Este trabajo fue financiado por los recursos básicos de los NIH P30 O&#39;Brien centro (DK 079337).

1. Preparación prequirúrgica <ol><li> Los procedimientos quirúrgicos, no importa cuán cuidadosamente hecho, dan lugar a un estrés significativo. Para minimizar los efectos del estrés tal y para maximizar las reservas, los animales deben ser mantenidos en el vivero durante al menos 72 horas antes de su uso 10,11. </li><li> Instrumentos quirúrgicos, gasas y torundas deben ser estériles. No es necesario el uso de guantes estériles proporcionan sólo las puntas de la sutura toque instrumentos o el campo operatorio. </li><li> Para la hemostasia, es imperativo que las presiones de sujeción son el mínimo necesario. Daños en el vaso debido a la presión excesiva o manipulación brusca se causar trombosis, lo que resulta en la parálisis pata trasera, isquemia intestinal, y la muerte en 24 horas. Hemos encontrado que el uso de abrazaderas con una presión de no más de 2 g / cm 2 elimina el problema. Estas abrazaderas se indica en la Tabla 1. Presiones Clamp se indican en las especificaciones de las abrazaderas hechas por instrumental quirúrgico de alta calidadt fabricantes. Se ha encontrado que las abrazaderas o grapas desechables baratos universalmente ejercer demasiada presión. </li><li> La ubicación de los vasos colaterales, así como las ubicaciones relativas de la aorta abdominal y la vena cava inferior (IVC) son dependiente de la cepa. También encontrará pequeñas variaciones entre los ratones individuales, especialmente en la ubicación de los vasos colaterales. </li></ol> 2. Donante de Operación <ol><li> Los ratones pueden ser anestesiados con isoflurano (inducción 1.5-2.5%, 1,0% de mantenimiento en el aire) o con pentobarbital (55-65 mg / kg). Pentobarbital impone un límite de tiempo (hasta 1,5 horas), pero proporciona al cirujano la opción de hacer girar el animal para un mejor acceso, si se desea. Tiempo de anestesia se puede extender a un máximo de 2 horas mediante la colocación de 2-3 gotas de la anestesia cuando sea necesario en el intestino o el hígado durante la cirugía. La ketamina / xilazina (100 mg / kg de peso corporal para la ketamina y 7 mg / kg de xilazina, ip) también puede ser utilizada por cirujanos bien entrenados que can terminar el procedimiento dentro de 1 a 1,5 horas, pero tiene un rango más estrecho dosis segura. En los EE.UU., el uso de pentobarbital se ha vuelto más problemática en años recientes debido a la escasez de suministros. Es imperativo que la profundidad de la anestesia ser controlados para estar seguro de que es suficiente. El reflejo del dedo del pie-pinch es el mejor indicador de la profundidad adecuada, pero también se debe tener en cuenta la tasa de respiración y otros movimientos también. </li><li> Después de la inducción de anestesia, use un gel depilatorio o una máquina de afeitar para eliminar el vello en el abdomen ventral. </li><li> Montar el animal en el tablero de operación con cinta laboratorio para mantenerlo en una posición con las piernas abiertas. Un tablero operativo metálico permite el uso de una almohadilla de calefacción por debajo de ella para proporcionar apoyo temperatura durante la cirugía. Nos controlar manualmente la temperatura de la almohadilla de calefacción, que es una unidad de consumo de grado para uso en el hogar. La temperatura se mantiene entre 35-38 °. La placa metálica de funcionamiento es también fácil de esterilizar entre procedimientos. </li><li>Desinfectar el área con un desinfectante como la clorhexidina, seguido de un lavado con etanol. Repita este procedimiento tres veces, para asegurar una desinfección adecuada. Esto también eliminará todos los trozos residuales de corte de pelo, si está presente. </li><li> Usando tijeras hacer una incisión a través de la pared del cuerpo para exponer las vísceras abdominales. </li><li> Use un hisopo de algodón, empuje las vísceras a un lado para dejar al descubierto los grandes vasos del abdomen. Las vísceras se colocan en un trozo de gasa que se humedece con solución salina caliente para mantenerlo húmedo. </li><li> Utilizando disección roma, con mucho cuidado diseccionar la aorta abdominal lejos del tejido circundante. Sea muy cuidadoso en la disección de la embarcación lejos de la vena cava inferior. Habrá una o más ramas, tales como la arteria lumbar, que debe ser extraído cuidadosamente y cauterizado. La sección de aorta disecada debe estar por debajo de los vasos renales y por encima de la bifurcación de la aorta a las arterias femorales. Esta sección puede servir como material donante para un mayor números de dos receptores, dependiendo de la cantidad de ramificación vasos existen y el tamaño del animal donante. </li><li> Atar una sutura debajo de las arterias renales y otra justo encima de la bifurcación. Usando tijeras dividir la aorta, enjuague completamente el injerto con solución salina que contenía 200 U / ml de heparina. Muy cuidadosamente mantener un extremo del recipiente y gotear la solución salina para que se ejecute a través del recipiente por gravedad. No deje que las burbujas de aire correr a través del vaso. Manejar los extremos del recipiente tan poco como sea posible de otro modo la íntima puede ser dañado resulta en trombosis después. Retírelo del campo e inmediatamente colóquelo en un recipiente con solución salina helada. Deje que el animal donante a exsanguinate. </li></ol> 3. Receptor Operación <ol><li> Se anestesia el animal como anteriormente y se aplica un gel depilatorio o utilizar una máquina de afeitar para eliminar el vello en el abdomen. Justo antes de la incisión que administrar una dosis de buprenorfina por vía subcutánea a 0,1 mg / kg para establecer analgesia. </li><li> Mim porte del animal en el campo operatorio con cinta laboratorio. El animal debe ser montado en una fase de funcionamiento caliente que ayudará a mantener la temperatura corporal durante la operación. </li><li> Aplicar ungüento oftálmico de gentamicina a los ojos para evitar que se seque. </li><li> Desinfectar el abdomen, seguido de un lavado con etanol. Repita este procedimiento tres veces, para asegurar una desinfección adecuada. </li><li> Comprobar la adecuación de la anestesia, una vez más antes de proceder al siguiente paso. </li><li> Hacer una incisión de línea media a través de la piel y la pared del cuerpo en dos etapas, teniendo cuidado de no afectar a los tejidos subyacentes. </li><li> Inserte un separador para mantener la incisión abdominal abierta. Punto el conjunto tornillo hacia el extremo trasero para mantener la mayor parte de la abrazadera fuera del camino. </li><li> Humedezca un trozo de gasa estéril con solución salina y colóquelo sobre los intestinos. Con el dedo suavemente sobre la gasa, inserte un palillo de algodón bajo los intestinos y suavemente reflejar los intestinos a la side para que se sienta encima de la gasa. Toma otro pedazo de gasa, colóquelo en el intestino y humedecerla con solución salina. </li><li> Retire cualquier tejido graso que cubre la aorta y la vena cava inferior (VCI). Sea amable. El IVC es muy frágil. </li><li> Suavemente utilizar pinzas de disecar la aorta infrarrenal de la vena cava inferior. Borrar un área suficientemente grande para proporcionar espacio para dos abrazaderas con recipiente de suficiente entre ellos de tal manera que, cuando se divide, habrá vaso lo suficiente como para que se puede suturar el injerto. Cuando disección, busque las ramas del recipiente. Si es necesario que cauterizar con un cauterizador baja temperatura. </li><li> Insertar una pinza vascular justo por debajo de la arteria renal y otra justo por encima de la bifurcación. </li><li> Cortar la aorta. Los extremos de la aorta por lo general se retrae, dejando un espacio de aproximadamente 5 mm. Compruebe la hemostasis. Si las pinzas están funcionando correctamente, sólo una pequeña cantidad de sangre debe escapar después del corte. Si el sangrado continúa, compruebe las abrazaderas que no haya nada interferenciasING con ellos. Nótese que ninguna de la aorta se retira. Es simplemente dividido. </li><li> Enjuague los extremos cortados con solución salina heparinizada (200 U / ml) y luego se retira la solución extra con un bastoncillo de algodón. </li><li> Tack el injerto en su lugar con tres suturas discontinuas en cada extremo. Sólo suturar un lado de la anastomosis en cada extremo, y luego rellene el resto con una sutura continua o más suturas discontinuas. De siete a ocho suturas discontinuas es suficiente. Si utiliza una sutura continua, asegúrese de que las paredes de los vasos permanecer relajado y que no causan estenosis en la anastomosis. </li><li> Retire con cuidado la pinza en el extremo craneal y ver si hay fugas en las líneas de sutura. Una pequeña cantidad de filtración está bien proporcionando que se detenga dentro de aproximadamente un minuto. Si no es más que eso, es posible utilizar una sola puntada para detener el sangrado. </li><li> Presione suavemente la aorta por encima del sitio de la anastomosis con un aplicador de algodón humedecido, y luego retire la segunda abrazadera. Presione suavemente yliberar un par de veces y comprobar que la aorta aparece patente. El injerto se perfundieron inmediatamente y un pulso debe ser visible. </li><li> Retire la gasa que cubre los intestinos y mover de nuevo en su lugar. Evitar la torsión del intestino y mantener la orientación anatómica normal. </li><li> Cierre la capa de músculo con Vicryl 5-0. </li><li> Cierre la piel con prolene 5-0 o 6-0. </li><li> Tratar el ratón por vía subcutánea con carprophen a 5 mg / kg para aumentar la analgesia antes de terminar la anestesia. </li><li> Dar el ratón 0,5-0,8 ml de solución salina por vía subcutánea. </li><li> Coloque el ratón en una jaula caliente para recuperarse. Monitorear cuidadosamente durante la recuperación para estar seguro de que se está recuperando con normalidad. 2-3 horas después de la cirugía, el ratón debe comportarse con relativa normalidad. A las 12 horas post-op, tratar al animal con buprenorfina por vía subcutánea de 2 mg / kg para la analgesia. Si, en cualquier momento, el animal se encogió, haciendo ruido o exhibir un rango limitado de movimiento, investigar el problema. Siuna causa definitiva no puede ser establecida y fijada, el animal debe ser sacrificado por los protocolos institucionales. A las 24 h el animal debe recibir otra dosis de carprophen por vía subcutánea a 5 mg / kg. Patas parálisis indica una anastomosis fallado o un trombo. En esta situación, el animal debe ser sacrificado. </li></ol>

<ol>
	<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18, 368-371 (1998).</li><li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice:+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis.">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J. Heart Lung Transpl. 18, 946-951 (1999).</li><li>Calise, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+rodents+by+the+sleeve+technique:+a+model+system+for+the+study+of+graft+vascular+disease.">Orthotopic aortic transplantation in rodents by the sleeve technique: a model system for the study of graft vascular disease.</a> Transpl. Proc. 33, 2369-2370 (2001).</li><li>Thomsen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+orthotopic+aortic+graft+mouse+model+to+study+the+immunopathology+of+chronic+vascular+rejection.">An orthotopic aortic graft mouse model to study the immunopathology of chronic vascular rejection.</a> Transpl. Proc. 34, 2833-2835 (2002).</li><li>Benza, R. L., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aortic+graft+transplantation+in+mice.">Aortic graft transplantation in mice.</a> J. Heart Lung Transpl. 21, 1319-1321 (2002).</li><li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation.">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> The Journal of surgical research. 111, 171-176 (2003).</li><li>Cho, H. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+heterotopic+aortic+transplantation+in+mice.">Improved surgical technique for heterotopic aortic transplantation in mice.</a> J. Korean Med. Sci. 22, 12-15 (2007).</li><li>Zhong, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organ+transplantation+in+mice:+current+status+and+future+prospects.">Organ transplantation in mice: current status and future prospects.</a> Microsurgery. 19, 52-55 (1999).</li><li>George, J. F., Pinderski, L. J., Litovsky, S., Kirklin, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Of+mice+and+men:+mouse+models+and+the+molecular+mechanisms+of+post-transplant+coronary+artery+disease.">Of mice and men: mouse models and the molecular mechanisms of post-transplant coronary artery disease.</a> J. Heart Lung Transpl. 24, 2003-2014 (2005).</li><li>Gorska, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+in+laboratory+animal+research+for+experimental+purposes.">Principles in laboratory animal research for experimental purposes.</a> Med Sci Monit. 6, 171-180 (2000).</li><li>Landi, M. S., Kreider, J. W., Lang, C. M., Bullock, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+shipping+on+the+immune+function+in+mice.">Effects of shipping on the immune function in mice.</a> Am. J. Vet. Res. 43, 1654-1657 (1982).</li><li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18, 368-371 (1998).</li><li>Chen, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbon+monoxide+rescues+heme+oxygenase-1-deficient+mice+from+arterial+thrombosis+in+allogeneic+aortic+transplantation.">Carbon monoxide rescues heme oxygenase-1-deficient mice from arterial thrombosis in allogeneic aortic transplantation.</a> Am. J. Pathol. 175, 422-429 (2009).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.+Transpl.">Heart transplantation in congenic strains of mice. Transpl.</a> Proc. 5, 733-735 (1973).</li><li>Chang, E. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+anastomosis+using+controlled+phase+transitions+in+poloxamer+gels.">Vascular anastomosis using controlled phase transitions in poloxamer gels.</a> Nature medicine. 17, 1147-1152 (2011).</li></ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Los modelos de ratón de trasplante aórtico proporcionar una serie de ventajas porque los ratones son muy definidas inmunogenéticamente 9,12,13, y que puedan ser fácilmente manipulados para alterar la expresión de genes específicos, si se desea. Como se ha señalado en la introducción, la cirugía vascular en el ratón es más difícil que la mayoría de los modelos, debido al tamaño de los vasos. Incluso las grandes arterias, tales como la aorta son por lo general no más de 100-200 m de diámetro int...

<table border="1"><tbody><tr><td> Artículo </td><td> Empresa </td><td> N º de catálogo </td></tr><tr><td> Abrazaderas vasculares </td><td> Herramientas Artes Ciencias </td><td> 00396-01 (Tamaño B-1) </td></tr><tr><td> Dumont Pinzas </td><td> Herramientas Artes Ciencias </td><td> 11293-00 </td></tr><tr><td> 10-0 Needled microsutura </td><td> AROSurgical </td><td> TK-107038 </td></tr><tr><td> Tijera recta </td><td> Roboz Surgical Instrument Co. </td><td> RS-5620 </td></tr><tr><td> Cauterizador de baja temperatura </td><td> Beaver-Visitec Internacional </td><td> 8441000 </td></tr><tr><td> Auto retractor </td><td> World Precision Instruments </td><td> 14240 </td></tr></tbody></table>

orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease

Procedimientos vasculares que implican anastomosis en el ratón se cree generalmente que ser difícil y depende en gran medida de la habilidad del cirujano individual. Esto es cierto en gran medida, pero hay una serie de principios importantes que puede reducir la dificultad de estos procedimientos y aumentar la reproducibilidad. Trasplante aórtico ortotópico es un excelente procedimiento en el que aprender estos principios, ya que implica sólo dos de extremo a extremo anastomosis, pero requiere una buena técnica de sutura y la manipulación de los vasos para el éxito consistente. Este procedimiento comienza con la adquisición de una longitud de aorta abdominal de un animal donante, seguido por la división de la aorta nativa en el receptor. La aorta adquiridos se coloca entonces entre los extremos divididos de la aorta receptor y se sutura en su lugar con extremo a extremo anastomosis. Para lograr este objetivo con éxito requiere un alto grado de concentración, buenas herramientas, una mano firme y una apreciación de la facilidad con lavasculatura de un ratón puede ser dañada, resultando en trombosis. El aprendizaje de estos importantes principios es lo que ocupa la mayor parte del tiempo el principiante al aprender microcirugía en los roedores pequeños. A lo largo de este protocolo, nos referimos a estos puntos importantes. Este modelo puede ser utilizado para estudiar la enfermedad vascular en una variedad de diferentes sistemas experimentales 1-8. En el contexto que se muestra aquí, que es la más utilizada para el estudio de la enfermedad después del trasplante vascular, una común complicación a largo plazo del trasplante de órgano sólido en el que la hiperplasia intimal se produce dentro del aloinjerto. La ventaja principal del modelo es que facilita análisis morfométricos cuantitativos y el vaso trasplantado se encuentra contiguo al recipiente endógeno, que puede servir como un control adicional 9. La técnica mostrada aquí es la más utilizada para los ratones de peso 18-25 gramos. Hemos acumulado la mayor parte de nuestra experiencia en el uso de la C57BL/6J, BALB / cJ, y las cepas C3H/HeJ.

La figura 1 muestra un injerto aórtico. Las flechas blancas indican las líneas de sutura. Un injerto de patente mostrará un pulso visible. Figura 2 indica un experimento típico en el que se siguió la supervivencia receptor durante un periodo de 56 días. Un grupo consistía en ratones receptores de tipo salvaje (C57BL / 6 x FVB) transplantados con ratones BALB / c aorta. El otro grupo, designado &quot;KO&quot; se compone de los destinatarios (C57BL / 6 x FVB) deficientes en la expr...

Watch this Scientific Journal Video about Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease at JoVE.com

Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Se describe una técnica en la que se trasplanta una sección de la aorta abdominal de un ratón ortotópicamente a justo por debajo de las arterias renales en un receptor alogénico o singénico. Esta técnica puede ser útil en estudios en que se considera el trasplante de las grandes arterias de tamaño uniforme ventajosa.

El trasplante ortotópico aórtica en los ratones para el Estudio de la Enfermedad Vascular

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

orthotopic-aortic-transplantation-mice-for-study-vascular

Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K vistas.  The University of Alabama at Birmingham. Se describe una técnica en la que se trasplanta una sección de la aorta abdominal de un ratón ortotópicamente a justo por debajo de las arterias renales en un receptor alogénico o singénico. Esta técnica puede ser útil en estudios en que se considera el trasplante de las grandes arterias de tamaño uniforme ventajosa.

Video: Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

Trasplante ortotópico aórtica: un modelo de rata para estudiar el desarrollo de la enfermedad vascular crónica

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Investigación

Medicina

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Small bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with short gut syndrome and failure of parenteral nutrition (irreversible intestinal failure). In specialized centers improved operative and managing strategies have led to excellent short- and intermediate term patient and graft survival while providing high quality of life 1,3. Unlike in the more common transplantation of other solid organs (i.e. heart, liver) many underlying mechanisms of graft function and immunologic alterations induced by intestinal transplantation are not entirely known6,7. Episodes of acute rejection, sepsis and chronic graft failure are the main obstacles still contributing to less favorable long term outcome and hindering a more widespread employment of the procedure despite a growing number of patients on home parenteral nutrition who would potentially benefit from such a transplant. The small intestine contains a large number of passenger leucocytes commonly referred to as part of the gut associated lymphoid system (GALT) this being part of the reason for the high immunogenity of the intestinal graft. The presence and close proximity of many commensals and pathogens in the gut explains the severity of sepsis episodes once graft mucosal integrity is compromised (for example by rejection). To advance the field of intestinal- and multiorgan transplantation more data generated from reliable and feasible animal models is needed. The model provided herein combines both reliability and feasibility once established in a standardized manner and can provide valuable insight in the underlying complex molecular, cellular and functional mechanisms that are triggered by intestinal transplantation. We have successfully used and refined the described procedure over more than 5 years in our laboratory 8-11. The JoVE video-based format is especially useful to demonstrate the complex procedure and avoid initial pitfalls for groups planning to establish an orthotopic rodent model investigating intestinal transplantation.

Small bowel transplantation has become an accepted treatment option for patients with irreversible intestinal failure. Our experimental model of orthotopic small bowel transplantation in rats serves as a reliable tool to address underlying immunologic and inflammatory processes that complicate intestinal transplantation.

El trasplante ortotópico de intestino delgado en ratas

Small  bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with  short gut syndrome and failure of parenteral nutrition ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

Trasplante ortotópico de hígado en ratas

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Ascending Aortic Constriction in Rats for Creation of Pressure Overload Cardiac Hypertrophy Model

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart failure. Here, we describe a detailed surgical procedure for creating pressure overload and cardiac hypertrophy in rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. After anesthesia, the trachea is intubated by inserting a cannula through a half way incision made between two cartilage rings of trachea. Then a skin incision is made at the level of the second intercostal space on the left chest wall and muscle layers are cleared to locate the ascending portion of aorta. The ascending aorta is constricted to 50&#8211;60% of its original diameter by application of a small sized titanium clip. Following aortic constriction, the second and third ribs are approximated with prolene sutures. The tracheal cannula is removed once spontaneous breathing was re-established. The animal is allowed to recover on the heating pad by gradually lowering anesthesia. The intensity of pressure overload created by constriction of the ascending aorta is determined by recording the pressure gradient using trans-thoracic two dimensional Doppler-echocardiography. Overall this protocol is useful to study the remodeling events and contractile properties of the heart during the gradual onset and progression from compensated cardiac hypertrophy to heart failure stage.

We describe a stepwise procedure for creating pressure overload and left ventricular hypertrophy in Wistar rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. This model is extensively used for studying remodeling changes during cardiac hypertrophy and for identifying and evaluating strategies for regression of such changes.

Ascendente aórtica Constricción en ratas para la Creación de la sobrecarga de presión hipertrofia cardíaca Modelo

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart ...

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

Ortotópico de la extremidad posterior de trasplante en el ratón

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

Calcification of Vascular Smooth Muscle Cells and Imaging of Aortic Calcification and Inflammation

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world. Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and calcification, develop in the coronary arteries, aortic valve, aorta, and peripheral conduit arteries and are the hallmark of cardiovascular disease. In humans, imaging with computed tomography allows for the quantification of vascular calcification; the presence of vascular calcification is a strong predictor of future cardiovascular events. Development of novel therapies in cardiovascular disease relies critically on improving our understanding of the underlying molecular mechanisms of atherosclerosis. Advancing our knowledge of atherosclerotic mechanisms relies on murine and cell-based models. Here, a method for imaging aortic calcification and macrophage infiltration using two spectrally distinct near-infrared fluorescent imaging probes is detailed. Near-infrared fluorescent imaging allows for the ex vivo quantification of calcification and macrophage accumulation in the entire aorta and can be used to further our understanding of the mechanistic relationship between inflammation and calcification in atherosclerosis. Additionally, a method for isolating and culturing animal aortic vascular smooth muscle cells and a protocol for inducing calcification in cultured smooth muscle cells from either murine aortas or from human coronary arteries is described. This in vitro method of modeling vascular calcification can be used to identify and characterize the signaling pathways likely important for the development of vascular disease, in the hopes of discovering novel targets for therapy.

Vascular calcification is an important predictor of and contributor to human cardiovascular disease. This protocol describes methods for inducing calcification of cultured primary vascular smooth muscle cells and for quantifying calcification and macrophage burden in animal aortas using near-infrared fluorescence imaging.

Calcificación de células del músculo liso y de imagen de la calcificación aórtica y la inflamación

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world.  Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Utilizando la técnica de la manga en un modelo murino de trasplante aórtico - un Video instructivo

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

La constricción aórtica mínimamente invasiva transversal en ratones

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Induction of Nephrotic Syndrome in Mice by Retrobulbar Injection of Doxorubicin and Prevention of Volume Retention by Sustained Release Aprotinin

Nephrotic syndrome is the most extreme manifestation of proteinuric kidney disease and characterized by heavy proteinuria, hypoalbuminemia, and edema due to sodium retention and hyperlipidemia. To study the pathophysiology of this syndrome, rodent models have been developed based on the injection of toxic substances such as doxorubicin causing podocyte damage. In mice, only few strains are susceptible to this model. In wildtype 129S1/SvImJ mice, the administration of doxorubicin by rapid intravenous injection to the retrobulbar sinus induces experimental nephrotic syndrome that features all the symptoms of human disease including sodium retention and edema. After the onset of proteinuria, mice exhibit increased urinary serine protease activity that leads to the activation of the epithelial sodium channel (ENaC) and sodium retention. Pharmacological inhibition of urinary serine proteases by the treatment with sustained release aprotinin abrogates ENaC activation and prevents sodium retention. This model is ideal to study the pathophysiology of proteasuria, i.e., the excretion of active serine proteases that cause ENaC activation by the proteolysis of its &#947;-subunit. This can be regarded as the primary mechanism of ENaC activation and sodium retention in proteinuric kidney disease.

Here, we describe the induction of experimental nephrotic syndrome in 129S1/SvImJ mice by rapid retrobulbar injection of doxorubicin. We also treat nephrotic mice with sustained release pellets containing aprotinin to inhibit urinary serine protease activity and prevent sodium retention.

Inducción del síndrome nefrótico en ratones por la inyección Retrobulbar de la doxorrubicina y la prevención de la retención de volumen por la aprotinina de liberación sostenida

Nephrotic syndrome is the most extreme manifestation of proteinuric kidney disease and characterized by heavy proteinuria, hypoalbuminemia, and edema due ...

A Model of Reverse Vascular Remodeling in Pulmonary Hypertension Due to Left Heart Disease by Aortic Debanding in Rats

Pulmonary hypertension due to left heart disease (PH-LHD) is the most common form of PH, yet its pathophysiology is poorly characterized than pulmonary arterial hypertension (PAH). As a result, approved therapeutic interventions for the treatment or prevention of PH-LHD are missing. Medications used to treat PH in PAH patients are not recommended for treatment of PH-LHD, as reduced pulmonary vascular resistance (PVR) and increased pulmonary blood flow in the presence of increased left-sided filling pressures may cause left heart decompensation and pulmonary edema. New strategies need to be developed to reverse PH in LHD patients. In contrast to PAH, PH-LHD develops due to increased mechanical load caused by congestion of blood into the lung circulation during left heart failure. Clinically, mechanical unloading of the left ventricle (LV) by aortic valve replacement in aortic stenosis patients or by implantation of LV assist devices in end-stage heart failure patients normalizes not only pulmonary arterial and right ventricular (RV) pressures but also PVR, thus providing indirect evidence for reverse remodeling in the pulmonary vasculature. Using an established rat model of PH-LHD due to left heart failure triggered by pressure overload with subsequent development of PH, a model is developed to study the molecular and cellular mechanisms of this physiological reverse remodeling process. Specifically, an aortic debanding surgery was performed, which resulted in reverse remodeling of the LV myocardium and its unloading. In parallel, complete normalization of RV systolic pressure and significant but incomplete reversal of RV hypertrophy was detectable. This model may present a valuable tool to study the mechanisms of physiological reverse remodeling in the pulmonary circulation and the RV, aiming to develop therapeutic strategies for treating PH-LHD and other forms of PH.

The present protocol describes a surgical procedure to remove ascending-aortic banding in a rat model of pulmonary hypertension due to left heart disease. This technique studies endogenous mechanisms of reverse remodeling in the pulmonary circulation and the right heart, thus informing strategies to reverse pulmonary hypertension and/or right ventricular dysfunction.

Un modelo de remodelación vascular inversa en la hipertensión pulmonar debido a la enfermedad cardíaca izquierda por desbandamiento aórtico en ratas

Pulmonary hypertension due to left heart disease (PH-LHD) is the most common form of PH, yet its pathophysiology is poorly characterized than pulmonary ...