Nos gustaría agradecer a los Dres. Robert Gereau, Henry Lai, y Lara Crock por su valiosa asistencia en la creación de este sistema. También nos gustaría agradecer a las fuentes de financiamiento para este trabajo (BJK - Asociación Internacional para el Estudio del Dolor Early Career Beca de Investigación por el Scan | Fundación de Diseño de Inger &amp; Jens BRUUN y la Hunkele Fondo terrible enfermedad Duquesne University).

El siguiente protocolo ha sido aprobado por el Comité de Cuidado de Animales institucional y el uso en la Universidad de Duquesne y está en consonancia con las directrices de los Institutos Nacionales de Salud. 1. Implante quirúrgico de alambre Electrodos y vejiga urinaria Catéter utilizando técnicas estériles (tiempo total de 5 a 10 min) <ol><li> Los siguientes artículos deben estar preparados antes de la cirugía de partida: <ol><li> Activamente controlar y ajustar la temperatura corporal a 37,5 ± 0,5 ° C usando el sistema de monitorización de la temperatura con una almohadilla eléctrica a pilas y de los animales de la sonda de la temperatura corporal (Lista de Materiales) Conecte el sistema automático para una lámpara de calor de baja potencia para el control adicional de la temperatura corporal. </li><li> Equipo necesario para la anestesia isoflurano incluye aire comprimido (por ejemplo, 100% O 2), vaporizador de isoflurano, isoflurano, cámara de inducción con isoflurano (por caída inicial), cono de la nariz, y el sistema de escape. </li><li> Ensamble ªe instrumentos adecuados quirúrgicos, catéter intravenoso, y electrodos (Lista de Materiales) </li></ol></li><li> Inducir el estado anestésico en la cámara de inducción a un 2-3% isoflurano. Retire del ratón de la cámara cuando reflejo de enderezamiento se pierde (0-1 min). </li><li> Coloque el ratón en el cono de la nariz con el 2-2,5% de isoflurano. Apriete los dedos para comprobar si la anestesia completa. No debería haber ninguna respuesta por parte del animal. Inicie el temporizador. </li><li> Coloque 1 gota de pomada oftálmica en cada ojo de ratón. </li><li> Gire ratón sobre tan cara dorsal quede hacia abajo. </li><li> Inserte catéter a través de la uretra y en la vejiga. </li><li> Sumergir catéter en lubricante quirúrgico para lubricar catéter. <ol><li> Aplique suavemente la abertura uretral con unas pinzas puntiagudas perpendiculares al cuerpo del animal. Sosteniendo el catéter con el conjunto 2 º de pinzas, inserte con cuidado extremo de catéter en la uretra en un ángulo perpendicular al cuerpo del animal. </li><li> Cuando el catéter ha entrado en la uretra ~ 1-2 mm, ajuste suavemente catéter de modo que ahora está paralela al cuerpoapuntando hacia la cabeza. Este movimiento es necesario para evitar el hueso púbico. </li><li> Empuje suavemente el catéter hacia el cuerpo del ratón. El catéter debe deslizarse en la cavidad corporal sin problemas y sin resistencia. No fuerce el catéter. Si el catéter no entra sin problemas, vuelva a la posición del catéter perpendicular y empezar de nuevo. </li><li> Con el catéter completamente insertado en la vejiga, empuje suavemente hacia abajo en el abdomen del ratón para expulsar el contenido de la vejiga. Quite toda la orina de catéter empujando un pequeño pedazo de toalla de papel en la abertura del catéter. Cuando toalla de papel está empapado de orina, reemplazar. Retire la orina continuamente durante todo el protocolo que queda incluida en los experimentos distensión vesical (véase el Protocolo 3 a continuación.) </li></ol></li><li> Inserte dos alambres de plata en los músculos abdominales a la izquierda y un alambre de plata en el pecho (como un suelo.) <ol><li> Use alcohol o yodo para desinfectar el área lateral a la derecha del catéter (lado izquierdo del cuerpo de los animales.) </li><li> La exposicion músculo abdominal izquierda. <ol><li> Mantenga la piel cerca del músculo abdominal izquierda con fórceps. Haga una pequeña incisión de 1-2 cm con tijeras quirúrgicas medianas. </li><li> Inserte la punta de la tijera en la incisión y expandir suavemente la incisión hasta 2 cm. </li><li> El uso de fórceps para mover fascia suprayacente para exponer el músculo abdominal oblicuo superior. Tenga cuidado de no cortar / copiar cualquiera de los principales vasos sanguíneos que se encuentran en esta región. </li></ol></li><li> Doblar tres alambres de plata en medio. Utilice afilada aguja 21 G para tomar un pequeño bocado del músculo. A continuación, empuje la aguja a través del músculo. Cuando se inserta en el músculo tenga cuidado de no perforar ningún órgano interno o inducir daño innecesario al músculo. </li><li> Pegue un extremo libre de un alambre de plata en la abertura de la aguja de calibre 21. Tire suavemente la aguja hacia atrás a través del músculo para dibujar el alambre de plata a través de la picadura del músculo. Cuando la aguja está libre de músculo, tire suavemente de alambre de plata a través del músculo hasta que el bucle en el cable esté alineado con lamordedura muscular. </li><li> Repita los pasos 1.7.3-1.7.4 para alambre segundo muscular. Este cable debe ser colocado ~ 0,5 cm de la primera cable muscular. Es importante que los dos cables no se toquen después de la inserción. </li><li> Inserte la tercera alambre de plata (suelo) en el pecho inferior a la del corazón. <ol><li> Utilice afilada aguja 21 G para tomar un pequeño bocado de la piel (no es necesario hacer una incisión o afeitar la piel) y empujar la aguja a través de la piel. </li><li> Inserte el alambre de plata como se describió anteriormente y pasar a través de la piel. </li></ol></li></ol></li><li> Coloque una pequeña cantidad de 37.5 ° C el aceite mineral estéril sobre los músculos expuestos para mantenerlos húmedos y tire de la piel sobre el músculo tanto expuestos como sea posible. </li><li> Inyectar 0,5 ml de solución salina por vía subcutánea para ayudar a mantener los niveles de líquido en los pasos siguientes. </li><li> Rodar suavemente sobre el lado de los animales de manera que la temperatura del cuerpo se puede mantener fácilmente. </li></ol> 2. Procedimiento Step-down anestesia parcial (total Tiempo de ~ 75 min) El siguiente protocolo de anestesia ha sido aprobado por el Comité de Cuidado de Animales institucional y el uso en la Universidad de Duquesne y está en consonancia con las directrices de los Institutos Nacionales de Salud. <ol><li> Inmediatamente después de la Sección I (arriba) es completa, isoflurano inferior a 1,5%. Se mantiene a este nivel durante 15 min. </li><li> Baja isoflurano tal que el animal se anestesia parcialmente. <ol><li> Bajo isoflurano por 0,125% cada 15 minutos hasta exhibiciones de animales de una respuesta a la flexión pizca dedo del pie pero no vocalizar o mover de otra manera. </li><li> Típicamente, un nivel de 0,8-1,0% de isoflurano es óptimo, sin embargo los niveles pueden variar debido a las diferencias en las configuraciones de la anestesia. La vocalización y / o la deambulación son eventos extremadamente raros en que la anestesia está en el nivel adecuado. </li></ol></li></ol> . 3 electromiografía (EMG) de grabación Durante la vejiga Distensión con presiones Graded (15-75 mmHg) (tiempo total - variable según el experimento) <ol&gt; <li> Configurar los siguientes elementos para la grabación de EMG y distensión de la vejiga: <ol><li> Configuración de un amplificador, un digitalizador, y el software de grabación. En esta configuración, el digitalizador tiene una entrada para el amplificador y dos entradas para el regulador de presión (presión y entradas de marcador de estímulo, véase la sección 3.1.2). Configuración del hardware y el software de Exact es personalizable (ver Lista de materiales para obtener instrucciones específicas). </li><li> Configurar un sistema para entregar ráfagas específicas de presión de aire al animal. Este sistema se conoce como el &quot;regulador de presión temporizada&quot; en el siguiente protocolo. Permite el suministro de presión automatizado incluyendo digitalización de presión de aire, el control de la duración del ensayo, la automatización intervalo entre ensayos, el control del número de prueba, y el estímulo de la señal digital de inicio (ver Anderson et al. 14 para esquemática de un regulador de presión temporizada). </li></ol></li><li> Conecte todos los cables de conexión de ratón (2 cables abdominales + 1 cable de tierra) para el amplificador y eldigitalizador y empezar a grabar la señal de EMG en software digitalizador. Nota lo que &quot;Write&quot; tiempo seleccionado en el software digitalizador. </li><li> Retire la toalla de papel de la sonda vesical. Conecte el catéter al tubo de aire (del regulador de presión programado.) </li><li> Entregar un ensayo de 20 segundos a 60 mmHg de presión de distensión. <ol><li> Ajuste el regulador de flujo a 60 mmHg (presión cheque utilizando un esfigmomanómetro analógica.) </li><li> Ajuste el regulador de presión temporizada para suministrar un intervalo de presión previa 20 seg (esta será la señal de estímulo 2V grabada en software digitalizador) seguido por un pulso de presión de distensión 20 seg. </li><li> Inicie el ensayo (intervalo de presión previa + juicio distensión de presión). Cuando comience el juicio presión real, vuelva a comprobar la presión con los 3 esfigmomanómetros conectados al sistema. </li><li> Durante el juicio, la distensión de presión, una fuerte señal de EMG (&gt; 0,5 V) se debe observar durante y posiblemente después de la distensión seg 20. El animal puede mostrar abdomimovimiento nal pero el animal no deben vocalizar o moverse de otro modo. Aunque es raro, si se observan movimientos anormales o vocalizaciones, aumentar el nivel de isoflurano. </li></ol></li><li> Si la distensión mmHg 1 º 60 produce una señal de EMG apropiado, repita el paso 3.4 dos veces más con un intervalo entre ensayos de 1-2 min. </li><li> Sobre la recepción de señales fuertes de los tres 60 mmHg ensayos, realice distensiones experimentales. <ol><li> Muchos estudios utilizan distensiones graduadas comenzando a baja presión (10-15 mmHg) y trabajar hasta presiones nocivas (75-80 mmHg) en incrementos de 10 a 15 mmHg. Ver resultados representativos se muestran a continuación por ejemplo rastros a diferentes presiones. </li><li> Ensayos típicos incluyen un intervalo de 20 segundos de presión previa, una prueba de presión de distensión 20 seg, y un intervalo entre 1-2 min. </li><li> Haz tres distensiones en cada presión y que la media en los tres ensayos (para obtener una sola respuesta para cada visceromotor presión). En un método alternativo, perform cinco distensiones en cada presión, descartar los ensayos de alta y baja, y luego un promedio de las tres respuestas restantes. </li></ol></li><li> Una vez distensiones experimentales son completos, detener la grabación, guarde el archivo experimento, y el sacrificio de los animales utilizando métodos aprobados. </li></ol> 4. Análisis de Raw EMG Traces <ol><li> Análisis de las respuestas visceromotor (es decir, registros de EMG) se realiza fácilmente utilizando el software digitalizador de a bordo oa través de un programa de terceros (Lista de Materiales) Las siguientes instrucciones son instrucciones generales que podrían ser utilizados para analizar estos datos mediante múltiples programas o utilizando el análisis manual . </li><li> Para exportar EMG, presión y datos de señal de estímulo de software digitalizador hacer lo siguiente: <ol><li> Abra el archivo experimental. </li><li> Haga clic en &quot;Archivo&quot; &quot;Exportar como&quot;. </li><li> Cambiar el tipo de archivo a &quot;texto de hoja de cálculo (. Txt),&quot; un nombre al archivo y haga clic en &quot;Guardar&quot;. </li><li> En la poventana de p-up, cambiar la frecuencia de muestreo de salida a &quot;1000&quot;, cambiar la hora de inicio de la recolección de datos se inició momento y cambiar la hora de finalización a &quot;MaxTime ()&quot;. Seleccione el cuadro de marcación &quot;de salida de cambio de hora por lo que la primera línea es un 0.0 seg &quot;, y haga clic en&quot; OK &quot;. </li><li> Los datos ahora pueden exportar como un archivo de texto que se puede abrir en una variedad de programas. El archivo debe contener cuatro columnas (Timer, VMR (EMG), de presión, de estímulo). </li></ol></li><li> Para cada animal experimental probado, realice las siguientes operaciones matemáticas. <ol><li> Rectificar señal EMG para el conjunto mediante el cálculo del valor absoluto de cada punto de tiempo completo de datos. </li><li> Determine el promedio de respuesta de EMG durante la sección de antecedentes del experimento. </li><li> Reste este fondo media EMG respuesta desde todos los puntos de datos rectificados en el experimento para obtener el fondo conjunto de datos corregida. </li><li> Determinar el área bajo la curva (AUC) para cada 20 seg de preintervalo de presión en el fondo conjunto de datos corregida. </li><li> Determinar las AUC para cada 20 seg juicio distensión de presión en el fondo conjunto de datos corregida. </li><li> Divide cada AUC juicio distensión de presión (que se obtiene en el paso 4.3.5) por el intervalo de presión previa más baja AUC de todo el experimento (obtenido en el paso 4.3.4.). Este es el AUC corregido normalizado y el fondo de cada ensayo completo distensión presión. </li></ol></li><li> Para cada animal experimental, múltiples ensayos normalizados promedio de una sola presión para obtener el VMR normalizada en voltios * seg (Vsec). </li><li> Realizar las estadísticas apropiadas sobre los datos dependiendo del diseño experimental. </li></ol>

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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

En los seres humanos, la cistitis / vejiga síndrome de dolor intersticial (IC / BPS) representa un problema clínico importante porque los pacientes han dolor que es a menudo no responde al tratamiento del dolor regular de 15 debilitante. Uno de los principales retos en la comprensión y tratamiento de última instancia, el dolor crónico de la vejiga es entender los procesos neuronales normales que están implicados en la respuesta a la distensión de la vejiga nocivo. Con el fin de superar este reto, un mo...

El dolor crónico se define oficialmente como el dolor que persiste durante aproximadamente tres meses, o por más tiempo que el tiempo normal de curación de los tejidos 1. Este tipo de dolor es una de las principales razones por las que las personas se ven obligadas a buscar atención médica de 2 y puede llegar a costar hasta $ 635 mil millones de dólares anuales 3. Las estrategias de afrontamiento del dolor crónico actual se consideran arcaica; después de décadas de avances médicos, los AINE (medicamentos anti-inflamatorios no esteroideos) y los opiáceos siguen siendo los principales tratamientos prescritos por los médicos. Sin embargo, estos tratamientos se dirigen a todos los diferentes tipos de dolor de la misma manera, proporcionar efectos analgésicos en todo el cuerpo en lugar de centrado específicamente en la causa de ese incidente exacta dolor. Con el fin de ayudar mejor a las personas que sufren de dolor crónico, atención de la investigación debe ser desplazado hacia la etiología y los posibles tratamientos para el dolor específico asociado con las causas más comunes de dolor crónico. El objetivo de este manuscript es describir un modelo utilizado para comprender mejor una condición conocida como síndrome de la cistitis intersticial / dolorosa de la vejiga (IC / BPS). IC / BPS es una condición debilitante que afecta a millones de personas, principalmente mujeres mayores de 40 años 4. Las causas exactas de la IC / BPS no se conocen, sin embargo la prevalencia se ha relacionado con la genética 5, dietas específicas, y altos niveles de estrés 6 . Los síntomas de la IC / BPS incluyen pero no se limitan a: Aumento de la urgencia de orinar, aumento de la frecuencia de la micción, dolor, perforación, o ardor durante el llenado de la vejiga y la micción, nicturia y 7. Los pacientes que experimentan estas condiciones tienen mayores niveles de estrés y son más ansiosos 8. Esto aumentó el estrés resulta en un aumento del dolor, lo que aumenta los niveles de estrés originales. Los estudios han demostrado que los niveles de depresión y ansiedad disminuyen siguientes tratamientos que alivian el dolor urinaria, rompiendo así eficazmente este ciclo de retroalimentación positiva <sup&gt; 9. Uno de los retos en el descubrimiento de nuevos tratamientos para IC / BPS ha sido la escasez de una comprensión de la ciencia básica de dolor en la vejiga. Con el fin de estudiar las contribuciones del sistema nervioso a la condición, se han desarrollado muchos modelos animales para imitar el dolor y los síntomas asociados con IC / BPS. Tradicionalmente, la cistitis se ha recreado en animales con la introducción de diversos productos químicos tales como aceite de mostaza, acetona, lipopolisacárido, ácido clorhídrico, y ciclofosfamida en la vejiga. Sin embargo no hay agentes extranjeros están presentes en la orina estéril de pacientes IC / BPS, cuestionando así la validez de estos modelos. Otro modelo murino de dolor urológico es la distensión de la vejiga urinaria (UBD) 10. En este modelo, el aire comprimido de una presión determinada se entrega a la vejiga de un animal despierto o ligeramente anestesiados durante un período determinado de tiempo. Durante todo el procedimiento, los alambres en el oblicuo músculos abdominales registro activ eléctrico superiordad del músculo (con un electromiograma (EMG)). Esta actividad se conoce como la respuesta visceromotor (VMR) y es fiable medida, reproducible de la nocicepción 10. Similar distensión órgano hueco (por ejemplo, la vejiga, el recto) en voluntarios humanos sanos produce sentimientos de malestar y aumentos significativos en el dolor reportado 11,12, rasgos que se utilizan a menudo para diagnosticar IC / BPS. Por lo tanto, en conjunción con métodos eléctricos, farmacológicos, y optogenetic de estimulación o inhibición, UBD es un modelo útil y válida para comprender tanto los componentes del sistema nervioso periférico y central de la nocicepción y el dolor de la vejiga. Aquí se describe el procedimiento para UBD que se utiliza actualmente en nuestro laboratorio dentro de los miembros femeninos de la cepa de ratón común, C57Bl/6J. Debido a las dificultades en el proceso de cateterismo de machos, este procedimiento se lleva a cabo principalmente en ratones hembra. Este protocolo ha sido adaptado de la desarrollada por Ness &lt;em&gt; et al 10. y publicado previamente en nuestro laboratorio 13. El siguiente protocolo describe cuatro componentes principales de este modelo en animales anestesiados: (1) del catéter de la vejiga y cirugía electrodo de registro (2) inducción de la anestesia parcial (3) distensión de la vejiga y de grabación VMR, y (4) de análisis de datos de huellas primas VMR / EMG . Las diferencias sutiles en el procedimiento UBD-VMR debido a la elección del organismo, la profundidad de la anestesia y la inducción, y la temperatura corporal se discuten a continuación.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

Aproximadamente 3-8 million de personas en Estados Unidos sufren de síndrome de cistitis dolor / vejiga intersticial (IC / BPS), una condición debilitante que se caracteriza por el aumento de la urgencia y la frecuencia de la micción, así como la nicturia y dolor pélvico general, especialmente en el llenado de la vejiga o micción. A pesar de años de investigación, la causa de la IC / BPS sigue siendo difícil de alcanzar y las estrategias de tratamiento no son capaces de proporcionar un alivio completo a los pacientes. Con el fin de estudiar las contribuciones del sistema nervioso a la condición, se han desarrollado muchos modelos animales para imitar el dolor y los síntomas asociados con IC / BPS. Uno de estos modelos murinos es la distensión de la vejiga urinaria (UBD). En este modelo, el aire comprimido de una presión determinada se entrega a la vejiga de un animal ligeramente anestesiados durante un período determinado de tiempo. Durante todo el procedimiento, los cables de los músculos abdominales oblicuos superiores registran la actividad eléctrica del músculo. Esta actividad se conoce como la respuesta visceromotor (VMR) eisa medida fiable y reproducible de la nocicepción. A continuación, describimos los pasos necesarios para llevar a cabo esta técnica en ratones, incluyendo manipulaciones quirúrgicas, grabación fisiológica, y el análisis de datos. Con el uso de este modelo, la coordinación entre las neuronas sensoriales primarias, la médula espinal aferentes secundarias, y áreas del sistema nervioso central superior que participan en dolor de la vejiga puede ser descifrado. Este conocimiento básico de la ciencia puede entonces ser clínicamente traducido para el tratamiento de pacientes que padecen IC / BPS.

Un ejemplo de la configuración general UBD-VMR se puede ver en la Figura 1A. El aumento de las medidas de presión inducen un aumento en la VMR en bruto (es decir, EMG) (Figura 1B). La VMR prima, la presión, y la señal de marcador de estímulo que debe ser observado durante la grabación usando el software digitalizador se puede ver en la Figura 2. El canal superior visto en La figura 2 es la huella EMG (en V). La señal de fondo de la traza...

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Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Aproximadamente 3-8 million de personas en Estados Unidos sufren de síndrome de dolor cistitis intersticial / vejiga (IC / BPS), una condición debilitante que se caracteriza en parte por el dolor pélvico. Con el fin de estudiar las contribuciones del sistema nervioso a la condición, un modelo fisiológico de dolor en la vejiga urinaria se utiliza en ratones y ratas.

Las respuestas de la Vejiga Urinaria Distensión Evocados visceromotor como modelo para la vejiga Dolor en ratones

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.7K vistas.  Duquesne University.  Aproximadamente 3-8 million de personas en Estados Unidos sufren de síndrome de dolor cistitis intersticial / vejiga (IC / BPS), una condición debilitante que se caracteriza en parte por el dolor pélvico. Con el fin de estudiar las contribuciones del sistema nervioso a la condición, un modelo fisiológico de dolor en la vejiga urinaria se utiliza en ratones y ratas. 

Video: Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

Vejiga ratón pared de inyección

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

Investigación

Medicina

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Un modelo ortotópico de cáncer de vejiga murino

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

El uso de la cistometría en pequeños roedores: un estudio de la vejiga chemosensation

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Un modelo de tumor vesical ortotópica y la Evaluación de tratamiento intravesical SARNA

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

Un modelo ortotópico de cáncer de vejiga de Estudios de liberación de genes

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

La inducción de la transición de vejiga invasivo Carcinoma en inmune intacto humanos MUC1 Ratones Transgénicos: Un Modelo para el Desarrollo Inmunoterapia

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Mínimamente Invasiva Establecimiento de murino ortotópico xenoinjertos vejiga

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

El nervio ciático esposar modelo de dolor neuropático en ratones

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Bladder Smooth Muscle Strip Contractility as a Method to Evaluate Lower Urinary Tract Pharmacology

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties of the smooth muscle as well as changes induced by pathology. This method provides critical information for understanding bladder function while overcoming major methodological difficulties encountered in in vivo experiments, such as surgical and pharmacological manipulations that affect stability and survival of the preparations, the use of human tissue, and/or the use of expensive chemicals. It also provides a way to investigate the properties of each bladder component (i.e. smooth muscle, mucosa, nerves) in healthy and pathological conditions.
The urinary bladder is removed from an anesthetized animal, placed in Krebs solution and cut into strips. Strips are placed into a chamber filled with warm Krebs solution. One end is attached to an isometric tension transducer to measure contraction force, the other end is attached to a fixed rod. Tissue is stimulated by directly adding compounds to the bath or by electric field stimulation electrodes that activate nerves, similar to triggering bladder contractions in vivo. We demonstrate the use of this method to evaluate spontaneous smooth muscle contractility during development and after an experimental spinal cord injury, the nature of neurotransmission (transmitters and receptors involved), factors involved in modulation of smooth muscle activity, the role of individual bladder components, and species and organ differences in response to pharmacological agents. Additionally, it could be used for investigating intracellular pathways involved in contraction and/or relaxation of the smooth muscle, drug structure-activity relationships and evaluation of transmitter release.
The in vitro smooth muscle contractility method has been used extensively for over 50 years, and has provided data that significantly contributed to our understanding of bladder function as well as to pharmaceutical development of compounds currently used clinically for bladder management.

This manuscript presents a simple, yet powerful, in vitro method for evaluating smooth muscle contractility in response to pharmacological agents or nerve stimulation. Main applications are drug screening and understanding tissue physiology, pharmacology,&#160;and pathology.

Vejiga contractilidad del músculo liso de Gaza como un método para evaluar tracto urinario inferior Farmacología

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

Evaluación de la eficacia de la<em&gt; H. pylori</em&gt; Proteína HP-PAN como herramienta terapéutica para el tratamiento de cáncer de vejiga en un modelo murino ortotópico

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...