我々は有用な議論のためのイリノイ大学アーバナシャンペーン校でKenisグループを感謝し、寛大にクリーンルーム施設の使用を提供する。 この作品は、グラント第4R00HG004183 - 03（チャールズM.シュレーダーとMelikhan Tanyeri）の下、独立PIの賞にNIHの経路によって賄われていた。 この作品は、エリックM.ジョンソン- Chavarriaに大学院研究フェローシップを通じて、全米科学財団によってサポートされていました。

流体力学的トラップは、二層ハイブリッド（ポリジメチルシロキサン（PDMS）/ガラス）粒子閉じ込めのためのマイクロ流体デバイスで構成されています。 1-2は、マイクロ流体デバイスの作製を記述し、ステップ3-4デバイスの設計と操作について議論繰り返します。 1。 SU - 8モールド作製（ビデオには示されていません） <ol><li>アセトンとイソプロピルアルコール（IPA）を持つ2つのシリコンウェーハ（3&quot;直径）を清掃してください。 </li><li> N 2と℃で1分間残留水分を除去するために65℃ホットプレート上に置くと、乾燥ウェーハ。 </li><li>流体層のための〜40μmの厚さの金型を作成するために4000rpmで30秒間SU - 8 2050レジスト（PR）で被覆ウェハ＃1を回転させる。制御層のための〜150μmの厚さの金型を作成するために1500rpmで30秒間のPRで被覆ウェハ＃2を回転させる。 </li><li>ソフトベークウェハ65℃＃1 95℃、3分および℃で6分間のためのC。 65でソフトベークウエハ＃2℃95℃で5分間とするため℃で20分間。 </li><li>と適切な露光強度（〜150ミリジュール/ cm 2で 、〜260 mJの/ cm 2でそれぞれ）には、それぞれのマスク（：：ポートと流体チャネル、ウェハ＃2ポートと制御層ウエハ＃1）とUVにウェハを公開。 </li><li> 65℃のポストベークウェハ＃1 95℃、1分および℃で6分間のためのC。 65℃のポストベークウェハ＃2 95℃で5分間とするためのC℃で10分間。 </li><li>未硬化のPRが削除されるまで、プロピレングリコールメチルエーテルアセテート（PGMEA）とウェーハを開発する。 IPAとN 2と乾燥でウェーハを洗浄します。 </li></ol> 2。マイクロ流体デバイスの作製<ol><li>トリクロロシラン数滴を含むガラス皿で〜10分間真空下でデシケータ内でウェーハを配置することにより、SU - 8金型の表面をSilanize。表面のシラン化は、SU - 8モールドオフ（PDMS）のレプリカを剥離するのに役立ちます。 </li><li>ベースのミックスと脱PDMS：それぞれ流体とコントロール層のための午前15時01分〜5:1の架橋剤の比率。 </li><li> 750 rpmで30秒間流体層モールド（ウエハ＃1）の上にコートの午後3時01分PDMSの混合物をスピンし、シャーレにウェハを配置。ペトリ皿に制御層の金型を置き、〜4mmの厚さに金型の上に5時01 PDMSの混合物を注ぐ。 </li><li> 70℃30分間焼くウェーハ/ PDMS ° Cは部分的にPDMS層を治すために。 </li><li>室温にウェーハ/ PDMSを冷却した後、SU - 8モールドオフメスとその皮付きのペトリ皿から、制御層（ウェハ＃2）を形成するPDMSのレプリカを、カット。穴パンチ21ゲージの針を持つオンチップ膜弁として機能するそのマイクロチャネルへのアクセスポート。 </li><li>ウエハ＃1（スピンコートPDMS流体の層を持つ）に制御層とPDMSレプリカを置きます。慎重に合わせて、実体顕微鏡を用いて流体層に制御層を密封する。完全に両方の層を硬化させる℃で一晩で70層とオーブンで焼く間のすべてのエアポケットを除去することを確認してください。この焼成工程では、二つの層を持つモノリシックPDMSのスラブになります。 </li><li>室温に冷却した後、カットしてメスを用いてSU - 8モールドオフ制御と流体層の両方を含むPDMSレプリカピール。過剰PDMSを削除し、カミソリの刃で各デバイスのユニットを分離。 21ゲージ針と流体層のマイクロに穴パンチのアクセスポート。 </li><li>完全なデバイスを得るためにカバースリップに結合PDMSのスラブを。アセトンとIPAと：まず、カバースリップを（1.5、24 × 45ミリメートルなし）クリーン。次に、30秒間に500 mTorrの下でカバーし、酸素プラズマによるPDMSレプリカの表面の両方を扱って、そしてすぐに不可逆的なシールを形成するために接触する2つのサーフェスを持参。 </li><li> PDMS層とカバーとの間の接着を高めるために一晩デバイスを焼く。 </li></ol>手順3〜4上記のマイクロ流体デバイスを用いた流体力学的トラップの実装について説明します。 3。流体力学的トラップの実験セットアップ<ol><li>倒立顕微鏡のステージ上にマイクロ流体デバイスを配置し、ステージのクリップで固定します。 </li><li>バッファとサンプルソリューションで別々に二つのガスタイトシリンジを記入し、ハーバード大学の装置のシリンジポンプ（PHD 2000プログラマブル）の上に置きます。バッファーと試料溶液をそれぞれ1 mlおよび250μlのシリンジを介してマイクロ流体デバイスに配信されます。一般的に、50mMトリス/トリス塩酸緩衝液（pH 8.0）V / VトリトンX - 100は緩衝液として使用される0.02％含む。試料溶液は、緩衝溶液中の粒子の懸濁液（例えば蛍光ポリスチレンビーズ）で構成されています。 </li><li>シリンジ（サンプルとバッファーを提供する）とマイクロ流体デバイスとの間の流体接続を確立します。 1 / 16&quot;外径（OD）× 0.020&quot;に注射器を接続してルアーロックアダプタを使用して、内径（ID）ペルフルオロアルコキシ（PFA）チューブ。 24ゲージのメタとマイクロ流体デバイスの入口ポートにPFAチューブのもう一方の端を接続します。lのチューブ。 T -バルブは、サンプルのシリンジやサンプルの配信を制御するためのマイクロ流体デバイスのサンプルポートとの間に配置することができます。 </li><li>マイクロ流体デバイスの出口チャンネルの流体接続を確立します。 24ゲージの金属製チューブを使用してPFAチューブ（外径1 / 16&quot;X 0.020&quot;ID）に2つの出口チャネルに接続してください。アウトレット用PFAチューブは、長さは等しい必要があります。注射器とコンセントのチャネル間の一定の圧力降下を維持するために提供する緩衝液で満たされた1.5mLの遠心チューブに沈めるアウトレットチューブの両方。 </li><li>運転中の流体層中に空気が漏れるのを防ぐために3 mLのルアーロックプラスチックシリンジを用いてフッ素化するキャリアオイルとオンチップバルブを埋める。弁室内の空気は流体層内にマイクロチャネル中にPDMS膜を介してプッシュし、後で出口ポートを介して流体の流れを持つデバイスから削除されます。 </li><li>オンチップのバルブ操作のための制御層のポートに加圧された不活性ガス（窒素）の供給を接続します。この目的のために、我々は窒素タンク（2200 PSI）とマイクロ流体デバイスでのオンチップバルブに00から30 PSIを供給する電子式圧力調整器を使用してください。窒素タンクは、¼&quot;外径× 0.170&quot;IDチューブを使用して圧力調整器に接続されています。圧力調整器は、その末端に24ゲージの金属製チューブ付き外径1 / 16&quot;X 0.020&quot;ID PFAチューブを介してマイクロ流体デバイスに接続されています。 </li><li>すべての気泡が出口チャネルを含めてシステムから削除されることを保証するために緩衝液0.5 mLで流体接続し、マイクロ流体デバイスをすすいでください。 2000-5000μL/ hrの間に気泡の範囲をクリアするために使用される典型的な流量。気泡がマイクロ流体チャネルの外リンスされた後、粒子捕獲のための典型的な体積流量である50〜100μL/ hrで、流量を減少させる。 </li><li>この時点では、流体の接続は、サンプルを確立され、緩衝液は、一定の流量（50〜100μL/ hr）でマイクロ流体デバイスに配信され、デバイスは、流体力学的トラッピングのための準備ができています。 </li></ol> 4。流体力学的トラップの手順<ol><li>粒子のトラッピングを自動化するカスタムビルドのLabVIEWコードを、（下のLabVIEWコードの使用上の注を参照）を実行します。 </li><li>カメラビューの中央に顕微鏡のXY移動ステージ、位置トラッピング領域（クロススロット）を使用する。対物レンズの焦点に捕捉領域を持参し、撮影条件を最適化するためにカメラの設定を調整します。 </li><li> ROIの中心がトラップの中心の位置となるようにカメラの視野内で関心の矩形領域（ROI）を選択します。 </li><li>オンチップのバルブに適用されるオフセット圧力を初期化します。コンセントのチャネルのいずれかを使用して、100〜200μm幅のくびれは、オンチップバルブのオフセット圧力を提供するために導入されています。定数オフ設定圧力は、チャネルクロススロットの中央付近のよどみ点の位置を調整するためのオンチップバルブを可能にします。ほとんどの実験では、オフセット圧力は、チャネル寸法（高さと幅）、くびれの幅、およびオンチップバルブ（バルブサイズ、膜の厚さ、等）の仕様に応じて0から12 psiの間に設定されています。 </li><li>フィードバック制御を開始し、トラップの応答を最適化するための比例ゲインを調整します。フィードバックコントローラは、エラーまたは粒子の位置とセットポイント（トラップの中心）間の距離を最小化よどみ点の位置を、移動するために、オンチップバルブにかかる圧力を調整します。流量とオンチップのバルブの位置に応じて、トラップの安定性を高め、不要な粒子の発振を除去する最適な比例ゲインの値は、ある。 </li><li>粒子をトラップ。 LabVIEWコードは自動的にトラッピング領域に入る粒子のいずれかをトラップします。所望の粒子がトラップされると、それは必要に応じて、サンプルの流れを遮断し、緩衝液で捕捉粒子を分離することが可能です。 </li><li>捕捉粒子を監視し、マニュアルフォーカスや自動焦点顕微鏡のセットアップを使用してイメージプレーン内で粒子のフォーカスを維持する。それは少し長い時間スケールのトラップイベント（数分から数時間）のコースの中にトラップの安定性を確保するために、フィードバック制御器の比例ゲインを調整する必要があります。 </li></ol> LabVIEWコード：フィードバックコントローラの使用上の注意自動化された粒子のトラッピングは、カスタムLabVIEWコードを使用して実装線形フィードバック制御のアルゴリズムを使用して実現されます。 LabVIEWコードは、CCDカメラから画像をキャプチャし、積極的に、オンチップの動的空気弁の位置（部分的にオープン/クローズ状態）を調節する圧力調整器、に電位（電圧）を送信する。一つの出口ラインの弁のような位置の変化、流体流量Isはそれによってよどみ点を再配置すると流体力学的トラップを有効に、調整。フィードバックループの各ステップは順次であり、反復的に画像のキャプチャ（10-60 Hz）の速度で実行されます。 LabVIEWコードは、各フィードバックループのサイクルの間に次の手順を実行します。 <ul><li> 。とCCDカメラ： 画像のキャプチャ画像は、10倍対物レンズ（0.4 NA）と蛍光顕微鏡を用いたマイクロ流体デバイスのトラッピング領域内の&quot;ターゲット&quot;粒子のために取得されます。 </li><li> 粒子追跡。粒子の重心の位置が決定され、粒子追跡アルゴリズムが開始されます。粒子は、重心位置が決定されるから、点広がり関数（PSF）、に粒子の発光強度のプロファイルを適合させることによりローカライズされています。 </li><li> 流れ場のコントロール。オンチップの動的な弁を対象とした更新された圧力は、比例制御とフィードバック制御のアルゴリズムを使用して計算されます。この方法では、バルブの作用は、トラップの中心に向かって粒子を導くために、粒子に流体力を発揮するよどみ点を、再配置するためです。 </li></ul>経過1）時間、2）から粒子の重心（x、y）は捕捉粒子の位置、3）トラップの中心の位置、4）距離：LabVIEWのコードは、トラップ粒子中に取り込まれた各画像については、次のデータが記録さトラップセンター、5）圧力は、オンチップバルブに適用される。さらに、コードでもAVIファイル形式での捕捉粒子の映画を記録します。 5。代表的な結果我々は、流体力学的トラップを使用して、様々なサイズ（100、540、830nmの、及び2.2μmの直径）の蛍光ポリスチレンビーズを捕捉。図1（a）はマイクロ流体デバイスでのクロススロットの接合部にトラップされた粒子の像を示しています。捕捉粒子の軌道がトラッピングイベント中または記録されたムービーファイルから捕捉粒子を追跡し、ローカライズすることでLabVIEWのコードで記録された重心位置のデータから直接決定することができる。図1（b）出口チャネル方向に沿って捕捉粒子（2.2μmの蛍光ポリスチレンビーズ）の軌跡を示しています。ビーズは、当初は3分間（四角）にトラップされ、その後、出口チャンネル（円）の1つに沿ってトラップし、エスケープから放出される。圧縮流れの軸（入口チャネル方向、データは示していない）に沿って粒子軌道は、図1（b）に示すように伸長流の軸（流出の方向）に沿って粒子軌道に似ています。コンセントのチャネル方向に沿って閉じ込められたビーズ（2.2μmの直径）のためのトラップの中心から粒子の変位のヒストグラムを図1（c）に示されています。この作業で説明されているフィードバック制御のアルゴリズムを使用して、捕捉された粒子は入口と出口のチャネルの方向に沿ってトラップの中心の± 1μm以内に制限されます。 流体力学的トラップのために使用されるマイクロ流体デバイスの概略図を図2に示されています。統合されたマイクロ流体デバイスは、流体層と制御層から構成されており、この資料に記載したように標準的な多層ソフトリソグラフィを用いて製造されています。流体層はバッファとサンプルのチャネルだけでなく、流体力学的捕捉を容易にするクロススロットのチャネルのジオメトリが含まれています。制御層は流体層の出口チャンネルのいずれかの上に位置する空圧バルブで構成され、そして制御と流体層が薄いエラストマー膜によって分離される。デバイスの動作中に、制御層のバルブは、それによって出口チャネルに収縮を誘発する、流体層に薄い膜を強制的に窒素ガスを、加圧しています。ダイナミック空気弁は、出口のチャネルで相対的な流量を調整し、よどみ点の微細構造制御を可能にする制御層、にかかる圧力を変更することにより、変数の金額で出口チャネルを収縮。 <img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig1.jpg" alt="図1" /> 図1：粒子捕獲。流体力学的トラップに閉じ込められた単一のビーズの（）イメージ。トラップの中心にビーズに加えて、いくつかのトラップしていないビーズがトラッピング領域で示されています。コンセントのチャンネル（正方形）に沿って捕捉粒子の（b）の軌跡。粒子がトラップ（矢印）から解放されるとき、それは出口のチャンネル（丸）の一つに沿ってエスケープします。（C）出口チャネルに沿ってトラップの中心からのトラップされたビーズ（2.2μmの直径）の変位のヒストグラム。 <img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig2.jpg" alt="図2" /> 図2：流体力学的トラップのためのマイクロ流体デバイスの模式図は、流体力学的なトラップは2層マイクロ流体デバイスを使用して構築されます。流体層は、サンプル入口で構成され、F私たちのバッファーインレット、二廃棄物のアウトレット。制御層は流体層の出口チャンネルのいずれかの上に位置する空気膜のバルブで構成されています。反対の出口チャネルの狭窄は、空気弁のオフセット圧力を提供します。典型的なチャネル寸法は、100から500ミクロンの範囲です。地域では（）、サンプル入口は2つのバッファの入口でフォーカスの流れです。地域では（B）、反対側の入口ストリームは、トラップが発生するクロススロットの接合部に収束する。空気弁（C）は、コンセントのチャネルのいずれかの上に配置されている。よどみ点の位置は、このバルブに圧力を調節することによって変調される。

<ol>
	<li>Tanyeri, M., Johnson-Chavarria, E. M., Schroeder, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrodynamic+Trap+for+Single+Particles+and+Cells.">Hydrodynamic Trap for Single Particles and Cells.</a> Applied Physics Letters. 96, 224101-224101 (2010).</li><li>Ashkin, A., Dziedzic, J. M., Bjorkholm, J. E., Chu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observation+of+a+Single-Beam+Gradient+Force+Optical+Trap+for+Dielectric+Particles.">Observation of a Single-Beam Gradient Force Optical Trap for Dielectric Particles.</a> Optics Letters. 11, 288-290 (1986).</li><li>Neuman, K. C., Block, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+trapping.">Optical trapping.</a> Review of Scientific Instruments. 75, 2787-2809 (2004).</li><li>Gosse, C., Croquette, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetic+tweezers:+Micromanipulation+and+force+measurement+at+the+molecular+level.">Magnetic tweezers: Micromanipulation and force measurement at the molecular level.</a> Biophysical Journal. 82, 3314-3329 (2002).</li><li>Chiou, P. Y., Ohta, A. T., Wu, M. C., C, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+manipulation+of+single+cells+and+microparticles+using+optical+images.">Massively parallel manipulation of single cells and microparticles using optical images.</a> Nature. 436, 370-372 (2005).</li><li>Cohen, A. E., Moerner, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+for+trapping+and+manipulating+nanoscale+objects+in+solution.">Method for trapping and manipulating nanoscale objects in solution.</a> Applied Physics Letters. 86, 093109-09 (2005).</li><li>Evander, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+acoustic+cell+trapping+in+a+microfluidic+perfusion+system+for+online+bioassays&amp;quot;,+Analytical+Chemistry+79.">Noninvasive acoustic cell trapping in a microfluidic perfusion system for online bioassays&amp;quot;, Analytical Chemistry 79.</a> , 2984-2991 (2007).</li><li>Unger, M. A., Chou, H. P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monolithic+microfabricated+valves+and+pumps+by+multilayer+soft+lithography.">Monolithic microfabricated valves and pumps by multilayer soft lithography.</a> Science. 288, 113-116 (2000).</li><li>Kim, M. C., Wang, Z. H., Lam, R. H. W., Thorsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Building+a+better+cell+trap:+Applying+Lagrangian+modeling+to+the+design+of+microfluidic+devices+for+cell+biology.">Building a better cell trap: Applying Lagrangian modeling to the design of microfluidic devices for cell biology.</a> Journal of Applied Physics. 103, (2008).</li><li>Lutz, B. R., Chen, J., Schwartz, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrodynamic+tweezers:+1.+Noncontact+trapping+of+single+cells+using+steady+streaming+microeddies.">Hydrodynamic tweezers: 1. Noncontact trapping of single cells using steady streaming microeddies.</a> Analytical Chemistry. 78, 5429-5435 (2006).</li></ol>

利害の衝突は宣言されません。

流体力学的流れに基づいてパーティクルを操作するための現在のマイクロ流体の方法は、接触型と非接触の方法として特徴づけることができる。非接触方式では循環流やmicroeddies 10日に依存するのに対し、接触型の方法は、物理的に閉じ込めると微細チャネル壁9に対して粒子を固定化するために流体の流れを使用してください。本研究では、我々は流体の流れの唯一のアクシ...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>21 gauge blunt needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Zephyrtronics</td>
<td> ZT-5-021-1-L</td>
<td>For punching port holes in PDMS</td>
</tr>
<tr>
<td>3 ml plastic syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD</td>
<td>309585</td>
<td>For filling valve with oil</td>
</tr>
<tr>
<td>Si wafers</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>University Wafer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> 3&#x201D; P(100) single side polished 380 &mu;m test grade</td>
</tr>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR</td>
<td>48404-428</td>
<td>24 x 40 mm #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>DAQ card</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>PCI 6229</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fluorescent beads</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Spherotech</td>
<td>FP-2056-2</td>
<td>2.2 &mu;m Nile red</td>
</tr>
<tr>
<td>Fluorinert </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>3M</td>
<td>FC 40</td>
<td>Fluorinated carrier oil</td>
</tr>
<tr>
<td>Inverted Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus</td>
<td>IX-71</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>LabVIEW</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>Version 9.0f3 (32bit)</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Stereo Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Leica</td>
<td>MZ6</td>
<td>For aligning PDMS control layer to fluidic layer.</td>
</tr>
<tr>
<td>Mechanical Convection Oven</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> VWR</td>
<td>1300U</td>
<td>For baking devices to create monolithic PDMS slabs with two layers.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microfluidic tubing and connectors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Upchurch Scientific</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>1/16 x .020 PFA tubing and super flangeless fittings</td>
</tr>
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE Silicones</td>
<td>RTV 615 A&amp;B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Plasma Chamber</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harrick</td>
<td>PDC-001</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pressure Transducer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Proportion Air</td>
<td>DQPV1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Spin Coater</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Specialty Coating Systems</td>
<td>G3P-8 Spin Coat</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Photoresist</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>MicroChem</td>
<td>SU 8 2050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>PHD 2000 Programmable</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Terminal Block</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>BNC 2110</td>
<td>For analog output to pressure regulator and read out.</td>
</tr>
<tr>
<td>UV Collimated Light Source and Exposure System</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>OAI</td>
<td>Model 30 Enhanced Light Source</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

a microfluidic-based hydrodynamic trap for single particles

無料のソリューションで単一の粒子を閉じ込めると、操作する機能は、基本と応用科学のための鍵となる技術です。 、光磁気、電学、および音響技術に基づいて粒子捕獲のための方法は、分子から細胞レベルまでの物理学と生物学の大きな進歩につながっている。この記事では、我々は、単に流体力学流体の流れに基づいて、粒子の捕捉と操作のための新しいマイクロベースのテクニックを紹介します。この方法を使用して、我々は、長い時間スケールのための水溶液中でマイクロナノスケールの粒子の捕集を示しています。流体力学的トラップは、それによって流体よどみ点（ゼロ速度の点）と平面伸張流動を発生させる、二つの相反層流の流れが収束クロススロットのチャネル形状で統合されたマイクロ流体デバイスで構成されています。この装置では、粒子は流体のよどみ点での粒子の位置を維持するために流れ場のアクティブ制御によるトラップの中心に限定されています。このように、粒子が効果的にカスタムビルドのLabVIEWコードで実装されたフィードバック制御のアルゴリズムを使用して自由溶液中で閉じ込められている。制御アルゴリズムは、粒子追跡、粒子重心位置の決定、および圧力レギュレータを使用してオンチップの空気弁にかかる圧力を調節することによって流体の流れのアクティブな調整が続いてマイクロ流体デバイスにおける粒子、のための画像取得で構成されています。この方法では、オンチップの動的計量バルブ機能は、それによってよどみ点の位置と粒子のトラッピングの細かいスケールの制御を可能にする、コンセントのチャネルで相対的な流量を調節する。マイクロ流体ベースの流体力学のトラップは、粒子捕獲のための方法としていくつかの利点を示す。流体力学的トラップは、トラップされたオブジェクトの物理的または化学的特性上の特定の要件なしに、任意のパーティクルが可能です。さらに、流体力学的なトラッピングは、代替の力場ベースのトラッピング方法を使用して困難である濃縮若しくは混雑した粒子の懸濁液中の&quot;単一の&quot;ターゲットオブジェクト、の閉じ込めが可能になります。流体力学的トラップは、実装する簡単なユーザーフレンドリーであり、粒子のトラッピングと長い時間分析を容易にするために、既存のマイクロ流体デバイスに追加されることがあります。全体的に、流体力学的トラップは、表面固定化することなく閉じ込め、マイクロマニピュレーション、および粒子の観察のための新しいプラットフォームであり、小さな粒子の自由ソリューションのトラップで潜在的に摂動的、光学的、磁気的、電気フィールドが不要になります。

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A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

この記事では、流体力学的流れに基づいて粒子の閉じ込めのためのマイクロ流体ベースの手法を提案する。我々はそれによって統合されたマイクロデバイスの任意の粒子の閉じ込めとマイクロマニピュレーションを可能にする、フィードバック制御のメカニズムを使用して流体よどみ点での安定した粒子のトラッピングを示しています。

単一粒子のためのマイクロ流体ベースの流体力学的トラップ

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

a-microfluidic-based-hydrodynamic-trap-for-single-particles

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16.6K ビュー.  University of Illinois at Urbana-Champaign. この記事では、流体力学的流れに基づいて粒子の閉じ込めのためのマイクロ流体ベースの手法を提案する。我々はそれによって統合されたマイクロデバイスの任意の粒子の閉じ込めとマイクロマニピュレーションを可能にする、フィードバック制御のメカニズムを使用して流体よどみ点での安定した粒子のトラッピングを示しています。

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Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and pathways as well as its ease of cultivation. Several C. elegans disease models have been reported, including neurodegenerative disorders such as Parkinson's disease (PD), which involves the degeneration of dopaminergic (DA) neurons 1. Both transgenes and neurotoxic chemicals have been used to induce DA neurodegeneration and consequent movement defects in worms, allowing for investigations into the basis of neurodegeneration and screens for neuroprotective genes and compounds 2,3.
Screens in lower eukaryotes like C. elegans provide an efficient and economical means to identify compounds and genes affecting neuronal signaling. Conventional screens are typically performed manually and scored by visual inspection; consequently, they are time-consuming and prone to human errors. Additionally, most focus on cellular level analysis while ignoring locomotion, which is an especially important parameter for movement disorders.
We have developed a novel microfluidic screening system (Figure 1) that controls and quantifies C. elegans' locomotion using electric field stimuli inside microchannels. We have shown that a Direct Current (DC) field can robustly induce on-demand locomotion towards the cathode ("electrotaxis") 4. Reversing the field's polarity causes the worm to quickly reverse its direction as well. We have also shown that defects in dopaminergic and other sensory neurons alter the swimming response 5. Therefore, abnormalities in neuronal signaling can be determined using locomotion as a read-out. The movement response can be accurately quantified using a range of parameters such as swimming speed, body bending frequency and reversal time.
Our work has revealed that the electrotactic response varies with age. Specifically, young adults respond to a lower range of electric fields and move faster compared to larvae 4. These findings led us to design a new microfluidic device to passively sort worms by age and phenotype 6.
We have also tested the response of worms to pulsed DC and Alternating Current (AC) electric fields. Pulsed DC fields of various duty cycles effectively generated electrotaxis in both C. elegans and its cousin C. briggsae 7. In another experiment, symmetrical AC fields with frequencies ranging from 1 Hz to 3 KHz immobilized worms inside the channel 8.
Implementation of the electric field in a microfluidic environment enables rapid and automated execution of the electrotaxis assay. This approach promises to facilitate high-throughput genetic and chemical screens for factors affecting neuronal function and viability.

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans&#039; Locomotion

A semi-automated micro-electro-fluidic method to induce on-demand locomotion in Caenorhabditis elegans is described. This method is based on the neurophysiologic phenomenon of worms responding to mild electric fields (&#x201C;electrotaxis&#x201D;) inside microfluidic channels. Microfluidic electrotaxis serves as a rapid, sensitive, low-cost, and scalable technique to screen for factors affecting neuronal health.

のオンデマンド定量分析のためのマイクロ流体ベースの走電性<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</em&gt; &#39;ロコモーション

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

生物工学

Protocol for Relative Hydrodynamic Assessment of Tri-leaflet Polymer Valves

Limitations of currently available prosthetic valves, xenografts, and homografts have prompted a recent resurgence of developments in the area of tri-leaflet polymer valve prostheses. However, identification of a protocol for initial assessment of polymer valve hydrodynamic functionality is paramount during the early stages of the design process. Traditional in vitro pulse duplicator systems are not configured to accommodate flexible tri-leaflet materials; in addition, assessment of polymer valve functionality needs to be made in a relative context to native and prosthetic heart valves under identical test conditions so that variability in measurements from different instruments can be avoided. Accordingly, we conducted hydrodynamic assessment of i) native (n = 4, mean diameter, D = 20 mm), ii) bi-leaflet mechanical (n= 2, D = 23 mm) and iii) polymer valves (n = 5, D = 22 mm) via the use of a commercially available pulse duplicator system (ViVitro Labs Inc, Victoria, BC) that was modified to accommodate tri-leaflet valve geometries. Tri-leaflet silicone valves developed at the University of Florida comprised the polymer valve group. A mixture in the ratio of 35:65 glycerin to water was used to mimic blood physical properties. Instantaneous flow rate was measured at the interface of the left ventricle and aortic units while pressure was recorded at the ventricular and aortic positions. Bi-leaflet and native valve data from the literature was used to validate flow and pressure readings. The following hydrodynamic metrics were reported: forward flow pressure drop, aortic root mean square forward flow rate, aortic closing, leakage&#160;and regurgitant volume, transaortic closing, leakage, and total energy losses. Representative results indicated that hydrodynamic metrics from the three valve groups could be successfully obtained by incorporating a custom-built assembly into a commercially available pulse duplicator system and subsequently, objectively compared to provide insights on functional aspects of polymer valve design.

There has been renewed interest in developing polymer valves. Here, the objectives are to demonstrate the feasibility of modifying a commercial pulse duplicator to accommodate tri-leaflet geometries and to define a protocol to present polymer valve hydrodynamic data in comparison to native and prosthetic valve data collected under near-identical conditions.

トライリーフレットポリマーバルブの相対的な流体力学的評価のためのプロトコル

Limitations of currently available prosthetic valves, xenografts, and homografts have prompted a recent resurgence of developments in the area of ...

Investigating Receptor-ligand Systems of the Cellulosome with AFM-based Single-molecule Force Spectroscopy

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the enzymes onto the noncatalytic scaffold protein is directed by interactions among a family of related receptor-ligand pairs comprising interacting cohesin and dockerin modules. The extremely strong binding between cohesin and dockerin modules results in dissociation constants in the low picomolar to nanomolar range, which may hamper accurate off-rate measurements with conventional bulk methods. Single-molecule force spectroscopy (SMFS) with the atomic force microscope measures the response of individual biomolecules to force, and in contrast to other single-molecule manipulation methods (i.e.&#160;optical tweezers), is optimal for studying high-affinity receptor-ligand interactions because of its ability to probe the high-force regime (&#62;120 pN). Here we present our complete protocol for studying cellulosomal protein assemblies at the single-molecule level. Using a protein topology derived from the native cellulosome, we worked with enzyme-dockerin and carbohydrate binding module-cohesin (CBM-cohesin) fusion proteins, each with an accessible free thiol group at an engineered cysteine residue. We present our site-specific surface immobilization protocol, along with our measurement and data analysis procedure for obtaining detailed binding parameters for the high-affinity complex. We demonstrate how to quantify single subdomain unfolding forces, complex rupture forces, kinetic off-rates, and potential widths of the binding well. The successful application of these methods in characterizing the cohesin-dockerin interaction responsible for assembly of multidomain cellulolytic complexes is further described.

Cellulosomes are multienzyme complexes designed for digesting cellulose. AFM-based SMFS was used to study the mechanical properties and folding configuration of cellulosome-associated protein assemblies. We present a complete workflow for protein immobilization, data acquisition, and data analysis to study the interactions of individual receptor-ligand complexes involved in cellulosome assembly.

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the ...

A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration of pre-processing steps. Utilizing these devices towards the analysis of DNA hybridization events is important because it offers a technology for real time assessment of biomarkers at the point-of-care for various diseases. However, when the device footprint decreases the dominance of various physical phenomena increases. These phenomena influence the fabrication precision and operation reliability of the device. Therefore, there is a great need to accurately fabricate and operate these devices in a reproducible manner in order to improve the overall performance. Here, we describe the protocols and the methods used for the fabrication and the operation of a microfluidic-based electrochemical biochip for accurate analysis of DNA hybridization events. The biochip is composed of two parts: a microfluidic chip with three parallel micro-channels made of polydimethylsiloxane (PDMS), and a 3 x 3 arrayed electrochemical micro-chip. The DNA hybridization events are detected using electrochemical impedance spectroscopy (EIS) analysis. The EIS analysis enables monitoring variations of the properties of the electrochemical system that are dominant at these length scales. With the ability to monitor changes of both charge transfer and diffusional resistance with the biosensor, we demonstrate the selectivity to complementary ssDNA targets, a calculated detection limit of 3.8 nM, and a 13% cross-reactivity with other non-complementary ssDNA following 20 min&#160;of incubation. This methodology can improve the performance of miniaturized devices by elucidating on the behavior of diffusion at the micro-scale regime and by enabling the study of DNA hybridization events.

We present a microfluidic-based electrochemical biochip for DNA hybridization detection. Following ssDNA probe functionalization, the specificity, sensitivity, and detection limit are studied with complementary and non-complementary ssDNA targets. Results illustrate the influence of the DNA hybridization events on the electrochemical system, with a detection limit of 3.8 nM.

ラベルフリーDNAハイブリダイゼーション分析のためのマイクロ流体ベースの電気化学バイオチップ

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration ...

Ordering Single Cells and Single Embryos in 3D Confinement: A New Device for High Content Screening

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening based on cells in such environments have therefore serious limitations: cell organelles show extreme phenotypes, cell morphologies and sizes are heterogeneous and/or specific cell organelles cannot be properly visualized. In addition, cells in vivo are located in a 3D environment; in this situation, cells show different phenotypes mainly because of their interaction with the surrounding extracellular matrix of the tissue. In order to standardize and generate order of single cells in a physiologically-relevant 3D environment for cell-based assays, we report here the microfabrication and applications of a device for in vitro 3D cell culture. This device consists of a 2D array of microcavities (typically 105 cavities/cm2), each filled with single cells or embryos. Cell position, shape, polarity and internal cell organization become then normalized showing a 3D architecture. We used replica molding to pattern an array of microcavities, &#8216;eggcups&#8217;, onto a thin polydimethylsiloxane (PDMS) layer adhered on a coverslip. Cavities were covered with fibronectin to facilitate adhesion. Cells were inserted by centrifugation. Filling percentage was optimized for each system allowing up to 80%. Cells and embryos viability was confirmed. We applied this methodology for the visualization of cellular organelles, such as nucleus and Golgi apparatus, and to study active processes, such as the closure of the cytokinetic ring during cell mitosis. This device allowed the identification of new features, such as periodic accumulations and inhomogeneities of myosin and actin during the cytokinetic ring closure and compacted phenotypes for Golgi and nucleus alignment. We characterized the method for mammalian cells, fission yeast, budding yeast, C. elegans with specific adaptation in each case. Finally, the characteristics of this device make it particularly interesting for drug screening assays and personalized medicine.

We report a device and a new method to study cells and embryos. Single cells are precisely ordered in microcavity arrays. Their 3D confinement is a step towards 3D environments encountered in physiological conditions and allows organelle orientation. By controlling cell shape, this setup minimizes variability reported in standard assays.

シングルセルおよび3D閉じ込めにおける単一胚を注文：ハイコンテントスクリーニングのための新しいデバイスを

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening ...

Cultivation of Mammalian Cells Using a Single-use Pneumatic Bioreactor System

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized medicine innovations. However, translating these advances into therapeutic applications will require in vitro systems that allow for robust, flexible, and cost effective bioreactor systems. There are several bioreactor systems currently utilized in research and commercial settings; however, many of these systems are not optimal for establishing, expanding, and monitoring the growth of different cell types. The culture parameters most challenging to control in these systems include, minimizing hydrodynamic shear, preventing nutrient gradient formation, establishing uniform culture medium aeration, preventing microbial contamination, and monitoring and adjusting culture conditions in real-time. Using a pneumatic single-use bioreactor system, we demonstrate the assembly and operation of this novel bioreactor for mammalian cells grown on micro-carriers. This bioreactor system eliminates many of the challenges associated with currently available systems by minimizing hydrodynamic shear and nutrient gradient formation, and allowing for uniform culture medium aeration. Moreover, the bioreactor&#8217;s software allows for remote real-time monitoring and adjusting of the bioreactor run parameters. This bioreactor system also has tremendous potential for scale-up of adherent and suspension mammalian cells for production of a variety therapeutic proteins, monoclonal antibodies, stem cells, biosimilars, and vaccines.

Using a pneumatic bioreactor, we demonstrate the assembly, operation, and performance of this single-use bioreactor system for the growth of mammalian cells.

使い捨て空気圧バイオリアクターシステムを使用して、哺乳動物細胞の培養

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

マイクロ流体精密小容量サンプル処理のためのプラットフォームとアコースティックマイクロデバイスで区切り生物学的粒子サイズのためのその使用

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

A Label-free Technique for the Spatio-temporal Imaging of Single Cell Secretions

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning of such signaling can lead to many disorders. To understand cell-to-cell signaling, it is essential to study the spatial and temporal nature of the secreted molecules from the cell without disturbing the local environment. Various assays have been developed to study protein secretion, however, these methods are typically based on fluorescent probes which disrupt the relevant signaling pathways. To overcome this limitation, a label-free technique is required.
In this paper, we describe the fabrication and application of a label-free localized surface plasmon resonance imaging (LSPRi) technology capable of detecting protein secretions from a single cell. The plasmonic nanostructures are lithographically patterned onto a standard glass coverslip and can be excited using visible light on commercially available light microscopes. Only a small fraction of the coverslip is covered by the nanostructures and hence this technique is well suited for combining common techniques such as fluorescence and bright-field imaging.
A multidisciplinary approach is used in this protocol which incorporates sensor nanofabrication and subsequent biofunctionalization, binding kinetics characterization of ligand and analyte, the integration of the chip and live cells, and the analysis of the measured signal. As a whole, this technology enables a general label-free approach towards mapping cellular secretions and correlating them with the responses of nearby cells.

Inter-cellular communication is critical for controlling various physiological activities within and outside the cell. This paper describes a protocol for measuring the spatio-temporal nature of single cell secretions. To achieve this, a multidisciplinary approach is used which integrates label-free nanoplasmonic sensing with live cell imaging.

単一細胞分泌物の時空間イメージング用ラベルフリー技術

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning ...

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

ハイスループットシングルセルの単離および培養のためのマイクロ流体プラットフォーム

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Microfluidic Platform with Multiplexed Electronic Detection for Spatial Tracking of Particles

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to spatially fractionate the sample based on a biological property of interest. For the resultant spatial distribution to be used as the assay readout, microfluidic devices are often subjected to microscopic analysis requiring complex instrumentation with higher cost and reduced portability. To address this limitation, we have developed an integrated electronic sensing technology for multiplexed detection of particles at different locations on a microfluidic chip. Our technology, called Microfluidic CODES, combines Resistive Pulse Sensing with Code Division Multiple Access to compress 2D spatial information into a 1D electrical signal. In this paper, we present a practical demonstration of the Microfluidic CODES technology to detect and size cultured cancer cells distributed over multiple microfluidic channels. As validated by the high-speed microscopy, our technology can accurately analyze dense cell populations all electronically without the need for an external instrument. As such, the Microfluidic CODES can potentially enable low-cost integrated lab-on-a-chip devices that are well suited for the point-of-care testing of biological samples.

We demonstrate a microfluidic platform with an integrated surface electrode network that combines resistive pulse sensing (RPS) with code division multiple access (CDMA), to multiplex detection and sizing of particles in multiple microfluidic channels.

粒子の空間追跡のための多重化された電子の検出とマイクロ流体プラットフォーム

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to ...