Este trabajo fue apoyado por la Sociedad Max Planck (KMD, BD, AWM, TB, TBB, DJM, y WK), el Cluster de Excelencia Frankfurt &quot;complejos macromoleculares&quot;, financiado por la Deutsche Forschungsgemeinschaft (WK) y una postdoctoral EMBO a largo plazo Fellowship (VAMG).

1 Preparación de las mitocondrias de células o tejidos por centrifugación diferencial En esta sección se describe un procedimiento general para el aislamiento de las mitocondrias intactas de diversos organismos eucariotas. Los componentes de amortiguación y velocidades de centrifugación precisa necesita ser optimizado para cada tejido / especie estudiada. <ol><li> Romper las células en tampón isotónico (por ejemplo, sacarosa 250 mM, HEPES 10 mM pH 7,4), utilizando un molino de vidrio talón (micelio fúngico) 28, la digestión enzimática de la pared celular (Saccharomyces cerevisiae) 29, un homogeneizador de rodamiento de bolas (single -Cell eucariotas / cultura células / nematodos) 30, o una licuadora (tejidos animales o vegetales) 31. </li><li> Eliminar los restos celulares por filtración a través de muselina seguido por centrifugación a baja velocidad (2.000 xg, 4 ° C, 10 min). </li><li> Recoger sobrenadante y sedimento mitocondrias por centrifugación de alta velocidad (9.000 xg, 4 ° C, 10 min). </li><li> Cuando sea necesario, utilice un gradiente escalonado de la densidad isotónica para la purificación adicional de la fracción mitocondrial 32. </li></ol> 2 Preparación de mitocondrias para Electron Cryo-tomografía La siguiente sección describe cómo obtener muestras congeladas hidratado para crio-ET. NOTA: El método implica el uso de nitrógeno líquido extremadamente frío y etano, que puede causar quemaduras graves en la piel. Gafas de seguridad y guantes de protección crio deben ser puestas. Etano líquido, que también es inflamable, debe manejarse en una campana de humos. <ol><li> Resuspender las mitocondrias sedimentadas en trehalosa 250 mM, 10 mM de tampón HEPES a pH 7,4 a una concentración de aproximadamente 5 mg / ml de proteína total. </li><li> -Descarga luminiscente redes de EM de carbono, holey secundarios de carbono hacia arriba, en un dispositivo de vacío de acuerdo con las instrucciones del fabricante. </li><li> Licuar unos pocos mililitros de etano dirigiendo una corriente de gas de etano en el lado interior de un nitrógeno líquido frescorecipiente de aluminio ed. </li><li> Mezcle proteína A conjugada con suspensión fiducial oro 1: 1 con suspensión mitocondrial y aplicar de inmediato 3 l de una rejilla EM de descarga luminiscente se celebró en pinzas. </li><li> Colocar las pinzas en un dispositivo de vitrificación, por ejemplo, una guillotina casera. Seque el exceso de líquido con un trozo de papel de filtro (~ 5 segundos o hasta que el líquido deje de difusión) y sumergirse de inmediato la red en etano líquido soltando el gatillo. </li><li> Transfiera la red a partir de etano líquido en nitrógeno líquido. Durante la transferencia, eliminar el exceso de etano de la red con papel de filtro. Coloque la punta de una pieza en forma de cuña de papel de filtro en el etano líquido. A medida que el etano líquido sube, arrastre suavemente la red hasta el papel de filtro, pero mantenerlo por debajo de la parte delantera líquido. Etano líquido se retira de la red por acción capilar y una vez que todos etano líquido se ha eliminado, transferir inmediatamente la cuadrícula en nitrógeno líquido. </li><li> Coloque la rejilla vitrificada en una caja de almacenamiento de red, unnd almacenar en nitrógeno líquido para su uso posterior, según corresponda. </li></ol> 3. grabación de tomográfica Inclinación Series La siguiente sección describe cómo configurar y recopilar una serie de inclinación tomográfica de una mitocondria con un microscopio electrónico de Polara equipado con un filtro de energía post-columna y la cámara CCD. Protocolos similares se utilizan con todos los electrones crio-microscopios equipados con cámaras CCD o directos detector de electrones. <ol><li> Alinear el Microscopio <ol><li> Inserte probeta por ejemplo, el grafito y las islas de oro en película de carbón perforado. </li><li> Seleccione el modo de búsqueda en el sistema de dosis baja del microscopio. </li><li> Llevar la muestra a la altura eucéntrica. Este es el punto de mínimo movimiento xy al inclinar el portamuestras. Centrar un punto de interés a 0 ° de inclinación, incline la etapa a 20 ° y volver a centrar el punto de alterar la altura z. Regresar a 0 ° y repita hasta que se minimiza el desplazamiento lateral. </li><li> Seleccionemodo de exposición. Elija de tamaño deseado para recoger una tomografía (por ejemplo, el detector 25,000X ≈ 0,6 nm Tamaño de la pieza de píxeles). </li><li> Elija una pequeña apertura del condensador (50-70 mm) y seleccione un tamaño de punto y la intensidad del haz de manera que el haz es sólo más ancho que el dispositivo de imágenes y da una lectura de píxeles de 60 e - / pixel (CCD) o 14 e - / pixel / seg (detector de electrones directa, modo de conteo). </li><li> Apertura del condensador Center. </li><li> Encuentra Gaussian enfoque por ejemplo, punto de contraste mínimo. Restablecer lectura desenfoque microscopio y los puntos de pivote correctas y el centro de rotación de acuerdo a las instrucciones del fabricante. </li><li> Marque en el desenfoque deseado para la grabación de tomografía. NOTA: Alta desenfoque (8 micras) aumenta el contraste, pero reduce la resolución, mientras que la baja desenfoque (2-4 micras) aumenta la resolución a expensas de contraste. </li><li> Más de un agujero vacío, generar una nueva referencia de ganancia y alinear filtro de energía de acuerdo con el fabricante delinstrucciones. </li><li> Alinear modos de búsqueda y exposición. En el modo de exposición, centrar un punto de interés y cambiar al modo de búsqueda. Seleccione ampliación de 1,500X (0,033 m / pixel de la muestra en el detector) y desenfoque de 100 micras (para un mayor contraste). Traiga punto de interés volver a centrar usando bobinas de desplazamiento de imagen. </li><li> En el modo de búsqueda, ajustar el tamaño del punto y la intensidad del haz de manera que el haz es sólo más ancho que el dispositivo de imágenes y da una lectura de píxeles de ~ 20 e - / pixel (CCD) o ~ 8 e - / pixel / seg (detector de electrones directa, modo de conteo). </li></ol></li><li> Encontrar una buena zona de la pieza <ol><li> Inserte la rejilla con las mitocondrias-congelados hidratado en el microscopio electrónico de la temperatura del nitrógeno líquido (consulte las instrucciones del fabricante EM). </li><li> En el modo de búsqueda, buscar la red para las zonas de espesor del hielo y la muestra de una calidad adecuada. Tome un 6 seg de búsqueda de imágenes de áreas prometedoras para determinar la idoneidad para la recolección de tomografía. Both de la membrana mitocondrial interna y externa debe ser visible a este aumento. </li></ol></li><li> Grabación de una inclinada Series tomográfica <ol><li> Una vez que se encuentre una buena superficie de la muestra, incline la etapa de ± 60 ° para determinar el rango de inclinación máxima que está disponible sin ningún tipo de obstrucción de la exposición o el enfoque por área de barras de la rejilla o trozos de hielo. </li><li> En un agujero lleno de hielo cerca de apariencia similar, cambiar a modo de exposición y ajustar la intensidad del rayo o la adquisición de imágenes en tiempo por lo que cada imagen grabada tiene una dosis de electrones de 30 a 50 e - / pixel para CCDs o 6-8 e - / pixel / s detectores de electrones directos, el modo de contar. </li><li> Calcular la relación de distribución de la dosis (I 0 / I 60) dividiendo el recuento promedio de electrones de una imagen 1 seg adquirida a 0 ° con la de una imagen 60 ° para. Esta relación se describe el aumento en el tiempo de exposición necesario para mantener un recuento de electrones constante por imagen al aumentar el ángulo de inclinación (tiempo de exposición = 1 / cos (α) n donde (I 0 / I 60) = 2 n). La relación también sirve como una buena indicación de espesor de hielo. Buenas tomografías de mitocondrias suelen registrarse con un I 0 / I 60 = 2,3-2,6. </li><li> Más de un agujero vacío, adquirir una imagen 1 seg en el modo de exposición y anote el número de electrones por Å 2. Teniendo en cuenta la relación de distribución de dosis, calcular el número total de imágenes que se pueden grabar para una dosis total específica de electrones (por ejemplo, &lt;40 e - / Å 2 para la determinación estructural y ~ 160 e - / Å 2 de morfología). </li><li> Determinar el intervalo de inclinación apropiado para la recolección de tomografía dividiendo el rango total de inclinación (por ejemplo, 120 ° para ± 60 °) por el número total de imágenes calculados en 3.3.4. </li></ol></li><li> Configurar y grabar una tomografía con los parámetros determinados anteriormente, utilizando el software de recopilación automática de datos apropiada 33, 34. Serie Tilt se comienzan a ± 20 ° y pasan por 0 ° antes de llegar a altas inclinaciones con el fin de maximizar el contenido de información de imágenes de baja inclinación que se destruyeron por la dosis de electrones en aumento. </li></ol> 4. Creación y segmentación de los volúmenes tomográficos En esta sección se describe cómo se generan volúmenes tomográficas de las mitocondrias de la serie de inclinación y cómo los volúmenes están presentes para la visión general. <ol><li> Guarde la serie inclinación tomográfica a un directorio apropiado. Generar una pila de imágenes y convertirlas a un formato de archivo adecuado con el software de código abierto, como dm2mrc o tif2mrc (paquete IMOD), que convierten .dm3, .dm4 o .tif archivos en pilas de MRC. se requieren pilas MRC para la reconstrucción tomográfica con IMOD 35. Otros paquetes requieren diferentes formatos. </li><li> Alinear las imágenes y generar una tomografía siguiendo los pasos detallados en el tutorial IMOD ( <ahref=&quot;http://bio3d.colorado.edu/imod/doc/etomoTutorial.html&quot;&gt;http://bio3d.colorado.edu/imod/doc/etomoTutorial.html ). </li><li> Mejorar el contraste de la tomografía utilizando el filtro de difusión anisotrópica no lineal distribuido con IMOD. Este filtro funciona bien para las membranas y partículas asociadas a la membrana, como la ATP sintasa. </li><li> Para la visualización, el segmento manualmente la tomografía usando programas disponibles comercialmente, por ejemplo, Amira. Asignar voxels correspondientes a la membrana interna o externa y generar una superficie. Usando la opción clicker en el plugin EM-paquete para AMIRA 36 marcar la ubicación de las partículas ATP sintasa. </li></ol> 5. Subtomogram de promedio de la ATP sintasa dímeros y montaje de estructuras de rayos X La siguiente sección describe cómo se pueden obtener los promedios subtomogram de dímeros ATP sintasa. <ol><li> El uso de las partículas marcadas como entrada y un paquete de software apropiado, tal como el &quot;ParteEstimación ículo para el programa de tomografía electrónica &#39;, calcular un promedio subtomogram. </li><li> Para una estimación resolución, comparación de dos promedios subtomogram determinados independientemente por Fourier correlación shell 37. </li><li> Si, muelle conocido estructuras de rayos X disponibles en el promedio subtomogram de cuerpo rígido ajustado, ya sea manualmente o utilizando rutinas automáticas de conexión secuenciales como las que en el programa de Chimera 38. </li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

El protocolo presentado aquí proporciona una introducción a la crio-ET y subtomogram promedio de las mitocondrias, pero esencialmente el mismo procedimiento se puede aplicar a cualquier otro compartimiento celular o membrana. Para obtener los mejores datos posibles, pasos críticos durante el procedimiento son: la preparación, la estrategia de adquisición proceso de congelación profunda y datos. La calidad de la muestra, lo cual es crítico para el éxito, depende de un protocolo de congelación optimizado para asegurar el espesor del hielo adecuado, el cual es de suma importancia para el buen contraste de la imagen. La estrategia óptima de adquisición de datos depende del instrumento y la muestra. Parámetros para ser optimizadas incluyen dosis de electrones por imagen, esquema de inclinación y desenfoque. La adquisición de una buena tomografía de una buena muestra hace todo el procesamiento de nuevas medidas más fácil y asegura un resultado final satisfactorio. Cryo-ET combinado con un promedio subtomogram y ajuste del modelo atómico proporciona detalles de cómo los complejos de proteínas se disponen en lentorno celular nativo eir. La técnica es igualmente adecuado para la investigación de la estructura de grandes complejos de proteínas de membrana, tales como supercomplexes cadena respiratoria (1,7 MDA), dímeros de la ATP sintasa (2x500 kDa), o el complejo de poro nuclear (~ 120 MDa) 8, 9, 17. La organización de dímeros ATP sintasa en filas no puede ser observado por técnicas de alta resolución como la cristalografía de rayos X, RMN o de una sola partícula crio-EM, porque las filas de dímero se interrumpen por extracción con detergente, que es un paso necesario en el aislamiento y la purificación de complejos de proteínas de membrana. La disposición de la ATP sintasa en filas a lo largo de las crestas de dímeros cristae es un principio de organización universal de las mitocondrias en todas las especies. Los complejos de bombeo de protones de la cadena de transporte de electrones, en particular, el complejo I (NADH deshidrogenasa), se encuentran en las áreas de membrana a cada lado de las filas 8,9. Esta organización de la cadena respiratoria tiene un profundo impacto en la bioenergética mitocondrial. Si las filas de dímero no pueden formar debido a la ausencia de subunidades de proteínas de dímero-específica, las células presentan tiempos de generación más largos y reducción de la aptitud celular, como se observa en el mutante de levadura se muestra en la figura 3 41. Con el creciente interés en las enfermedades mitocondriales, un detallado comprensión de las bases moleculares que regulan ultraestructura y la función mitocondrial es de suma importancia. Electron crio-tomografía proporciona un enlace entre la estructura de la proteína se determina por métodos de alta resolución, y la distribución y disposición de estas proteínas en la membrana en la escala de nanómetros. Esto hace que la crio-ET en una herramienta esencial para la comprensión de la estructura y función mitocondrial en la salud y la enfermedad. Otros desarrollos técnicos y las mejoras en la crio-ET incluyen estrategias de proteína de etiquetado para identificar la posición de protein subunidades de los complejos macromoleculares o la localización de proteínas distintas más pequeños o menos (&lt;0,5 MDA) en las células. Además, los métodos de procesamiento EM híbridos, que combinan subtomogram promediado con el análisis de una sola partícula o reconstrucción helicoidal han determinado recientemente estructuras de proteínas a ~ 8 Å 42, 43. Estos métodos de tratamiento se limitan actualmente a las proteínas purificadas, que están bien separados en hielo o forman asambleas helicoidales y en la actualidad no son aplicables a entornos celulares concurridos como las mitocondrias y crestas membranas. Para la recolección de datos, las nuevas herramientas informáticas y hardware se están desarrollando para permitir la adquisición tomografía automatizada, aumentar el contraste de la imagen y reducir la dosis total de electrones requerida. La única limitación fundamental en crio-ET es el daño por radiación a la muestra por el haz de electrones. Esto significa que sólo dosis muy bajas de electrones se pueden utilizar para grabar cada imagen de una serie de inclinación tomográfica, resultando en una mala señal-tratio que limita en última instancia, la resolución alcanzable o-ruido. Los nuevos detectores de electrones directo, lanzado hace menos de un año, están revolucionando el campo de una sola partícula crio-EM 44, 45. Estos nuevos detectores proporcionan mayor contraste y una mejor resolución en dosis más bajas de electrones. Para la crio-tomografía electrónica, esto significa que la serie de inclinación con tamaños de paso más pequeñas o tomografías ejes duales incluso se puede recoger sin preocupaciones sobre el daño por radiación excesiva (una imagen CCD es equivalente en dosis de electrones 5 imágenes directas del detector de electrones). Las grandes cantidades de datos producidos por estos detectores de crear sus propios desafíos en el manejo de datos, procesamiento y almacenamiento, lo que tendrá que superar. Además, placas de fase, que funcionan sobre principios similares a los usados ​​rutinariamente en la microscopía de luz para mejorar el contraste de fase, se están desarrollando actualmente para microscopía electrónica de transmisión 46, 47. Esto debería permitir que las tomografías que se recojan más cerca de enfocar y por lo tanto en una resolución más alta, mientras que al mismo tiempo que se preserva de baja resolución características necesarias para la alineación y la interpretación de los volúmenes de tomográficas. Tomados en conjunto, estos avances tecnológicos se ampliará considerablemente la gama de cuestiones biológicas que pueden ser abordadas por crio-ET.

Las mitocondrias son los power-casas de la célula. Mediante la conversión de un gradiente de protones electroquímico a través de la membrana mitocondrial interna en energía de enlace químico, la ATP sintasa mitocondrial produce la mayor parte del ATP que impulsa procesos celulares. Con el fin de entender los mecanismos detrás de la conversión de energía mitocondrial, tenemos que determinar la estructura de la ATP sintasa in situ, y para averiguar cómo se organiza y se distribuye en la membrana mitocondrial interna. Aunque las estructuras de alta resolución de la mayoría de los componentes mitocondriales ATP sintasa 1-3 y mapas de baja resolución de todo el complejo 4 están disponibles, es importante establecer la estructura y conformación de la enzima de trabajo en la membrana. La distribución de la ATP sintasa en la membrana mitocondrial interna se ha asumido ampliamente que ser al azar, pero uno de los primeros 5 y la búsqueda de nuestros propios resultados iniciales 6 indicaron que este no es tél caso. Estudios posteriores de nuestro grupo y otros 7 han confirmado que la ATP sintasa está dispuesto en largas filas de dímeros a lo largo de las crestas fuertemente curvadas de la membrana mitocondrial interna crestas 8, mientras que las bombas de protones de la cadena de transporte de electrones parecen estar localizados a cada lado de las filas 9. Esta disposición tiene importantes implicaciones para los mecanismos de conversión de energía mitocondrial. La técnica que hemos utilizado para determinar esta disposición es la crio-tomografía electrónica (crio-ET). Cryo-ET es actualmente el único método que ofrece en tres dimensiones (3D) los volúmenes exactos de las células, los compartimentos celulares u orgánulos con resolución molecular. Cryo-ET es particularmente adecuada para el estudio de grandes complejos en las membranas biológicas, ya que las membranas aparecen con buen contraste y son fáciles de rastrear en los volúmenes de tomográficas 3D. Otros métodos para el estudio de la estructura 3D de las células o organelles no proporcionan detalles moleculares. Super-resolución microscopía de luz 10, 11 es excelente a revelar la posición o las distancias entre las etiquetas emisores de luz unidos a proteínas de interés con una precisión de decenas de nm, pero no revela la estructura de la proteína en sí, incluso a baja resolución . Microscopía electrónica de transmisión de secciones en serie 12 o imagen de bloque de cara por microscopía electrónica de barrido 13 de muestras biológicas de plástico embebido proporcionan vistas de baja resolución de los volúmenes celulares pero igualmente no revelan detalle molecular. Microscopía de fuerza atómica 14 puede entregar, en principio, resolución molecular o incluso atómica, pero sólo en la superficie de los objetos sobre un soporte atómicamente plana, sólida. Por último, la tomografía de rayos X 15 o dispersión de pulsos de rayos X intensos de láseres de electrones libres es poco probable para revelar la estructura de grandes complejos, objetos, aperiódicas tales como células enteras u orgánulos en 16 mresolución olecular en un futuro previsible. Así, en la actualidad, no hay alternativa a la crio-ET para el estudio de la estructura 3D de las células u orgánulos con una resolución nanométrica. Cryo-ET es el método de elección para examinar la estructura y la conformación de los conjuntos de proteínas asociadas a la membrana, incluyendo el complejo del poro nuclear 17, el pico de la gripe complejos 18, y los flagelos proteínas de motor 22, 23 sino también la organización de las células bacterianas enteras 19 y la entrada de los virus patógenos como el VIH en las células a 20-23. Cryo-ET tiene un valor incalculable para la visualización de proteínas filamentosas y sus interacciones en la célula, incluyendo los filamentos de actina 24 o axonemas 25. La resolución puede ser mejorada a 2 nm o mejor por subtomogram promediando 26, mediante el cual subvolúmenes de repetidos, rasgos regulares se cortan de un volumen tomográfica y un promedio por partícula sola imagen protécnicas de procesamiento. Cryo-ET implica la adquisición de una serie de imágenes de proyección de un espécimen delgada (&lt;250 nm) tomadas en diferentes ángulos de inclinación en un microscopio electrónico de transmisión (TEM). La muestra debe ser delgada por lo que los electrones, que interactúan fuertemente con la materia, se dispersan más de una vez. Dispersión múltiple hace que las imágenes resultantes difíciles de interpretar y reduce el contraste. Las imágenes de la superficie de la muestra seleccionada están alineados uno con respecto al otro y se proyectan en un espacio 3D mediante un programa informático adecuado, generando un volumen 3D de la muestra. La alineación de las imágenes es ayudada por marcadores de referencia de oro, que se mezclan con la muestra antes de la congelación. Idealmente marcadores de referencia 10 o más uniformemente distribuidos deben estar presentes en cada imagen para conseguir una buena alineación. Observar el detalle molecular, las muestras son-caída congelado en etano líquido, que conserva su estado hidratado nativo. Congelación en líquidoetano es tan rápido (~ 10 5 ° C / s) 27 de que el agua no cristaliza sino que permanece en un estado vitrificado, similar al vidrio. Cristal de hielo daños formación estructuras biológicas sensibles. Como muestras biológicas sufren de daños por radiación, hay un límite para el número total de eventos de dispersión de la muestra puede tolerar. Las imágenes se adquirieron por lo tanto en el modo de dosis baja: Un área de interés se identifica a bajo aumento (1,500X) con una dosis de electrones por debajo de 1 e - / 2 nm (en modo de búsqueda). Para enfocar la imagen a continuación, con un aumento más alto, fuera del área de interés (modo de enfoque). Sólo cuando se adquiere una imagen, el área de interés se irradia con una dosis de electrones superior (modo de exposición). A continuación, presentamos una visión general de cómo recoger y electrones proceso de crio-tomografías, utilizando dímeros ATP sintasa en la membrana mitocondrial interna como ejemplo. El siguiente protocolo describe cómo preparar la mitocondria para la crio-ET, cómo configurary recoger una serie de inclinación con una dosis total de electrones específica, y cómo procesar la serie de inclinación para obtener un volumen 3D del área de interés. Una visión general del procedimiento se ilustra en la Figura 1.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="961">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Sucrose</td>
			<td style="width:235px;">ROTH</td>
			<td style="width:119px;">4621.2</td>
			<td style="width:379px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Trehalose</td>
			<td style="width:235px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">T9449</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">HEPES</td>
			<td style="width:235px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">H3375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Zymolase</td>
			<td style="width:235px;">biomol</td>
			<td style="width:119px;">Z1000.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Density gradient medium</td>
			<td style="width:235px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">D1556 or P1644</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Protein A gold</td>
			<td style="width:235px;">Aurion</td>
			<td style="width:119px;">810.111</td>
			<td>10 nm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Ethane</td>
			<td style="width:235px;">Air Liquide</td>
			<td style="width:119px;">P0502S02R0A001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Nitrogen</td>
			<td style="width:235px;">Air Liquide</td>
			<td style="width:119px;">I4150RG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Consumables</td>
			<td style="width:235px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Filter paper</td>
			<td style="width:235px;">Whatman, GE Healthcare</td>
			<td style="width:119px;">1004 090</td>
			<td>Nr 4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Tweezers</td>
			<td style="width:235px;">Dumont</td>
			<td style="width:119px;">T506</td>
			<td>Non-magnetic, pattern #5</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">EM combined test grid</td>
			<td style="width:235px;">Plano GmbH</td>
			<td style="width:119px;">S142</td>
			<td>grapite and gold islands on holey carbon film</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Holey carbon grids</td>
			<td style="width:235px;">Quantifoil Micro Tools GmbH or C-flat</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>R2/2 300 Cu mesh&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Cryo grid boxes</td>
			<td style="width:235px;">Plano GmbH</td>
			<td style="width:119px;">160-42</td>
			<td>Alternative home-made metal boxes</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Equipment</td>
			<td style="width:235px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Potter</td>
			<td style="width:235px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P7984</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Blender</td>
			<td style="width:235px;">Waring</td>
			<td style="width:119px;">8011S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Glass bead mill - bead beater</td>
			<td style="width:235px;">BioSpec Products</td>
			<td style="width:119px;">1107900-105</td>
			<td>Including 0.5 mm beads</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Ball-bearing (Balch) homogeniser</td>
			<td style="width:235px;">isobiotec</td>
			<td style="width:119px;">H8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Centrifuge</td>
			<td style="width:235px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">46915</td>
			<td>Sorvall RC6+</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Glow-discharge apparatus</td>
			<td style="width:235px;">Bal-Tec A.G.</td>
			<td style="width:119px;">CTA 010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Grid vitrification device</td>
			<td style="width:235px;">FEI, Gatan or Leica</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Alternative home-made plunger</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Transmission electron microscope</td>
			<td style="width:235px;">FEI or Jeol</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>300 keV</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Direct electron detector (CMOS)</td>
			<td style="width:235px;">Gatan</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>4k x 4k pixels, counted mode</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Charge coupled device</td>
			<td style="width:235px;">Gatan</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>4K x 4K pixels (alternative to Direct electron detector)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Energy filter</td>
			<td style="width:235px;">Gatan or Jeol</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Software</td>
			<td style="width:235px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Image acquisition software</td>
			<td style="width:235px;">Gatan</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Tomogram acquisition software</td>
			<td style="width:235px;">Gatan, FEI, USCF, or UC-Boulder</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>4 alternatives</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Tomogram processing software</td>
			<td style="width:235px;">FEI, UCSF or UC-Boulder</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>3 alternatives</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Subtomogram averaging software</td>
			<td style="width:235px;">UC-Boulder, or University of Basel</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>2 alternatives</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Tomogram visualisation software</td>
			<td style="width:235px;">UC-Boulder, FEI, or University of Utah</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>3 alternatives</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">visualisation software plugin</td>
			<td style="width:235px;">Goethe university</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.biophys.uni-frankfurt.de/frangakis/</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Structure visualisation software</td>
			<td style="width:235px;">UCSF</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.cgl.ucsf.edu/chimera/</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Numerical calculation software</td>
			<td style="width:235px;">MathWorks</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.mathworks.de/academia/</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualization of atp synthase dimers in mitochondria by electron cryo-tomography

Electron crio-tomografía es una poderosa herramienta en biología estructural, capaz de visualizar la estructura tridimensional de muestras biológicas, tales como células, orgánulos, vesículas de membrana, o virus en detalle molecular. Para lograr esto, la muestra acuosa se vitrifica rápidamente en etano líquido, que conserva en un estado congelado-hidratado próxima al nativo. En el microscopio electrónico, la serie de inclinación se registran a la temperatura del nitrógeno líquido, de la que se reconstruyen las tomografías 3D. La relación señal-ruido del volumen tomográfica es inherentemente baja. Características reconocibles y recurrentes son realzados por un promedio subtomogram, por el cual subvolúmenes individuales se cortan, alineados y se promediaron para reducir el ruido. De esta manera, los mapas 3D con una resolución de 2 nm o mejor se puede obtener. Un ajuste de las estructuras de alta resolución disponibles para el volumen 3D a continuación, produce los modelos atómicos de complejos de proteínas en su ambiente nativo. Aquí te mostramos cómo usamos electrones crio-tomography para estudiar la organización in situ de grandes complejos de proteínas de membrana en las mitocondrias. Encontramos que ATP sintasas se organizan en filas a lo largo de dímeros ápices altamente curvadas de las crestas de la membrana interna, mientras que el complejo I se distribuye aleatoriamente en las regiones de membrana a cada lado de las filas. Por subtomogram de promedio se obtuvo una estructura de la ATP sintasa mitocondrial dímero dentro de la membrana crestas.

Electrón crio-tomografías de mitocondrias revelan claramente la morfología 3D del orgánulo (Figura 2). Segmentación manual de las membranas en un volumen tomográfica ilustra la estructura de las crestas en una mitocondria. Mediante formación de imágenes mitocondrias de diferentes cepas de levadura knockout que carecen de ciertos componentes de la proteína, el efecto de estas proteínas en la morfología de crestas puede ser evaluado. Figura 3 muestra una mitocondria de una cepa de levadura que carece de ATP sintasa subunidad e. Se requiere este componente del complejo de la ATP sintasa para la dimerización de la ATP sintasa mitocondrial. Las mitocondrias de esta cepa carecen de las crestas laminar normal de las mitocondrias de tipo salvaje (Figura 2) y en su lugar contiene un número de compartimentos de la membrana interna. Estos compartimentos están desprovistos de crestas o contienen pequeñas invaginaciones de la membrana en forma de globo (Figura 3). En tomicionales con buen contraste, grandes complejos de proteínas mitocondriales, en este caso de la ATP sintasa dímeros, son fácilmente visibles (Figura 4; Movie 1). Las estructuras de los complejos pueden ser determinadas en 2-3 nm de resolución por promediación subtomogram (Figura 5; Película 2). Los volúmenes medios pueden ser colocados de nuevo en la tomografía con el fin de evaluar la organización de los complejos individuales en relación entre sí y de otros complejos de proteínas en la membrana (Figura 6; Movie 3). <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51228/51228fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1 Diagrama de flujo que muestra las etapas de la crio-tomografía electrónica. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51228/51228fig1highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver la imagen más grande.</a> Figura 2 Morfología de una mitocondria de tipo salvaje S. Cerevisiae. Rebanada central a través de un volumen tomográfica de un tipo salvaje S. mitocondria cerevisiae (izquierda) y el volumen-rendido superficie correspondiente (a la derecha). El volumen segmentado de la membrana externa se muestra en gris y los volúmenes del límite interior y crestas membranas en azul claro. Adaptado de Davies et al 8. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51228/51228fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51228/51228fig3highres.jpg" width="500" /> Figura 3. Mitochondrion de una S. Cerevisiae cepa que carece de una subunidad necesaria paraATP sintasa dimerización. Cortar a través del volumen tomográfico (izquierda) y el acompañamiento volumen-rendido superficie (derecha) de una mitocondria de una S. Cerevisiae cepa carente requerido para ATP sintasa dimerización el e subunidad proteica. Cuando se compara con la Figura 2, la mitocondria de la cepa mutante carece de las crestas laminar normal de las mitocondrias de tipo salvaje. En cambio, la mitocondria tiene muchos compartimentos de membrana interna, ya sea con ausencia de crestas o crestas en forma de globo. Así electrónica crio-tomografía destaca alteraciones en la morfología de la membrana debido a las supresiones de genes. Adaptado de Davies et al 8. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51228/51228fig3highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51228/51228fig4highres.jpg" width="500" /> Figure 4. Mitocondrio del hongo P. anserina. Cortar a través del volumen tomográfico (izquierda) y el volumen-rendido superficie adjunta (derecha) de una mitocondria del hongo filamentoso P. anserina. En este tomografía, filas de 10 nm partículas (puntas de flecha amarilla) se encuentran por encima de las crestas de membrana muy curvadas en las crestas de la membrana interna (ver vídeo 1). Estas partículas fueron identificados como dímeros ATP sintasa por subtomogram promedio. Desde Davies et al 9. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51228/51228fig4highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="Figura 5" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51228/51228fig5highres.jpg" width="500" /> Figura 5 Estructura y organización de la ATP sintasa mitocondrial. Lateral y vista superior que muestra la densidad electrónica de un dímero ATP sintasa de S. c<html> erevisiae según lo determinado por un promedio subtomogram con modelos atómicos armarios (izquierda). Mitocondrial vesícula de la membrana interior que muestra la organización de dímeros ATP sintasa en filas (derecha). La figura fue generada por el posicionamiento de la media subtomogram de la sintasa dímero ATP en el volumen segmentado de la vesícula de membrana, utilizando las coordenadas calculadas durante un promedio. Adaptado de Davies et al 8. Modelos atómicos: F 1 / rotor de anillo [AP: 2WPD] 39 (azul y púrpura); oligomicina sensible confiriendo proteína-OSCP [AP: 2BO5] 40 (verde); fragmento de tallo periférico [AP: 2CLY] 1 con los residuos N-terminales de [AP: 2WSS] 2 (amarillo y rojo) (véase Movie 2). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51228/51228fig6highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <html> _upload / 51228 / 51228fig6highres.jpg &quot;width =&quot; 500 &quot;/&gt; Figura 6. Aislado crista de vesículas a partir de una P. anserina mitocondria. Rodajas de un volumen tomográfico (izquierda) y el volumen-rendido superficie adjunta (derecha) de una vesícula crista de P. anserina. Densidades de proteínas que sobresalen de la membrana son claramente visibles. Las densidades indicadas por flechas amarillas son dímeros ATP sintasa, identificadas por subtomogram promedio. Puntas de flechas verdes indican las densidades identificados mediante el etiquetado de anticuerpos como NADH deshidrogenasa (complejo 1, para más detalles véase 9). Segmentación de las densidades de proteínas revela su organización en las crestas, con los dímeros de la ATP sintasa (rojo y amarillo) que forman filas a lo largo de las crestas cristae muy curvadas y los complejos NADH deshidrogenasa (verde) en las regiones de membrana a cada lado de las filas (véase Movie 3). Desde Davies et al 9.28 / 51228fig7highres.jpg &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Haga clic aquí para ver la imagen más grande. Movie 1. Electron crio-tomografía de una P. anserina mitocondria. La película muestra rebanadas sucesivas a través de un volumen tomográfica tomada de una mitocondria de la hongo filamentoso P. anserina. Filas de ATP sintasa se indican con flechas amarillas. El, el volumen segmentado-prestados superficie muestra la ubicación de la ATP sintasa (esferas amarillas) en relación a la estructura de crestas 3D. Membrana externa, gris; membrana límite interior, azul transparente; crestas membranas, de color azul opaco. Desde Davies et al 9. Véase también la Figura 4. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51228/movie1.mp4" target="_blank">Haga clic aquí para ver el video.</a> Movie 2. Subtomogram media de la ATP sintasa mitocondrial dímero de S. Cerevisiae con modelos atómicos armarios. El promedio fue decalculado a partir de 121 subvolúmenes. La densidad se muestra en tres niveles de contorno: 1s - malla, 2s - gris claro y 3s - gris oscuro. Modelos atómicos experimentales se ajustaron a la densidad mediante la rutina de ajuste secuencial en Chimera. Modelos atómicos: F 1 / rotor de anillo [AP: 2WPD] 39 (azul y púrpura); oligomicina sensible confiriendo proteína-OSCP [AP: 2BO5] 40 (verde); fragmento de tallo periférico [AP: 2CLY] 1 con los residuos N-terminales de [AP: 2WSS]. 2 (amarillo y rojo) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51228/movie2.mov" target="_blank">Haga clic aquí para ver el video.</a> Adaptado de Davies et al 8. Véase también la Figura 5. Movie 3. Aislado crestas vesícula de una P. anserina mitocondria. rebanadas sucesivas a través del volumen tomográfica se muestran, seguido por el volumen renderizada superficie segmentada. Densidades de proteínas que sobresalen de la membrane son claramente visibles. Densidades rojas y amarillas son dímeros ATP sintasa. Densidades verdes son NADH deshidrogenasa (complejo I) tal como se determina mediante el etiquetado de anticuerpos. Desde Davies et al 9. Véase también la Figura 6. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51228/movie3.mpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver el video.</a>

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Visualization of ATP Synthase Dimers in Mitochondria by Electron Cryo-tomography

Se presenta un protocolo de cómo recoger y electrones proceso de crio-tomografías de toda la mitocondria. La técnica ofrece una detallada comprensión de la estructura, función y organización de grandes complejos de proteínas de membrana en membranas biológicas nativas.

La visualización de la ATP sintasa dímeros en mitocondrias por Electron Cryo-tomografía

Electron cryo-tomography is a powerful tool in structural biology, capable of visualizing the three-dimensional structure of biological samples, such as ...

visualization-atp-synthase-dimers-mitochondria-electron-cryo

Research

JoVE Journal

Biology

29.4K vistas.  Max Planck Institute of Biophysics.  Se presenta un protocolo de cómo recoger y electrones proceso de crio-tomografías de toda la mitocondria. La técnica ofrece una detallada comprensión de la estructura, función y organización de grandes complejos de proteínas de membrana en membranas biológicas nativas. 

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Multi-parameter Measurement of the Permeability Transition Pore Opening in Isolated Mouse Heart Mitochondria

The mitochondrial permeability transition pore (mtPTP) is a non specific channel that forms in the inner mitochondrial membrane to transport solutes with a molecular mass smaller than 1.5 kDa. Although the definitive molecular identity of the pore is still under debate, proteins such as cyclophilin D, VDAC and ANT contribute to mtPTP formation. While the involvement of mtPTP opening in cell death is well established1, accumulating evidence indicates that the mtPTP serves a physiologic role during mitochondrial Ca2+ homeostasis2, bioenergetics and redox signaling 3.
mtPTP opening is triggered by matrix Ca2+ but its activity can be modulated by several other factors such as oxidative stress, adenine nucleotide depletion, high concentrations of Pi, mitochondrial membrane depolarization or uncoupling, and long chain fatty acids4. In vitro, mtPTP opening can be achieved by increasing Ca2+ concentration inside the mitochondrial matrix through exogenous additions of Ca2+ (calcium retention capacity). When Ca2+ levels inside mitochondria reach a certain threshold, the mtPTP opens and facilitates Ca2+ release, dissipation of the proton motive force, membrane potential collapse and an increase in mitochondrial matrix volume (swelling) that ultimately leads to the rupture of the outer mitochondrial membrane and irreversible loss of organelle function.
Here we describe a fluorometric assay that allows for a comprehensive characterization of mtPTP opening in isolated mouse heart mitochondria. The assay involves the simultaneous measurement of 3 mitochondrial parameters that are altered when mtPTP opening occurs: mitochondrial Ca2+ handling (uptake and release, as measured by Ca2+ concentration in the assay medium), mitochondrial membrane potential, and mitochondrial volume. The dyes employed for Ca2+ measurement in the assay medium and mitochondrial membrane potential are Fura FF, a membrane impermeant, ratiometric indicator which undergoes a shift in the excitation wavelength in the presence of Ca2+, and JC-1, a cationic, ratiometric indicator which forms green monomers or red aggregates at low and high membrane potential, respectively. Changes in mitochondrial volume are measured by recording light scattering by the mitochondrial suspension. Since high-quality, functional mitochondria are required for the mtPTP opening assay, we also describe the steps necessary to obtain intact, highly coupled and functional isolated heart mitochondria.

A spectrofluorometric protocol for the measurement of the mitochondrial permeability transition pore opening in isolated mouse heart mitochondria is presented here. The assay involves the simultaneous measurement of mitochondria Ca2+ handling, mitochondrial membrane potential and mitochondrial volume. The procedure for obtaining high-quality and functional heart mitochondria is also described.

Multi-parámetro de medición de la apertura del poro de transición de permeabilidad en el corazón del ratón mitocondrias aisladas

The mitochondrial permeability transition pore (mtPTP) is a non specific channel that forms in the inner mitochondrial membrane to transport solutes with ...

Investigación

Biología

Confocal Imaging of Single Mitochondrial Superoxide Flashes in Intact Heart or In Vivo

Mitochondrion is a critical intracellular organelle responsible for energy production and intracellular signaling in eukaryotic systems. Mitochondrial dysfunction often accompanies and contributes to human disease. Majority of the approaches that have been developed to evaluate mitochondrial function and dysfunction are based on in vitro or ex vivo measurements. Results from these experiments have limited ability in determining mitochondrial function in vivo. Here, we describe a novel approach that utilizes confocal scanning microscopy for the imaging of intact tissues in live aminals, which allows the evaluation of single mitochondrial function in a real-time manner in vivo. First, we generate transgenic mice expressing the mitochondrial targeted superoxide indicator, circularly permuted yellow fluorescent protein (mt-cpYFP). Anesthetized mt-cpYFP mouse is fixed on a custom-made stage adaptor and time-lapse images are taken from the exposed skeletal muscles of the hindlimb. The mouse is subsequently sacrificed and the heart is set up for Langendorff perfusion with physiological solutions at 37 &deg;C. The perfused heart is positioned in a special chamber on the confocal microscope stage and gentle pressure is applied to immobilize the heart and suppress heart beat induced motion artifact. Superoxide flashes are detected by real-time 2D confocal imaging at a frequency of one frame per second. The perfusion solution can be modified to contain different respiration substrates or other fluorescent indicators. The perfusion can also be adjusted to produce disease models such as ischemia and reperfusion. This technique is a unique approach for determining the function of single mitochondrion in intact tissues and in vivo.

Confocal Imaging of Single Mitochondrial Superoxide Flashes in Intact Heart or In Vivo

Confocal scanning microscopy is applied for imaging single mitochondrial events in perfused heart or skeletal muscles in live animal. Real-time monitoring of single mitochondrial processes such as superoxide flashes and membrane potential fluctuations enables the evaluation of mitochondrial function in a physiologically relevant context and during pathological perturbations.

Imagen confocal de Soltero mitocondriales superóxido Parpadea en corazón intacto o<em&gt; En Vivo</em

Mitochondrion is a critical intracellular organelle responsible for energy production and intracellular signaling in eukaryotic systems. Mitochondrial ...

Rapid Isolation And Purification Of Mitochondria For Transplantation By Tissue Dissociation And Differential Filtration

Previously described mitochondrial isolation methods using differential centrifugation and/or Ficoll gradient centrifugation require 60 to 100 min to complete. We describe a method for the rapid isolation of mitochondria from mammalian biopsies using a commercial tissue dissociator and differential filtration. In this protocol, manual homogenization is replaced with the tissue dissociator&#8217;s standardized homogenization cycle. This allows for uniform and consistent homogenization of tissue that is not easily achieved with manual homogenization. Following tissue dissociation, the homogenate is filtered through nylon mesh filters, which eliminate repetitive centrifugation steps. As a result, mitochondrial isolation can be performed in less than 30 min. This isolation protocol yields approximately 2 x 1010 viable and respiration competent mitochondria from 0.18 &#177; 0.04 g (wet weight) tissue sample.

A method for rapid isolation of mitochondria from mammalian tissue biopsies is described. Rat liver or skeletal muscle preparations were homogenized with a commercial tissue dissociator and mitochondria were isolated by differential filtration through nylon mesh filters. Mitochondrial isolation time is &#60;30 min compared to 60 - 100 min using alternative methods.

Aislamiento rápido y purificación de mitocondrias para el trasplante por disociación de tejidos y filtración diferencial

Previously described mitochondrial isolation methods using differential centrifugation and/or Ficoll gradient centrifugation require 60 to 100 min to ...

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) maintain the turnover of all mature blood cell lineages. The coordination of the complex signals leading to specific HSC fates relies upon the interaction between HSCs and the intricate bone marrow microenvironment, which is still poorly understood[1-2].
We describe how by combining a newly developed specimen holder for stable animal positioning with multi-step confocal and two-photon in vivo imaging techniques, it is possible to obtain high-resolution 3D stacks containing HSPCs and their surrounding niches and to monitor them over time through multi-point time-lapse imaging. High definition imaging allows detecting ex vivo labeled hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) residing within the bone marrow. Moreover, multi-point time-lapse 3D imaging, obtained with faster acquisition settings, provides accurate information about HSPC movement and the reciprocal interactions between HSPCs and stroma cells.
Tracking of HSPCs in relation to GFP positive osteoblastic cells is shown as an exemplary application of this method. This technique can be utilized to track any appropriately labeled hematopoietic or stromal cell of interest within the mouse calvarium bone marrow space.

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

The nature of the interactions between hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) and bone marrow niches is poorly understood. Custom hardware modifications and a multi-step acquisition protocol allow the use of two-photon and confocal microscopy to image ex vivo labeled HSPCs homed within bone marrow areas, tracking interactions and movement.

En Vivo Tracking 4-Dimensional de madre hematopoyéticas y células progenitoras en ratones adultos de calota de Médula Ósea

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) ...

Immunodetection of Outer Membrane Proteins by Flow Cytometry of Isolated Mitochondria

Methods to detect and monitor mitochondrial outer membrane protein components in animal tissues are vital to study mitochondrial physiology and pathophysiology. This protocol describes a technique where mitochondria isolated from rodent tissue are immunolabeled and analyzed by flow cytometry. Mitochondria are isolated from rodent spinal cords and subjected to a rapid enrichment step so as to remove myelin, a major contaminant of mitochondrial fractions prepared from nervous tissue. Isolated mitochondria are then labeled with an antibody of choice and a fluorescently conjugated secondary antibody. Analysis by flow cytometry verifies the relative purity of mitochondrial preparations by staining with a mitochondrial specific dye, followed by detection and quantification of immunolabeled protein. This technique is rapid, quantifiable and high-throughput, allowing for the analysis of hundreds of thousands of mitochondria per sample. It is applicable to assess novel proteins at the mitochondrial surface under normal physiological conditions as well as the proteins that may become mislocalized to this organelle during pathology. Importantly, this method can be coupled to fluorescent indicator dyes to report on certain activities of mitochondrial subpopulations and is feasible for mitochondria from the central nervous system (brain and spinal cord) as well as liver.

Described here is a method to detect and quantify mitochondrial outer membrane proteins by immunolabeling of mitochondria isolated from rodent tissue and analysis by flow cytometry. This method can be extended to assess functional aspects of mitochondrial subpopulations.

La inmunodetección de la membrana externa proteínas por Citometría de Flujo de mitocondrias aisladas

Methods to detect and monitor mitochondrial outer membrane protein components in animal tissues are vital to study mitochondrial physiology and ...

Visualization of miniSOG Tagged DNA Repair Proteins in Combination with Electron Spectroscopic Imaging (ESI)

The limits to optical resolution and the challenge of identifying specific protein populations in transmission electron microscopy have been obstacles in cell biology. Many phenomena cannot be explained by in vitro analysis in simplified systems and need additional structural information in situ, particularly in the range between 1 nm and 0.1 &#181;m, in order to be fully understood. Here, electron spectroscopic imaging, a transmission electron microscopy technique that allows simultaneous mapping of the distribution of proteins and nucleic acids, and an expression tag, miniSOG, are combined to study the structure and organization of DNA double-strand break repair foci.

Visualization of miniSOG Tagged DNA Repair Proteins in Combination with Electron Spectroscopic Imaging ESI

Electron spectroscopic imaging can image and distinguish nucleic acid from protein at nanometer resolution. It can be combined with the miniSOG system, which is able to specifically label tagged proteins in transmission electron microscopy samples. We illustrate the use of these technologies using double-strand break repair foci as an example.

Visualización de miniSOG Tagged proteínas de reparación de ADN en combinación con Electron espectroscópico Imaging (ESI)

The limits to optical resolution and the challenge of identifying specific protein populations in transmission electron microscopy have been obstacles in ...

Fecal Glucocorticoid Analysis: Non-invasive Adrenal Monitoring in Equids

Adrenal activity can be assessed in the equine species by analysis of feces for corticosterone metabolites. During a potentially aversive situation, corticotrophin releasing hormone (CRH) is released from the hypothalamus in the brain. This stimulates the release of adrenocorticotrophic hormone (ACTH) from the pituitary gland, which in turn stimulates release of glucocorticoids from the adrenal gland. In horses the glucocorticoid corticosterone is responsible for several adaptations needed to support equine flight behaviour and subsequent removal from the aversive situation. Corticosterone metabolites can be detected in the feces of horses and assessment offers a non-invasive option to evaluate long term patterns of adrenal activity. Fecal assessment offers advantages over other techniques that monitor adrenal activity including blood plasma and saliva analysis. The non-invasive nature of the method avoids sampling stress which can confound results. It also allows the opportunity for repeated sampling over time and is ideal for studies in free ranging horses. This protocol describes the enzyme linked immunoassay (EIA) used to assess feces for corticosterone, in addition to the associated biochemical validation.

Adrenal activity can be assessed in the equine species by analysis of feces for corticosterone metabolites. The method offers a non-invasive option to assess long term patterns in both domestic and free ranging horses. This protocol describes the enzyme linked immunoassay involved and the associated biochemical validation.

Análisis de glucocorticoides fecales: Monitoreo suprarrenal no invasiva en los équidos

Adrenal activity can be assessed in the equine species by analysis of feces for corticosterone metabolites. During a potentially aversive situation, ...

Study of Endoplasmic Reticulum and Mitochondria Interactions by In Situ Proximity Ligation Assay in Fixed Cells

Structural interactions between the endoplasmic reticular (ER) and mitochondrial membranes, in domains known as mitochondria-associated membranes (MAM), are crucial hubs for cellular signaling and cell fate. Particularly, these inter-organelle contact sites allow the transfer of calcium from the ER to mitochondria through the voltage-dependent anion channel (VDAC)/glucose-regulated protein 75 (GRP75)/inositol 1,4,5-triphosphate receptor (IP3R) calcium channeling complex. While this subcellular compartment is under intense investigation in both physiological and pathological conditions, no simple and sensitive method exists to quantify the endogenous amount of ER-mitochondria contact in cells. Similarly, MAMs are highly dynamic structures, and there is no suitable approach to follow modifications of ER-mitochondria interactions without protein overexpression. Here, we report an optimized protocol based on the use of an in situ proximity ligation assay to visualize and quantify endogenous ER-mitochondria interactions in fixed cells by using the close proximity between proteins of the outer mitochondrial membrane (VDAC1) and of the ER membrane (IP3R1) at the MAM interface. Similar in situ proximity ligation experiments can also be performed with the GRP75/IP3R1 and cyclophilin D/IP3R1 pairs of antibodies. This assay provides several advantages over other imaging procedures, as it is highly specific, sensitive, and suitable to multiple-condition testing. Therefore, the use of this in situ proximity ligation assay should be helpful to better understand the physiological regulations of ER-mitochondria interactions, as well as their role in pathological contexts.

Study of Endoplasmic Reticulum and Mitochondria Interactions by In Situ Proximity Ligation Assay in Fixed Cells

Here, we describe a procedure to visualize and quantify with high sensitivity the endogenous interactions between the endoplasmic reticulum and mitochondria in fixed cells. The protocol features an optimized in situ proximity ligation assay targeting the inositol 1,4,5-triphosphate receptor/glucose-regulated protein 75/voltage-dependent anion channel/cyclophilin D complex at the mitochondria-associated membrane interface.

Estudio del retículo endoplasmático y las mitocondrias por Interacciones<em&gt; In Situ</em&gt; Proximidad ligadura de ensayo en células fijadas

Structural interactions between the endoplasmic reticular (ER) and mitochondrial membranes, in domains known as mitochondria-associated membranes (MAM), ...

Visualization of DNA Compaction in Cyanobacteria by High-voltage Cryo-electron Tomography

This protocol describes how to visualize the transient DNA compaction in cyanobacteria. DNA compaction is a dramatic cytoplasmic event recently found to occur in some cyanobacteria before cell division. However, due to the large cell size and the transient character, it is difficult to investigate the structure in detail. To overcome the difficulties, first, DNA compaction is reproducibly produced in the cyanobacterium Synechococcus elongatus PCC 7942 by synchronous culture using 12 h each light/dark cycle. Second, DNA compaction is monitored by fluorescence microscopy and captured by rapid freezing. Third, the detailed structure of DNA compacted cells is visualized in three dimensions (3D) by high voltage cryo-electron tomography. This set of methods is widely applicable to investigate transient structures in bacteria, e.g. cell division, chromosome segregation, phage infection etc., which are monitored by fluorescence microscopy and directly visualized by cryo-electron tomography at appropriate time points.

This protocol describes how to visualize the transient DNA compaction in cyanobacteria. Synchronous cultivation, monitoring by fluorescence microscopy, rapid freezing, and high voltage cryo-electron tomography are used. A protocol for these methodologies is presented, and future applications and developments are discussed.

Visualización de compactación del ADN en cianobacterias por Tomography del Cryo-electrón de alta tensión

This protocol describes how to visualize the transient DNA compaction in cyanobacteria. DNA compaction is a dramatic cytoplasmic event recently found to ...

Biological Sample Preparation by High-pressure Freezing, Microwave-assisted Contrast Enhancement, and Minimal Resin Embedding for Volume Imaging

The described sample preparation technique is designed to combine the best quality of ultrastructural preservation with the most suitable contrast for the imaging modality in a focused ion beam scanning electron microscope (FIB-SEM), which is used to obtain stacks of sequential images for 3D reconstruction and modelling. High-pressure freezing (HPF) allows close to native structural preservation, but the subsequent freeze substitution often does not provide sufficient contrast, especially for a bigger specimen, which is needed for high-quality imaging in the SEM required for 3D reconstruction. Therefore, in this protocol, after the freeze substitution, additional contrasting steps are carried out at room temperature. Although these steps are performed in a microwave, it is also possible to follow traditional bench processing, which requires longer incubation times.The subsequent embedding in minimal amounts of resin allows for faster and more precise targeting and preparation inside the FIB-SEM. This protocol is especially useful for samples that require preparation by high-pressure freezing for a reliable ultrastructural preservation but do not gain enough contrast during the freeze substitution for volume imaging using FIB-SEM. In combination with the minimal resin embedding, this protocol provides an efficient workflow for the acquisition of high-quality volume data.

Here we present a protocol for combining two sample processing techniques, high-pressure freezing and microwave-assisted sample processing, followed by minimal resin embedding for acquiring data with a focused ion beam scanning electron microscope (FIB-SEM). This is demonstrated using a mouse tibial nerve sample and Caenorhabditis elegans.

Preparación de muestras biológicas por congelación de alta presión, realce del contraste asistida por microondas y mínima inclusión de proyección de imagen de volumen

The described sample preparation technique is designed to combine the best quality of ultrastructural preservation with the most suitable contrast for the ...