnungen ein Film des gefangenen Partikels in AVI-Format. 5. Repräsentative Ergebnisse Wir gefangen fluoreszierenden Polystyrol-Kügelchen unterschiedlicher Größe (100, 540, 830 nm und 2,2 Mikrometer Durchmesser) mit einem hydrodynamischen Falle. Abbildung 1 (a) zeigt ein Bild eines Teilchens auf das Kreuz-Schlitz-Übergang in einer mikrofluidischen Vorrichtung gefangen. Die Flugbahn eines gefangenen Partikels kann direkt aus dem Schwerpunkt Positionsdaten von der LabVIEW-Code in einem Trapping-Ereignis oder durch Verfolgung und Lokalisierung der eingeschlossenen Partikel aus den aufgezeichneten Videodatei aufgezeichnet bestimmt werden. Abbildung 1 (b) zeigt die Flugbahn eines gefangenen Partikels (2,2 um fluoreszierende Polystyrolkugel) entlang der Auslasskanal Richtung. Die Perle ist zunächst gefangen (Quadrate) für 3 min und wird dann aus der Falle und entweicht entlang einer der Auslasskanäle (Kreise) veröffentlicht. Teilchenbahnen entlang der Kompressions-flow-Achse (Einlasskanal Richtung; Daten nicht gezeigt) sind ähnlich Partikeltrajektorien entlang der Dehnströmung Achse (Abfluss Richtung), wie in Abbildung 1 (b) gezeigt. Ein Histogramm der Teilchenphysik Verschiebung aus der Falle Zentrum für ein gefangenes Wulst (2,2 Mikrometer Durchmesser) entlang der Auslasskanal Richtungen ist in Abbildung 1 (c) gezeigt. Mit dem Feedback-Algorithmus in dieser Arbeit beschrieben werden, sind eingeschlossen Partikel im Bereich von ± 1 um die Falle Zentrum entlang der Ein-und Auslass-Kanal Richtungen beschränkt. Eine schematische Darstellung der mikrofluidischen Vorrichtung zur hydrodynamischen Trapping verwendet wird in Abbildung 2 dargestellt. Die integrierte Mikrofluidik-Gerät besteht aus einem fluidischen Schicht und einer Steuerungsebene und wird hergestellt unter Verwendung von Standard Multilayer Softlithographie wie in diesem Artikel beschrieben. Die fluidische Schicht enthält die Puffer und Probe-Kanäle, sowie das Kreuz-Schlitz-Geometrie zu hydrodynamischen Trapping zu erleichtern. Die Steuerung besteht aus einer pneumatischen Ventils über einen der Auslasskanäle in der fluidischen Schicht positioniert, und der Kontroll-und Fluidik-Schichten sind durch eine dünne elastomere Membran getrennt sind. Während Betrieb des Geräts wird das Ventil in der Kontrollgruppe Schicht unter Druck mit Stickstoff, der die dünne Membran, in die fluidische Schicht Kräfte, dabei wird eine Verengung in den Auslasskanal. Die dynamische pneumatisches Ventil verengt den Auslasskanal durch variable Beträge durch Änderung des Drucks auf das Steuerelement angewendet Schicht, die die relativen Geschwindigkeiten passt in die Auslasskanäle und ermöglicht feinskaligen Kontrolle der Staupunkt. <img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1: Particle Überfüllung. (A) Bild von einer einzigen Kugel in den hydrodynamischen Falle beschränkt. Zusätzlich zu den Wulst an der Falle entfernt, sind mehrere abgefangene Perlen in der Trapping-Region gezeigt. (B) Bahn eines gefangenen Partikels entlang der Auslasskanäle (Quadrate). Wenn die Teilchen aus der Falle (Pfeil) freigesetzt wird, entweicht es entlang einer der Auslasskanäle (Kreise). (C) Histogramm der Verschiebung der gefangenen Wulst (2,2 m Durchmesser) aus der Falle Zentrum entlang der Auslasskanäle. <img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2:. Schematische Darstellung der mikrofluidischen Vorrichtung zur hydrodynamischen Trapping Der hydrodynamische Falle ist unter Verwendung eines Zwei-Schicht-Mikrofluidikvorrichtung. Die fluidische Schicht besteht aus einer Probeneinlass, funser Puffer Buchten und zwei abflussöffnungen. Die Steuerung besteht aus einer pneumatischen Membran-Ventil auf der Oberseite eines der Auslasskanäle in der fluidischen Schicht entfernt. Eine Verengung in der gegnerischen Auslasskanal bietet eine Offset-Druck für das pneumatische Ventil. Typische Kanalabmessungen Bereich zwischen 100-500 um. Im Bereich (A), ist Probeneinlass flow von zwei Puffer Buchten konzentriert. Im Bereich (B), gegen Einlass-Streams auf das Kreuz-Schlitz Kreuzung, wo Trapping tritt zusammen. Das pneumatische Ventil (C) befindet sich oben auf einem der Auslasskanäle positioniert. Der Staupunkt Position moduliert wird durch die Regelung Druck auf das Ventil.

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	<li>Tanyeri, M., Johnson-Chavarria, E. M., Schroeder, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrodynamic+Trap+for+Single+Particles+and+Cells.">Hydrodynamic Trap for Single Particles and Cells.</a> Applied Physics Letters. 96, 224101-224101 (2010).</li><li>Ashkin, A., Dziedzic, J. M., Bjorkholm, J. E., Chu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observation+of+a+Single-Beam+Gradient+Force+Optical+Trap+for+Dielectric+Particles.">Observation of a Single-Beam Gradient Force Optical Trap for Dielectric Particles.</a> Optics Letters. 11, 288-290 (1986).</li><li>Neuman, K. C., Block, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+trapping.">Optical trapping.</a> Review of Scientific Instruments. 75, 2787-2809 (2004).</li><li>Gosse, C., Croquette, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetic+tweezers:+Micromanipulation+and+force+measurement+at+the+molecular+level.">Magnetic tweezers: Micromanipulation and force measurement at the molecular level.</a> Biophysical Journal. 82, 3314-3329 (2002).</li><li>Chiou, P. Y., Ohta, A. T., Wu, M. C., C, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+manipulation+of+single+cells+and+microparticles+using+optical+images.">Massively parallel manipulation of single cells and microparticles using optical images.</a> Nature. 436, 370-372 (2005).</li><li>Cohen, A. E., Moerner, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+for+trapping+and+manipulating+nanoscale+objects+in+solution.">Method for trapping and manipulating nanoscale objects in solution.</a> Applied Physics Letters. 86, 093109-09 (2005).</li><li>Evander, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+acoustic+cell+trapping+in+a+microfluidic+perfusion+system+for+online+bioassays&amp;quot;,+Analytical+Chemistry+79.">Noninvasive acoustic cell trapping in a microfluidic perfusion system for online bioassays&amp;quot;, Analytical Chemistry 79.</a> , 2984-2991 (2007).</li><li>Unger, M. A., Chou, H. P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monolithic+microfabricated+valves+and+pumps+by+multilayer+soft+lithography.">Monolithic microfabricated valves and pumps by multilayer soft lithography.</a> Science. 288, 113-116 (2000).</li><li>Kim, M. C., Wang, Z. H., Lam, R. H. W., Thorsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Building+a+better+cell+trap:+Applying+Lagrangian+modeling+to+the+design+of+microfluidic+devices+for+cell+biology.">Building a better cell trap: Applying Lagrangian modeling to the design of microfluidic devices for cell biology.</a> Journal of Applied Physics. 103, (2008).</li><li>Lutz, B. R., Chen, J., Schwartz, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrodynamic+tweezers:+1.+Noncontact+trapping+of+single+cells+using+steady+streaming+microeddies.">Hydrodynamic tweezers: 1. Noncontact trapping of single cells using steady streaming microeddies.</a> Analytical Chemistry. 78, 5429-5435 (2006).</li></ol>

Aktuelle mikrofluidische Methoden zur Bestimmung der Manipulation auf hydrodynamischen Fluss basieren, können als Kontakt-oder berührungslose Methoden charakterisiert werden. Kontakt-basierte Methoden Strömung physisch zu beschränken und zu immobilisieren Partikel gegen mikrofabrizierten Kanalwände 9, während berührungslose Methoden auf zirkulierende Strömung oder microeddies 10 verlassen. In dieser Arbeit präsentieren wir eine Methode zur freien Lösung Partikel Trapping mit der alleinige...

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		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
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		<tbody>
		
<tr>
<td>21 gauge blunt needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Zephyrtronics</td>
<td> ZT-5-021-1-L</td>
<td>For punching port holes in PDMS</td>
</tr>
<tr>
<td>3 ml plastic syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD</td>
<td>309585</td>
<td>For filling valve with oil</td>
</tr>
<tr>
<td>Si wafers</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>University Wafer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> 3&#x201D; P(100) single side polished 380 &mu;m test grade</td>
</tr>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR</td>
<td>48404-428</td>
<td>24 x 40 mm #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>DAQ card</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>PCI 6229</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fluorescent beads</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Spherotech</td>
<td>FP-2056-2</td>
<td>2.2 &mu;m Nile red</td>
</tr>
<tr>
<td>Fluorinert </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>3M</td>
<td>FC 40</td>
<td>Fluorinated carrier oil</td>
</tr>
<tr>
<td>Inverted Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus</td>
<td>IX-71</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>LabVIEW</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>Version 9.0f3 (32bit)</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Stereo Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Leica</td>
<td>MZ6</td>
<td>For aligning PDMS control layer to fluidic layer.</td>
</tr>
<tr>
<td>Mechanical Convection Oven</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> VWR</td>
<td>1300U</td>
<td>For baking devices to create monolithic PDMS slabs with two layers.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microfluidic tubing and connectors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Upchurch Scientific</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>1/16 x .020 PFA tubing and super flangeless fittings</td>
</tr>
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE Silicones</td>
<td>RTV 615 A&amp;B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Plasma Chamber</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harrick</td>
<td>PDC-001</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pressure Transducer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Proportion Air</td>
<td>DQPV1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Spin Coater</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Specialty Coating Systems</td>
<td>G3P-8 Spin Coat</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Photoresist</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>MicroChem</td>
<td>SU 8 2050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>PHD 2000 Programmable</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Terminal Block</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>BNC 2110</td>
<td>For analog output to pressure regulator and read out.</td>
</tr>
<tr>
<td>UV Collimated Light Source and Exposure System</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>OAI</td>
<td>Model 30 Enhanced Light Source</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

a microfluidic-based hydrodynamic trap for single particles

Die Fähigkeit, zu beschränken und zu manipulieren einzelne Partikel in freier Lösung ist eine Schlüsseltechnologie für die Grundlagenforschung und angewandter Forschung. Verfahren zur Partikel-Trapping auf optischen, magnetischen, elektrokinetischen und akustische Techniken haben zu großen Fortschritten in der Physik und der Biologie von der molekularen bis zellulärer Ebene geführt. In diesem Artikel stellen wir eine neue mikrofluidische-basierte Methode zur Bestimmung der Überfüllung und Manipulation ausschließlich auf hydrodynamische Strömung basiert. Mit dieser Methode zeigen wir, von Mikro-und Nano-Partikel Trapping in wässrigen Lösungen zur langen Zeitskalen. Der hydrodynamische Falle besteht aus einem integrierten mikrofluidischen Gerät mit einem Kreuz-Schlitz-Geometrie, wo zwei gegensätzliche laminaren Strömungen konvergieren, wodurch eine ebene Dehnströmung mit einer Flüssigkeit Staupunkt (Null-Geschwindigkeit Punkt). In diesem Gerät werden die Partikel in der Falle Zentrum durch eine aktive Steuerung des Strömungsfeldes beschränkt sich auf Partikel Position an der Flüssigkeit Staupunkt aufrecht zu erhalten. Auf diese Weise werden Partikel effektiv in freier Lösung gefangen mit einem Feedback-Algorithmus mit einer custom-built LabVIEW-Code implementiert. Der Regelalgorithmus besteht aus Bildaufnahme für ein Teilchen in der mikrofluidischen Gerät, das von particle tracking, Bestimmung der Partikelgröße Schwerpunkt Position und aktive Anpassung der Strömung durch die Regelung der Druck, der auf einem On-Chip pneumatisches Ventil mit einem Druckregler gefolgt. Auf diese Weise auf die On-Chip-dynamischen Dosierventil Funktionen der relativen Strömungsgeschwindigkeiten im Auslasskanäle regulieren, wodurch feine angelegte Kontrolle der Staupunkt Position und Partikel-Trapping. Die Mikrofluidik-basierten hydrodynamischen Falle weist mehrere Vorteile, wie eine Methode zur Partikel-Trapping. Hydrodynamische Trapping ist für beliebige Partikel ohne spezifische Anforderungen an die physikalischen oder chemischen Eigenschaften der eingeschlossenen Objekt möglich. Darüber hinaus ermöglicht hydrodynamischen Trapping Einschluss einer &quot;single&quot; Zielobjekt in konzentrierter oder überfüllten Partikelsuspensionen, was schwierig ist mit alternativen Kraftfeld-basierte Fangmethoden. Der hydrodynamische Falle ist benutzerfreundlich, einfach zu implementieren und zu bestehenden mikrofluidischen Systemen hinzugefügt werden, um Überfüllung und langjähriger Analyse von Partikeln zu erleichtern. Insgesamt ist die hydrodynamische Falle eine neue Plattform für Entbindung, Mikromanipulation und Beobachtung von Teilchen ohne Oberflächenimmobilisierung und eliminiert die Notwendigkeit für den Einsatz in perturbative optische, magnetische und elektrische Felder in der freien Lösung Fang von kleinen Partikeln.

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A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

In diesem Artikel präsentieren wir einen mikrofluidischen-basiertes Verfahren zur Teilcheneinschluss auf hydrodynamische Strömung. Wir zeigen, stabile Partikel Trapping auf die Flüssigkeit Staupunkt mit einem Feedback-Kontrollmechanismus, wodurch der Entbindung und Mikromanipulation von beliebigen Teilchen in einem integrierten Kleinstgerätes.

Einem mikrofluidischen-basierte Hydrodynamische Trap für einzelne Teilchen

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

a-microfluidic-based-hydrodynamic-trap-for-single-particles

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Serie: A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and pathways as well as its ease of cultivation. Several C. elegans disease models have been reported, including neurodegenerative disorders such as Parkinson's disease (PD), which involves the degeneration of dopaminergic (DA) neurons 1. Both transgenes and neurotoxic chemicals have been used to induce DA neurodegeneration and consequent movement defects in worms, allowing for investigations into the basis of neurodegeneration and screens for neuroprotective genes and compounds 2,3.
Screens in lower eukaryotes like C. elegans provide an efficient and economical means to identify compounds and genes affecting neuronal signaling. Conventional screens are typically performed manually and scored by visual inspection; consequently, they are time-consuming and prone to human errors. Additionally, most focus on cellular level analysis while ignoring locomotion, which is an especially important parameter for movement disorders.
We have developed a novel microfluidic screening system (Figure 1) that controls and quantifies C. elegans' locomotion using electric field stimuli inside microchannels. We have shown that a Direct Current (DC) field can robustly induce on-demand locomotion towards the cathode ("electrotaxis") 4. Reversing the field's polarity causes the worm to quickly reverse its direction as well. We have also shown that defects in dopaminergic and other sensory neurons alter the swimming response 5. Therefore, abnormalities in neuronal signaling can be determined using locomotion as a read-out. The movement response can be accurately quantified using a range of parameters such as swimming speed, body bending frequency and reversal time.
Our work has revealed that the electrotactic response varies with age. Specifically, young adults respond to a lower range of electric fields and move faster compared to larvae 4. These findings led us to design a new microfluidic device to passively sort worms by age and phenotype 6.
We have also tested the response of worms to pulsed DC and Alternating Current (AC) electric fields. Pulsed DC fields of various duty cycles effectively generated electrotaxis in both C. elegans and its cousin C. briggsae 7. In another experiment, symmetrical AC fields with frequencies ranging from 1 Hz to 3 KHz immobilized worms inside the channel 8.
Implementation of the electric field in a microfluidic environment enables rapid and automated execution of the electrotaxis assay. This approach promises to facilitate high-throughput genetic and chemical screens for factors affecting neuronal function and viability.

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans&#039; Locomotion

A semi-automated micro-electro-fluidic method to induce on-demand locomotion in Caenorhabditis elegans is described. This method is based on the neurophysiologic phenomenon of worms responding to mild electric fields (&#x201C;electrotaxis&#x201D;) inside microfluidic channels. Microfluidic electrotaxis serves as a rapid, sensitive, low-cost, and scalable technique to screen for factors affecting neuronal health.

Mikrofluidik-basierten electrotaxis für On-Demand-Quantitative Analyse von<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; &#39;Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

Forschung

Biotechnik

Protocol for Relative Hydrodynamic Assessment of Tri-leaflet Polymer Valves

Limitations of currently available prosthetic valves, xenografts, and homografts have prompted a recent resurgence of developments in the area of tri-leaflet polymer valve prostheses. However, identification of a protocol for initial assessment of polymer valve hydrodynamic functionality is paramount during the early stages of the design process. Traditional in vitro pulse duplicator systems are not configured to accommodate flexible tri-leaflet materials; in addition, assessment of polymer valve functionality needs to be made in a relative context to native and prosthetic heart valves under identical test conditions so that variability in measurements from different instruments can be avoided. Accordingly, we conducted hydrodynamic assessment of i) native (n = 4, mean diameter, D = 20 mm), ii) bi-leaflet mechanical (n= 2, D = 23 mm) and iii) polymer valves (n = 5, D = 22 mm) via the use of a commercially available pulse duplicator system (ViVitro Labs Inc, Victoria, BC) that was modified to accommodate tri-leaflet valve geometries. Tri-leaflet silicone valves developed at the University of Florida comprised the polymer valve group. A mixture in the ratio of 35:65 glycerin to water was used to mimic blood physical properties. Instantaneous flow rate was measured at the interface of the left ventricle and aortic units while pressure was recorded at the ventricular and aortic positions. Bi-leaflet and native valve data from the literature was used to validate flow and pressure readings. The following hydrodynamic metrics were reported: forward flow pressure drop, aortic root mean square forward flow rate, aortic closing, leakage&#160;and regurgitant volume, transaortic closing, leakage, and total energy losses. Representative results indicated that hydrodynamic metrics from the three valve groups could be successfully obtained by incorporating a custom-built assembly into a commercially available pulse duplicator system and subsequently, objectively compared to provide insights on functional aspects of polymer valve design.

There has been renewed interest in developing polymer valves. Here, the objectives are to demonstrate the feasibility of modifying a commercial pulse duplicator to accommodate tri-leaflet geometries and to define a protocol to present polymer valve hydrodynamic data in comparison to native and prosthetic valve data collected under near-identical conditions.

Protokoll für Relative Hydrodynamische Beurteilung der Tri-Polymer Merkblatt Ventile

Limitations of currently available prosthetic valves, xenografts, and homografts have prompted a recent resurgence of developments in the area of ...

Investigating Receptor-ligand Systems of the Cellulosome with AFM-based Single-molecule Force Spectroscopy

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the enzymes onto the noncatalytic scaffold protein is directed by interactions among a family of related receptor-ligand pairs comprising interacting cohesin and dockerin modules. The extremely strong binding between cohesin and dockerin modules results in dissociation constants in the low picomolar to nanomolar range, which may hamper accurate off-rate measurements with conventional bulk methods. Single-molecule force spectroscopy (SMFS) with the atomic force microscope measures the response of individual biomolecules to force, and in contrast to other single-molecule manipulation methods (i.e.&#160;optical tweezers), is optimal for studying high-affinity receptor-ligand interactions because of its ability to probe the high-force regime (&#62;120 pN). Here we present our complete protocol for studying cellulosomal protein assemblies at the single-molecule level. Using a protein topology derived from the native cellulosome, we worked with enzyme-dockerin and carbohydrate binding module-cohesin (CBM-cohesin) fusion proteins, each with an accessible free thiol group at an engineered cysteine residue. We present our site-specific surface immobilization protocol, along with our measurement and data analysis procedure for obtaining detailed binding parameters for the high-affinity complex. We demonstrate how to quantify single subdomain unfolding forces, complex rupture forces, kinetic off-rates, and potential widths of the binding well. The successful application of these methods in characterizing the cohesin-dockerin interaction responsible for assembly of multidomain cellulolytic complexes is further described.

Cellulosomes are multienzyme complexes designed for digesting cellulose. AFM-based SMFS was used to study the mechanical properties and folding configuration of cellulosome-associated protein assemblies. We present a complete workflow for protein immobilization, data acquisition, and data analysis to study the interactions of individual receptor-ligand complexes involved in cellulosome assembly.

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the ...

A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration of pre-processing steps. Utilizing these devices towards the analysis of DNA hybridization events is important because it offers a technology for real time assessment of biomarkers at the point-of-care for various diseases. However, when the device footprint decreases the dominance of various physical phenomena increases. These phenomena influence the fabrication precision and operation reliability of the device. Therefore, there is a great need to accurately fabricate and operate these devices in a reproducible manner in order to improve the overall performance. Here, we describe the protocols and the methods used for the fabrication and the operation of a microfluidic-based electrochemical biochip for accurate analysis of DNA hybridization events. The biochip is composed of two parts: a microfluidic chip with three parallel micro-channels made of polydimethylsiloxane (PDMS), and a 3 x 3 arrayed electrochemical micro-chip. The DNA hybridization events are detected using electrochemical impedance spectroscopy (EIS) analysis. The EIS analysis enables monitoring variations of the properties of the electrochemical system that are dominant at these length scales. With the ability to monitor changes of both charge transfer and diffusional resistance with the biosensor, we demonstrate the selectivity to complementary ssDNA targets, a calculated detection limit of 3.8 nM, and a 13% cross-reactivity with other non-complementary ssDNA following 20 min&#160;of incubation. This methodology can improve the performance of miniaturized devices by elucidating on the behavior of diffusion at the micro-scale regime and by enabling the study of DNA hybridization events.

We present a microfluidic-based electrochemical biochip for DNA hybridization detection. Following ssDNA probe functionalization, the specificity, sensitivity, and detection limit are studied with complementary and non-complementary ssDNA targets. Results illustrate the influence of the DNA hybridization events on the electrochemical system, with a detection limit of 3.8 nM.

Einem mikrofluidischen Biochip-basierte Elektrochemische für Markierungsfreie DNA-Hybridisierungsanalyse

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration ...

Ordering Single Cells and Single Embryos in 3D Confinement: A New Device for High Content Screening

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening based on cells in such environments have therefore serious limitations: cell organelles show extreme phenotypes, cell morphologies and sizes are heterogeneous and/or specific cell organelles cannot be properly visualized. In addition, cells in vivo are located in a 3D environment; in this situation, cells show different phenotypes mainly because of their interaction with the surrounding extracellular matrix of the tissue. In order to standardize and generate order of single cells in a physiologically-relevant 3D environment for cell-based assays, we report here the microfabrication and applications of a device for in vitro 3D cell culture. This device consists of a 2D array of microcavities (typically 105 cavities/cm2), each filled with single cells or embryos. Cell position, shape, polarity and internal cell organization become then normalized showing a 3D architecture. We used replica molding to pattern an array of microcavities, &#8216;eggcups&#8217;, onto a thin polydimethylsiloxane (PDMS) layer adhered on a coverslip. Cavities were covered with fibronectin to facilitate adhesion. Cells were inserted by centrifugation. Filling percentage was optimized for each system allowing up to 80%. Cells and embryos viability was confirmed. We applied this methodology for the visualization of cellular organelles, such as nucleus and Golgi apparatus, and to study active processes, such as the closure of the cytokinetic ring during cell mitosis. This device allowed the identification of new features, such as periodic accumulations and inhomogeneities of myosin and actin during the cytokinetic ring closure and compacted phenotypes for Golgi and nucleus alignment. We characterized the method for mammalian cells, fission yeast, budding yeast, C. elegans with specific adaptation in each case. Finally, the characteristics of this device make it particularly interesting for drug screening assays and personalized medicine.

We report a device and a new method to study cells and embryos. Single cells are precisely ordered in microcavity arrays. Their 3D confinement is a step towards 3D environments encountered in physiological conditions and allows organelle orientation. By controlling cell shape, this setup minimizes variability reported in standard assays.

Bestellen Einzelzellen und Einzel Embryos in 3D Confinement: Ein neues Gerät für High Content Screening

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening ...

Cultivation of Mammalian Cells Using a Single-use Pneumatic Bioreactor System

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized medicine innovations. However, translating these advances into therapeutic applications will require in vitro systems that allow for robust, flexible, and cost effective bioreactor systems. There are several bioreactor systems currently utilized in research and commercial settings; however, many of these systems are not optimal for establishing, expanding, and monitoring the growth of different cell types. The culture parameters most challenging to control in these systems include, minimizing hydrodynamic shear, preventing nutrient gradient formation, establishing uniform culture medium aeration, preventing microbial contamination, and monitoring and adjusting culture conditions in real-time. Using a pneumatic single-use bioreactor system, we demonstrate the assembly and operation of this novel bioreactor for mammalian cells grown on micro-carriers. This bioreactor system eliminates many of the challenges associated with currently available systems by minimizing hydrodynamic shear and nutrient gradient formation, and allowing for uniform culture medium aeration. Moreover, the bioreactor&#8217;s software allows for remote real-time monitoring and adjusting of the bioreactor run parameters. This bioreactor system also has tremendous potential for scale-up of adherent and suspension mammalian cells for production of a variety therapeutic proteins, monoclonal antibodies, stem cells, biosimilars, and vaccines.

Using a pneumatic bioreactor, we demonstrate the assembly, operation, and performance of this single-use bioreactor system for the growth of mammalian cells.

Anbau von Säugetierzellen mit einem Einweg-Bioreaktorsystem Pneumatische

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Einem mikrofluidischen Plattform für Präzisions-Kleinvolumen Probenbearbeitung und seine Verwendung zur Größe Separate biologische Partikel mit einem Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

A Label-free Technique for the Spatio-temporal Imaging of Single Cell Secretions

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning of such signaling can lead to many disorders. To understand cell-to-cell signaling, it is essential to study the spatial and temporal nature of the secreted molecules from the cell without disturbing the local environment. Various assays have been developed to study protein secretion, however, these methods are typically based on fluorescent probes which disrupt the relevant signaling pathways. To overcome this limitation, a label-free technique is required.
In this paper, we describe the fabrication and application of a label-free localized surface plasmon resonance imaging (LSPRi) technology capable of detecting protein secretions from a single cell. The plasmonic nanostructures are lithographically patterned onto a standard glass coverslip and can be excited using visible light on commercially available light microscopes. Only a small fraction of the coverslip is covered by the nanostructures and hence this technique is well suited for combining common techniques such as fluorescence and bright-field imaging.
A multidisciplinary approach is used in this protocol which incorporates sensor nanofabrication and subsequent biofunctionalization, binding kinetics characterization of ligand and analyte, the integration of the chip and live cells, and the analysis of the measured signal. As a whole, this technology enables a general label-free approach towards mapping cellular secretions and correlating them with the responses of nearby cells.

Inter-cellular communication is critical for controlling various physiological activities within and outside the cell. This paper describes a protocol for measuring the spatio-temporal nature of single cell secretions. To achieve this, a multidisciplinary approach is used which integrates label-free nanoplasmonic sensing with live cell imaging.

Ein Markierungsfreie Technik für die Raum-zeitliche Imaging von Single Cell Sekrete

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning ...

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

Ein Mikrofluidik-Plattform für Hochdurchsatz-Einzelzell-Isolierung und Kultur

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Microfluidic Platform with Multiplexed Electronic Detection for Spatial Tracking of Particles

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to spatially fractionate the sample based on a biological property of interest. For the resultant spatial distribution to be used as the assay readout, microfluidic devices are often subjected to microscopic analysis requiring complex instrumentation with higher cost and reduced portability. To address this limitation, we have developed an integrated electronic sensing technology for multiplexed detection of particles at different locations on a microfluidic chip. Our technology, called Microfluidic CODES, combines Resistive Pulse Sensing with Code Division Multiple Access to compress 2D spatial information into a 1D electrical signal. In this paper, we present a practical demonstration of the Microfluidic CODES technology to detect and size cultured cancer cells distributed over multiple microfluidic channels. As validated by the high-speed microscopy, our technology can accurately analyze dense cell populations all electronically without the need for an external instrument. As such, the Microfluidic CODES can potentially enable low-cost integrated lab-on-a-chip devices that are well suited for the point-of-care testing of biological samples.

We demonstrate a microfluidic platform with an integrated surface electrode network that combines resistive pulse sensing (RPS) with code division multiple access (CDMA), to multiplex detection and sizing of particles in multiple microfluidic channels.

Mikrofluidik-Plattform mit Multiplexed elektronische Sensoren für Raumverfolgung von Partikeln

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to ...