Los autores desean agradecer a las Ciencias Naturales e Ingeniería de Investigación de Canadá para proporcionar apoyo financiero para este proyecto.

1. Aislamiento de Dry algas biomasa para ser utilizada como Normas para fluorescencia Lecturas <ol><li> Retirar un volumen de muestra de la creciente cultivo de algas que proporcionará al menos 200 mg de biomasa seca, 400-600 mg es preferible. </li><li> Centrifugar la muestra a 4 º C durante 10 min a 10.000 x g. Eliminar el sobrenadante y lavar el precipitado con un volumen igual de tampón de fosfato formulado para el mismo pH que el medio de crecimiento. </li><li> Repita el paso 1.2 para un total de 3 etapas de lavado. </li><li> Vuelva a suspender el sedimento en agua desionizada y se transfiere a un plato previamente pesado pesan. Deje secar a 50 º C durante 48 horas. NOTA: El secado al vacío disminuirá el tiempo de secado y secado de la cultura a temperaturas superiores a 50 ° C puede hacer difícil su resuspensión. </li><li> La tienda de cultivos de algas se seca a temperatura ambiente para uso futuro. </li></ol> 2. Cuantificación gravimétrica de lípidos neutros por Hexano Extracción (Adaptado de Bligh y Dyer 4) <ol><li> Mide aproximadamente 50 mg de la biomasa de algas secas en un plato de pesaje. NOTA: misas que van desde 40 hasta 80 mg se pueden utilizar sin pérdida de reproducibilidad. </li><li> Transferir la biomasa a un mortero pre-se lava con hexano. Si es necesario, lavar el plato de pesaje con una pequeña cantidad (1 ml) de hexano usando una pipeta Pasteur con el fin de transferir completamente la biomasa para el mortero. NOTA: El hexano es una sustancia muy volátil y tóxico. Debe manejarse en la campana de humos con ropa protectora adecuada. </li><li> Triturar la biomasa de algas durante 5 minutos usando una mano de mortero. Comience con la molienda suave y poco a poco aumentar la intensidad. Triturar la biomasa en una pasta fina y suave en el período de 5 min. Si el exceso de hexano se utiliza cuando la transferencia de la biomasa para el mortero, lo mejor es esperar a que el hexano se evapore antes de la molienda. </li><li> Añadir unos pocos ml de hexano para el mortero y mezclar la suspensión resultante con la mano del mortero hasta que se homogeneiza. Asegúrese de que todos los restos celulares adherido a las paredes de la mortar se golpeó gratuita y se suspende en el líquido. </li><li> Transferir la mezcla de la masa de células hexano a un tubo de centrífuga. NOTA: El tubo de centrífuga debe ser ya sea de vidrio o de un polímero adecuado compatible con hexano tal como Teflón. </li><li> Repetir los pasos 2.4 y 2.5 hasta que toda la biomasa ha sido transferido al tubo de centrífuga (3-5x). </li><li> Centrifugar la muestra a 4 º C durante 20 min a 10.000 x g. </li><li> Pipetear con cuidado el sobrenadante en un metal pesado previamente pesar la cápsula. Guarde en la campana de humos. </li><li> Realizar una extracción de 2 ª hexano mediante la adición de 3 ml de hexano para el sedimento y vórtex vigorosamente durante 1 min. </li><li> Repita los pasos 2.7 y 2.8. Si es necesario, ejecute las muestras durante 30 minutos en la centrífuga durante la segunda extracción para asegurar que todos los residuos celulares se asienta completamente. Determinar la masa del aceite extraído gravimétricamente después de hexano se haya evaporado por completo. </li></ol> 3. Fluorometric Cuantificación de lípidos neutros Uso Rojo Nilo (como Reported por de la Hoz Siegler et al. 11) NOTA: sólo se necesita 10 l de una suspensión de algas en 5 g / L para la lectura de fluorescencia. Generalmente, el aislamiento de la biomasa de algas seco de 1,5 ml de caldo de cultivo es más que suficiente. Además, la intensidad de luz de la lámpara en el espectrofotómetro puede degradarse con el tiempo. Se recomienda incluir estándares en cada experimento para asegurar que las variaciones en el instrumento no añaden de error innecesaria a las mediciones. <ol><li> Preparar una solución de Rojo Nilo a una concentración de 10 mg / ml disueltos en etanol de grado reactivo de alcohol. Almacenar esta solución en la oscuridad a 4 ° C. </li><li> Prepare una solución de etanol al 30% (v / v) en agua desionizada y se almacenan a 4 ° C. </li><li> Preparar todas las muestras de algas a la misma concentración de biomasa (se recomienda 5 g / L) y de la misma manera como las normas utilizadas en la medición. Para ello, ni la suspensión de las muestras de pre-secado en la cantidad apropiadade tampón de fosfato (0,6 g / L de fosfato dibásico de potasio, 1,4 g / L de fosfato de potasio monobásico), o el ajuste de la concentración de un cultivo de algas en crecimiento a 5 g / l con tampón de fosfato después de la medición de la turbidez. NOTA: las mediciones realizadas en cultivos de algas en vivo a menudo tienen mayor error asociado con ellos dependiendo de la precisión de la curva de calibración de turbidez. Para resuspender las muestras secas puede requerir el uso de un homogeneizador para dispersar completamente la biomasa. </li><li> Para cada muestra, mezclar 80 l de la solución de etanol al 30%, 10 l de la solución de Rojo Nilo, y 10 l de suspensión de algas en un solo pocillo de una placa de 96 pocillos. Con el fin de tener debidamente en cuenta la variabilidad de la medición de la fluorescencia, realizar 5 repeticiones de cada muestra. </li><li> Ejecutar una curva de calibración de dos puntos con las normas previamente preparadas con el fin de tener en cuenta el día a día de las variaciones en el instrumento y preparación. Preparar los estándares para la medición de fluorescencia utilizando el sprocedimiento AME como las muestras. NOTA: Por lo general dos puntos es suficiente para la recalibración del instrumento, los tres puntos se pueden ejecutar para verificar la linealidad. </li><li> Llevar a cabo las mediciones de fluorescencia en un multi-así espectrofotómetro lector de placas. Se encontraron las siguientes condiciones para obtener los resultados más consistentes 11: <ol><li> Agitar a 1.200 rpm, la órbita de 3 mm, durante 30 segundos. </li><li> Incubar a 40 ° C durante 10 min. </li><li> Agitar a 1.200 rpm, la órbita de 3 mm, durante 30 segundos. </li><li> Fluorescencia Record, excitación a 530 nm, emisión a 604 nm. </li></ol></li><li> Convertir las medidas de fluorescencia para el contenido de aceite utilizando los resultados de las normas internas. </li></ol> 4. Microscopía de fluorescencia Técnica NOTA: El protocolo de tinción descrito en la sección 3 está diseñado para el análisis cuantitativo, pero también puede ser útil para proporcionar representaciones visuales de las técnicas basadas en las manchas de la PU educativo y ilustrativosrposes. Para obtener imágenes de fluorescencia de la muestra se requiere un microscopio óptico con fuentes de transmisión y de iluminación de epifluorescencia adicional tradicionales. Filtros de excitación y emisión de luz en el rango de 530 nm (verde) y 604 nm (rojo), respectivamente, son necesarios para la tinción de Rojo Nilo, así como una cámara montada microscopio con software asociado. Las imágenes mostradas en este estudio (Figura 1) fueron adquiridos utilizando un microscopio de campo claro equipado con una cámara y monocromo a la unidad de convertidor de RGB. El procedimiento de obtención de imágenes de fluorescencia Nilo Rojas uso de estas herramientas se describen a continuación: <ol><li> Preparar una muestra de la cultura con la tinción de Rojo Nilo, según el artículo 3 del Protocolo. NOTA: una muestra en el rango de concentración de 5 g / L produce diapositivas de densidad celular adecuada sin hacinamiento. </li><li> Después de completar el paso 3.6 del protocolo de tinción, preparar un portaobjetos de microscopio de la muestra procesada de acuerdo con los procedimientos estándar de laboratorio. </li><li> Comenzando con el microscopio en el modo de transmisión, cargue la diapositiva preparada en el microscopio, y localizar las células a la ampliación deseada (las imágenes que aparecen en este artículo han sido adquiridos con el objetivo de 100X). </li><li> Una vez enfocado, cambie el microscopio de transmisión a modo de iluminación de epifluorescencia. La fuente de luz ahora debe venir directamente de la lente del objetivo (esto puede confirmarse visualmente observando el espacio entre la corredera y la lente del objetivo). </li><li> Inserte un filtro de excitación verde en la fuente de luz y un filtro de emisión de color rojo en la trayectoria de luz de observación; la fluorescencia de las células teñidas ahora debe ser visible directamente a través del ocular. </li><li> Cambie el modo de observación microscópica del ocular para la cámara montada y utilizar el software de visualización para capturar una imagen de las células fluorescentes. Dependiendo de la sensibilidad de la cámara, la muestra no puede aparecer inicialmente en la ventana de vista previa (es decir, la pantalla seser negro); Para remediar esto, ajuste el tiempo de exposición y ganancia de la cámara a un nivel en el que las células son visibles. Ajustes específicos variarán con los instrumentos, equipos y tipos de células. </li></ol>

<ol>
	<li>Chisti, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biodiesel+from+microalgae.">Biodiesel from microalgae.</a> Biotechnol. Adv. 25, 294-306 (2007).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Algal+Biofuels+Technology+Roadmap.+Energy+Efficiency+&amp;+Renewable+Energy.">National Algal Biofuels Technology Roadmap. Energy Efficiency &amp; Renewable Energy.</a> U.S. Department of Energy, Office of Energy Efficiency and Renewable Energy, Biomass Program. , (2010).</li><li>de la Hoz Siegler, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+microalgal+productivity+using+an+adaptive,+non-linear+model+based+strategy.">Optimization of microalgal productivity using an adaptive, non-linear model based strategy.</a> Bioresour. Technol. 104, 537-546 (2012).</li><li>Bligh, E. G., Dyer, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Rapid+method+of+total+lipid+extraction+and+purification.">A Rapid method of total lipid extraction and purification.</a> Can. J. Biochem. Physiol. 37, 911-917 (1959).</li><li>Hara, A., Radin, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipid+extraction+of+tissues+with+a+low-toxicity+solvent.">Lipid extraction of tissues with a low-toxicity solvent.</a> Anal. Biochem. 90, 420-426 (1978).</li><li>Han, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Review+of+methods+used+for+microalgal+lipid-content+analysis.">Review of methods used for microalgal lipid-content analysis.</a> Energ. Procedia. 12, 944-950 (2011).</li><li>Pino, E. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemical+and+high+throughput+microscopic+assessment+of+fat+mass+in+Caenorhabditis+elegans.">Biochemical and high throughput microscopic assessment of fat mass in Caenorhabditis elegans.</a> J. Vis. Exp. (73), (2013).</li><li>Sitepu, I. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+high-throughput+Nile+red+fluorescence+assay+for+estimating+intracellular+lipids+in+a+variety+of+yeast+species.">An improved high-throughput Nile red fluorescence assay for estimating intracellular lipids in a variety of yeast species.</a> J. Microbiol. Meth. 91, 321-328 (2012).</li><li>Izard, J., Limberger, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+screening+method+for+quantitation+of+bacterial+cell+lipids+from+whole+cells.">Rapid screening method for quantitation of bacterial cell lipids from whole cells.</a> J. Microbiol. Meth. 55, 411-418 (2003).</li><li>Chen, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+throughput+Nile+red+method+for+quantitative+measurement+of+neutral+lipids+in+microalgae.">A high throughput Nile red method for quantitative measurement of neutral lipids in microalgae.</a> J. Microbiol. Meth. 77, 41-47 (2009).</li><li>de la Hoz Siegler, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+the+reliability+of+fluorescence-based+neutral+lipid+content+measurements+in+microalgal+cultures.">Improving the reliability of fluorescence-based neutral lipid content measurements in microalgal cultures.</a> Algal Res. 1, 176-184 (2012).</li><li>de la Jara, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+cytometric+determination+of+lipid+content+in+a+marine+dinoflagellate,+Crypthecodinium+cohnii.">Flow cytometric determination of lipid content in a marine dinoflagellate, Crypthecodinium cohnii.</a> J. Appl. Phycol. 15, 433-438 (2003).</li><li>Elsey, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+measurement+of+microalgal+neutral+lipids.">Fluorescent measurement of microalgal neutral lipids.</a> J. Microbiol. Meth. 68, 639-642 (2007).</li><li>Feng, G. -. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+FT-IR+and+Nile+Red+methods+for+microalgal+lipid+characterization+and+biomass+composition+determination.">Evaluation of FT-IR and Nile Red methods for microalgal lipid characterization and biomass composition determination.</a> Bioresour. Technol. 128, 107-112 (2013).</li><li>Guzm&#225;n, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimate+by+means+of+flow+cytometry+of+variation+in+composition+of+fatty+acids+from+Tetraselmis+suecica+in+response+to+culture+conditions.">Estimate by means of flow cytometry of variation in composition of fatty acids from Tetraselmis suecica in response to culture conditions.</a> Aquacult. Int. 18, 189-199 (2010).</li><li>Huang, G. -. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+screening+method+for+lipid+production+in+alga+based+on+Nile+red+fluorescence.">Rapid screening method for lipid production in alga based on Nile red fluorescence.</a> Biomass Bioenerg. 33, 1386-1392 (2009).</li><li>Lee, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+method+for+the+determination+of+lipid+from+the+green+alga+Botryococcus+braunii.">Rapid method for the determination of lipid from the green alga Botryococcus braunii.</a> Biotechnol. Tech. 12, 553-556 (1998).</li><li>Montero, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+high-lipid+content+strains+of+the+marine+microalga+Tetraselmis+suecica+for+biodiesel+production+by+flow+cytometry+and+single-cell+sorting.">Isolation of high-lipid content strains of the marine microalga Tetraselmis suecica for biodiesel production by flow cytometry and single-cell sorting.</a> J. Appl. Phycol. 23, 1053-1057 (2011).</li><li>Vigeolas, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+partial+characterization+of+mutants+with+elevated+lipid+content+in+Chlorella+sorokiniana+and+Scenedesmus+obliquus.">Isolation and partial characterization of mutants with elevated lipid content in Chlorella sorokiniana and Scenedesmus obliquus.</a> J. Biotechnol. 162, 3-12 (2012).</li><li>Bertozzini, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+the+standard+addition+method+for+the+absolute+quantification+of+neutral+lipids+in+microalgae+using+Nile+red.">Application of the standard addition method for the absolute quantification of neutral lipids in microalgae using Nile red.</a> J. Microbiol. Meth. 87, 17-23 (2011).</li><li>Kou, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+measurement+of+lipid+content+in+the+model+organism+Chlamydomonas+reinhardtii.">Fluorescent measurement of lipid content in the model organism Chlamydomonas reinhardtii.</a> J. Appl. Phycol. , 1-9 (2013).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Las algas utilizado en la curva estándar debe ser de la misma especie de cultivo en las mismas condiciones experimentales como los que están siendo medidos. Los cambios significativos en la composición de los medios de comunicación, técnica de cultivo, y el protocolo de tinción pueden afectar a la intensidad de la lectura de fluorescencia. Extracción con hexano (descrito en las secciones 1 y 2) se utilizó para determinar el contenido de lípidos neutros de muestras utilizadas en la curva estándar. Para las medi...

Debido a su capacidad para almacenar cuerpos de lípidos bajo determinadas condiciones de estrés, las algas han recibido una gran atención en los últimos años como una potencial fuente de combustible renovable 1,2. Los lípidos neutros pueden representar más del 60% del peso seco de células bajo condiciones de crecimiento apropiadas 3. Sin embargo, la industria no tiene un protocolo estandarizado simple, limpia, rápida y fiable para cuantificar el contenido de lípidos de las células de algas con el fin de supervisar adecuadamente el desempeño de bioprocesos, analizar las culturas, y la pantalla de nuevas cepas. El método gravimétrico Bligh-Dyer desarrolló hace unos 50 años sigue siendo una de las técnicas más comunes que se utilizan hoy en día 4,5. Mientras este procedimiento es simple, fiable, y fácil de llevar a cabo, que consume mucho tiempo, requiere grandes volúmenes de muestra, y hace uso de disolventes tóxicos. No es práctico para el análisis de muchas muestras de una operación de fermentación o el cribado de nuevas cepas ricos en petróleo. Otros métodos han been desarrollado, pero por lo general requiere de equipo avanzado y no se han estandarizado 6. Una alternativa que ha ganado una gran cantidad de interés es la mancha del Nilo Rojo. Rojo Nilo, un tinte que emite fluorescencia preferentemente en entornos no polares, se ha utilizado para identificar o cuantificar cuerpos lipídicos en diversos organismos incluyendo nematodos 7, 8 de levadura, bacterias y algas 9, 10-19. Técnicas iniciales que implican Rojo Nilo eran en su mayoría cualitativa o semi-cuantitativa, la combinación de la mancha con espectrofotometría de una sola cubeta o citometría de flujo. Además, algunas clases de algas tales como algas verdes tienen pocillos de células gruesas que son en su mayoría impermeable al colorante, que limita la gama de la técnica 10. Las recientes mejoras en el método de tinción de Rojo Nilo se ha informado de que pasar por alto las deficiencias iniciales del protocolo de 10,11. La tinción de las células en presencia de un CarrIER disolvente tal como DMSO o 10 10,11 etanol linealiza la relación entre el contenido de aceite y la absorbancia, lo que permite mediciones cuantitativas fiables. El disolvente ayuda a permeabilizar la membrana celular de modo que las moléculas de Rojo Nilo pueden pasar a través. Además, la incorporación de un espectrofotómetro con capacidades de lectura de micro-placa permite protocolos de alto rendimiento adecuadas para el análisis cuantitativo. En este artículo se detallan un método simple para medir el contenido de aceite de las células de algas mediante la tinción con Rojo Nilo culturas en presencia de etanol, un disolvente suave. Con el fin de explicar con mayor precisión el ruido de fondo en las mediciones, una curva estándar de la correlación de la intensidad de fluorescencia para el contenido de aceite se desarrolla utilizando células de algas de composición de aceite conocida. El método es una adaptación de los protocolos publicados previamente 10,11. Mediante el uso de un espectrofotómetro de 96 pocillos, uno es capaz de analizar la misma cantidad de muestras en un tha horast tomaría días para controlar por métodos gravimétricos. Además, por la calibración con muestras representativas de las especies de algas deseada este método produce mediciones relativamente precisos que son directamente interpretables. Existen muchos protocolos de métodos de tinción de algas con Rojo Nilo optimizado para diferentes cepas y aplicaciones que describen; el protocolo que aquí se presenta fue desarrollado originalmente por de la Hoz Siegler et al. 11 para protothecoides Auxenochlorella, Chlorella vulgaris, Scenedesmus dimorphus y Scenedesmus oblicuo, aunque es probable conveniente para muchas más especies y clases. Ha sido diseñado con la aplicación específica de la supervisión del rendimiento de bioprocesos y funciona igual de bien para muestras previamente secadas y muestras húmedas de una creciente cultura.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="817">
	<colgroup>
		<col />
		<col span="2" />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dry Weight</td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">25 ml disposable pipettes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">13-676-10K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Pipette Bulb</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">13-681-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">40 ml Nalgene Teflon Centrifuge Tubes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">05-562-16A</td>
			<td>Teflon needed for hexane</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Weigh Dishes (polypropylene)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">2-202B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">1.5 ml micro-centrifuge tubes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">05-408-129</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Centrifuge</td>
			<td style="width:152px;">Sorvall</td>
			<td style="width:152px;">RC6plus</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Drying Oven (Fisher 625D)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">13-254-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Storage vials</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">0337-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Bench-top microcentrifuge (Eppendorf 5415D)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">05-40-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Gravimetric Quantification</td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Porcelain Mortar (Coorstek)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">12-961A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Porcelain Pestle (Coorstek)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">12-961-5A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">40 ml Centrifugation tubes (FEP)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">05-562-16A</td>
			<td>Could also use glass tubes</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Pasteur Glass Pipettes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">13-678-20C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Aluminum weigh dishes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">08-732-101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Hexanes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">H292-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:18px;width:347px;">Fluorometric quantification of oil content</td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:347px;">Fluorescence multi-well plate reader</td>
			<td style="width:152px;">Thermo Lab Systems</td>
			<td style="width:152px;">Fluoroskan Ascent</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Fluorescence reader software</td>
			<td style="width:152px;">Thermo Lab Systems</td>
			<td style="width:152px;">Ascent Software 2.6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">COSTAR 96 well plate with round bottom</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">06-443-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Nile Red&#160;</td>
			<td style="width:152px;">Sigma</td>
			<td style="width:152px;">N3013-100MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Ethanol (Alcohol reagent grade)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">AC65109-0020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Imaging Fluorescent cells</td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Leica DMRXA2 (or equivalent) microscope</td>
			<td style="width:152px;">Leica</td>
			<td style="width:152px;">DMRXA2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Microscope slides</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">12-550-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Microscope cover slips</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">12-541B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Camera</td>
			<td style="width:152px;">Qimaging</td>
			<td style="width:152px;">Retiga Ex</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Imaging software</td>
			<td style="width:152px;">Qimaging</td>
			<td style="width:152px;">QCapture v.1.1.8</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple and rapid protocol for measuring neutral lipids in algal cells using fluorescence

Las algas son consideradas excelentes candidatos para las fuentes de combustibles renovables, debido a sus capacidades de almacenamiento de lípidos naturales. Monitoreo robusto de los procesos de fermentación de algas y la detección de nuevas cepas ricas en petróleo requiere un protocolo rápido y fiable para la determinación del contenido intracelular de lípidos. Prácticas actuales se basan en gran medida en los métodos gravimétricos para determinar el contenido de aceite, técnicas desarrolladas hace décadas que consumen mucho tiempo y requieren grandes volúmenes de muestra. En este papel, Rojo Nilo, un colorante fluorescente que se ha utilizado para identificar la presencia de cuerpos de lípidos en numerosos tipos de organismos, se incorpora en un protocolo simple, rápido y fiable para medir el contenido de lípidos neutros de protothecoides Auxenochlorella, un verde alga. El método utiliza etanol, un disolvente relativamente suave, para permeabilizar la membrana celular antes de la tinción y un pozo de micro-placa de 96 para aumentar la capacidad de la muestra durante las mediciones de intensidad de fluorescencia. Ha sido diseñadoedición con la aplicación específica de la supervisión del rendimiento bioprocesos. Muestras previamente secado o muestras vivos de un cultivo en crecimiento se pueden utilizar en el ensayo.

Células de algas representativos teñidas con colorante rojo Nilo se muestran en la Figura 1. Partes A y B de 1 visualización Figura imágenes de A. protothecoides cultivan en exceso de nitrógeno, lo que lleva a la acumulación intracelular de lípidos muy bajo. En las partes C y D, las muestras de A. se muestran protothecoides cultivadas bajo limitación de nitrógeno. Baj...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple and Rapid Protocol for Measuring Neutral Lipids in Algal Cells Using Fluorescence at JoVE.com

A Simple and Rapid Protocol for Measuring Neutral Lipids in Algal Cells Using Fluorescence

Un protocolo simple para determinar el contenido de lípidos neutros de células de algas utilizando un procedimiento de tinción de Rojo Nilo se describe. Esta técnica de ahorro de tiempo ofrece una alternativa a los protocolos de cuantificación de lípidos basados ​​en gravimétricos tradicionales. Ha sido diseñado para la aplicación específica de la supervisión del rendimiento de bioprocesos.

Un simple y protocolo Rapid para Medir lípidos neutros en las células de algas Utilizando Fluorescencia

Algae are considered excellent candidates for renewable fuel sources due to their natural lipid storage capabilities. Robust monitoring of algal ...

a-simple-rapid-protocol-for-measuring-neutral-lipids-algal-cells

Research

JoVE Journal

Chemistry

35.3K vistas.  University of Alberta.  Un protocolo simple para determinar el contenido de lípidos neutros de células de algas utilizando un procedimiento de tinción de Rojo Nilo se describe. Esta técnica de ahorro de tiempo ofrece una alternativa a los protocolos de cuantificación de lípidos basados ​​en gravimétricos tradicionales. Ha sido diseñado para la aplicación específica de la supervisión del rendimiento de bioprocesos. 

Video: A Simple and Rapid Protocol for Measuring Neutral Lipids in Algal Cells Using Fluorescence

Untargeted Metabolomics from Biological Sources Using Ultraperformance Liquid Chromatography-High Resolution Mass Spectrometry (UPLC-HRMS)

Here we present a workflow to analyze the metabolic profiles for biological samples of interest including; cells, serum, or tissue. The sample is first separated into polar and non-polar fractions by a liquid-liquid phase extraction, and partially purified to facilitate downstream analysis. Both aqueous (polar metabolites) and organic (non-polar metabolites) phases of the initial extraction are processed to survey a broad range of metabolites. Metabolites are separated by different liquid chromatography methods based upon their partition properties. In this method, we present microflow ultra-performance (UP)LC methods, but the protocol is scalable to higher flows and lower pressures. Introduction into the mass spectrometer can be through either general or compound optimized source conditions. Detection of a broad range of ions is carried out in full scan mode in both positive and negative mode over a broad m/z range using high resolution on a recently calibrated instrument. Label-free differential analysis is carried out on bioinformatics platforms. Applications of this approach include metabolic pathway screening, biomarker discovery, and drug development.

Untargeted Metabolomics from Biological Sources Using Ultraperformance Liquid Chromatography-High Resolution Mass Spectrometry UPLC-HRMS

Untargeted metabolomics provides a hypothesis generating snapshot of a metabolic profile. This protocol will demonstrate the extraction and analysis of metabolites from cells, serum, or tissue. A range of metabolites are surveyed using liquid-liquid phase extraction, microflow ultraperformance liquid chromatography/high-resolution mass spectrometry (UPLC-HRMS) coupled to differential analysis software.

Metabolómica no focalizados de fuentes biológicas Uso UltraPerformance cromatografía líquida-espectrometría de masas de alta resolución (UPLC-HRMS)

Here we present a workflow to analyze the metabolic profiles for biological samples of interest including; cells, serum, or tissue. The sample is first ...

Investigación

Química

Preparing Adherent Cells for X-ray Fluorescence Imaging by Chemical Fixation

X-ray fluorescence imaging allows us to non-destructively measure the spatial distribution and concentration of multiple elements simultaneously over large or small sample areas. It has been applied in many areas of science, including materials science, geoscience, studying works of cultural heritage, and in chemical biology. In the case of chemical biology, for example, visualizing the metal distributions within cells allows us to study both naturally-occurring metal ions in the cells, as well as exogenously-introduced metals such as drugs and nanoparticles. Due to the fully hydrated nature of nearly all biological samples, cryo-fixation followed by imaging under cryogenic temperature represents the ideal imaging modality currently available. However, under the circumstances that such a combination is not easily accessible or practical, aldehyde based chemical fixation remains useful and sometimes inevitable. This article describes in as much detail as possible in the preparation of adherent mammalian cells by chemical fixation for X-ray fluorescent imaging.

Here, we present a protocol on how to determine the quantity and distribution of metals in a sample using synchrotron X-ray fluorescence. We focus on adherent cells, and describe the chemical fixation method to prepare this sample. We then describe how to mount and image the sample using synchrotron X-rays.

Preparación de células adherentes, por Imágenes de fluorescencia de rayos X por Química Fijación

X-ray fluorescence imaging allows us to non-destructively measure the spatial distribution and concentration of multiple elements simultaneously over ...

Rapid High-throughput Species Identification of Botanical Material Using Direct Analysis in Real Time High Resolution Mass Spectrometry

We demonstrate that direct analysis in real time-high resolution mass spectrometry can be used to produce mass spectral profiles of botanical material, and that these chemical fingerprints can be used for plant species identification. The mass spectral data can be acquired rapidly and in a high throughput manner without the need for sample extraction, derivatization or pH adjustment steps. The use of this technique bypasses challenges presented by more conventional techniques including lengthy chromatography analysis times and resource intensive methods. The high throughput capabilities of the direct analysis in real time-high resolution mass spectrometry protocol, coupled with multivariate statistical analysis processing of the data, provide not only class characterization of plants, but also yield species and varietal information. Here, the technique is demonstrated with two psychoactive plant products, Mitragyna speciosa (Kratom) and Datura (Jimsonweed), which were subjected to direct analysis in real time-high resolution mass spectrometry followed by statistical analysis processing of the mass spectral data. The application of these tools in tandem enabled the plant materials to be rapidly identified at the level of variety and species.

A method for species identification of botanical material by direct analysis in real time-high resolution mass spectrometry and multivariate statistical analysis is presented.

Rápida de alto rendimiento Identificación de Especies de material botánico Uso del análisis directo en tiempo real de alta resolución Espectrometría de Masas

We demonstrate that direct analysis in real time-high resolution mass spectrometry can be used to produce mass spectral profiles of botanical material, ...

A Simple and Efficient Protocol for the Catalytic Insertion Polymerization of Functional Norbornenes

Norbornene can be polymerized by a variety of mechanisms, including insertion polymerization whereby the double bond is polymerized and the bicyclic nature of the monomer is conserved. The resulting polymer, polynorbornene, has a very high glass transition temperature, Tg, and interesting optical and electrical properties. However, the polymerization of functional norbornenes by this mechanism is complicated by the fact that the endo substituted norbornene monomer has, in general, a very low reactivity. Furthermore, the separation of the endo substituted monomer from the exo monomer is a tedious task. Here, we present a simple protocol for the polymerization of substituted norbornenes (endo:exo ca. 80:20) bearing either a carboxylic acid or a pendant double bond. The process does not require that both isomers be separated, and proceeds with low catalyst loadings (0.01 to 0.02 mol%). The polymer bearing pendant double bonds can be further transformed in high yield, to afford a polymer bearing pendant epoxy groups. These simple procedures can be applied to prepare polynorbornenes with a variety of functional groups, such as esters, alcohols, imides, double bonds, carboxylic acids, bromo-alkyls, aldehydes and anhydrides.

We describe the catalytic insertion polymerization of 5-norbornene-2-carboxylic acid and 5-vinyl-2-norbornene to form functional polymers with a very high glass transition temperature.

Un protocolo simple y eficaz para la inserción catalítico de polimerización norbornenos funcionales

Norbornene can be polymerized by a variety of mechanisms, including insertion polymerization whereby the double bond is polymerized and the bicyclic ...

A Protocol for Safe Lithiation Reactions Using Organolithium Reagents

Organolithium reagents are powerful tools in the synthetic chemist&#39;s toolbox. However, the extreme pyrophoric nature of the most reactive reagents warrants proper technique, thorough training, and proper personal protective equipment. To aid in the training of researchers using organolithium reagents, a thorough, step-by-step protocol for the safe and effective use of tert-butyllithium on an inert gas line or within a glovebox is described. As a model reaction, preparation of lithium tert-butyl amide by the reaction of tert-butyl amine with one equivalent of tert-butyl lithium is presented.

The safe and proper use of organolithium reagents is described.

Un protocolo para las reacciones de litiación segura usando reactivos orgánicos de litio

Organolithium reagents are powerful tools in the synthetic chemist&#39;s toolbox. However, the extreme pyrophoric nature of the most reactive reagents ...

An Optimized Protocol for the Efficient Radiolabeling of Gold Nanoparticles by Using a 125I-labeled Azide Prosthetic Group

Here, we demonstrate a detailed protocol for the radiosynthesis of a 125I-labeled azide prosthetic group and its application to the efficient radiolabeling of DBCO-group-functionalized gold nanoparticles using a copper-free click reaction. Radioiodination of the stannylated precursor (2) was carried out by using [125I]NaI and chloramine T as an oxidant at room temperature for 15 min. After HPLC purification of the crude product, the purified 125I-labeled azide (1) was obtained with high radiochemical yield (75 &plusmn; 10%, n = 8) and excellent radiochemical purity (&gt;99%). For the synthesis of radiolabeled 13-nm-sized gold nanoparticles, the DBCO-functionalized gold nanoparticles (3) were prepared by using a thiolated polyethylene glycol polymer. A copper-free click reaction between 1 and 3 gave the 125I-labeled gold nanoparticles (4) with more than 95% of radiochemical yield as determined by radio-thin-layer chromatography (radio-TLC). These results clearly indicate that the present radiolabeling method using a strain-promoted copper-free click reaction will be useful for the efficient and convenient radiolabeling of DBCO-group-containing nanomaterials.

An Optimized Protocol for the Efficient Radiolabeling of Gold Nanoparticles by Using a 125I-labeled Azide Prosthetic Group

A detailed procedure for the synthesis of a 125I-labeled azide and the radiolabeling of dibenzocyclooctyne (DBCO)-group-conjugated, 13-nm-sized gold nanoparticles using a copper-free click reaction is described.

Un protocolo optimizado para el radiomarcaje eficaz de nanopartículas de oro mediante el uso de una<sup&gt; 125</sup&gt; Azida grupo prostético marcado con I

Here, we demonstrate a detailed protocol for the radiosynthesis of a 125I-labeled azide prosthetic group and its application to the efficient ...

Simultaneous Measurement of HDAC1 and HDAC6 Activity in HeLa Cells Using UHPLC-MS

The search for new histone deacetylase (HDAC) inhibitors is of increasing interest in drug discovery. Isoform selectivity has been in the spotlight since the approval of romidepsin, a class I HDAC inhibitor for cancer therapy, and the clinical investigation of HDAC6-specific inhibitors for multiple myeloma. The present method is used to determine the inhibitory activity of test compounds on HDAC1 and HDAC6 in cells. The isoform activity is measured using the ultra-high-performance liquid chromatography &#8211; mass spectrometry (UHPLC-MS) analysis of specific substrates incubated with treated and untreated HeLa cells. The method has the advantage of reflecting the endogenous HDAC activity within the cell environment, in contrast to cell-free biochemical assays conducted on isolated isoforms. Moreover, because it is based on the quantification of synthetic substrates, the method does not require the antibody recognition of endogenous acetylated proteins. It is easily adaptable to several cell lines and an automated process. The method has already proved useful in finding HDAC6-selective compounds in neuroblasts. Representative results are shown here with the standard HDAC inhibitors trichostatin A (non-specific), MS275 (HDAC1-specific), and tubastatin A (HDAC6-specific) using HeLa cells.

The present method serves to identify isoform-specific inhibitors of histone deacetylases (HDAC) in HeLa cells by the UHPLC-MS analysis of multiple substrates. This is an antibody-free method developed to reflect HDAC1 and HDAC6 activity in the living cell environment, in contrast to single-isoform cell-free assays.

Medición simultánea de HDAC1 y HDAC6 actividad en HeLa células usando UHPLC-MS

The search for new histone deacetylase (HDAC) inhibitors is of increasing interest in drug discovery. Isoform selectivity has been in the spotlight since ...

Quantifying X-Ray Fluorescence Data Using MAPS

The quantification of X-ray fluorescence (XRF) microscopy maps by fitting the raw spectra to a known standard is crucial for evaluating chemical composition and elemental distribution within a material. Synchrotron-based XRF has become an integral characterization technique for a variety of research topics, particularly due to its non-destructive nature and its high sensitivity. Today, synchrotrons can acquire fluorescence data at spatial resolutions well below a micron, allowing for the evaluation of compositional variations at the nanoscale. Through proper quantification, it is then possible to obtain an in-depth, high-resolution understanding of elemental segregation, stoichiometric relationships, and clustering behavior.
This article explains how to use the MAPS fitting software developed by Argonne National Laboratory for the quantification of full 2-D XRF maps. We use as an example results from a Cu(In,Ga)Se2 solar cell, taken at the Advanced Photon Source beamline 2-ID-D at Argonne National Laboratory. We show the standard procedure for fitting raw data, demonstrate how to evaluate the quality of a fit and present the typical outputs generated by the program. In addition, we discuss in this manuscript certain software limitations and offer suggestions for how to further correct the data to be numerically accurate and representative of spatially resolved, elemental concentrations.

Here, we demonstrate the use of the X-ray fluorescence fitting software, MAPS, created by Argonne National Laboratory for the quantification of fluorescence microscopy data. The quantified data that results is useful for understanding the elemental distribution and stoichiometric ratios within a sample of interest.

Cuantificar datos de fluorescencia de rayos x usando mapas

The quantification of X-ray fluorescence (XRF) microscopy maps by fitting the raw spectra to a known standard is crucial for evaluating chemical ...

Fabrication and Testing of Catalytic Aerogels Prepared Via Rapid Supercritical Extraction

Protocols for preparing and testing catalytic aerogels by incorporating metal species into silica and alumina aerogel platforms are presented. Three preparation methods are described: (a) the incorporation of metal salts into silica or alumina wet gels using an impregnation method; (b) the incorporation of metal salts into alumina wet gels using a co-precursor method; and (c) the addition of metal nanoparticles directly into a silica aerogel precursor mixture. The methods utilize a hydraulic hot press, which allows for rapid (&#60;6 h) supercritical extraction and results in aerogels of low density (0.10 g/mL) and high surface area (200-800 m2/g). While the work presented here focuses on the use of copper salts and copper nanoparticles, the approach can be implemented using other metal salts and nanoparticles. A protocol for testing the three-way catalytic ability of these aerogels for automotive pollution mitigation is also presented. This technique uses custom-built equipment, the Union Catalytic Testbed (UCAT), in which a simulated exhaust mixture is passed over an aerogel sample at a controlled temperature and flow rate. The system is capable of measuring the ability of the catalytic aerogels, under both oxidizing and reducing conditions, to convert CO, NO and unburned hydrocarbons (HCs) to less harmful species (CO2, H2O and N2). Example catalytic results are presented for the aerogels described.

Here we present protocols for preparing and testing catalytic aerogels by incorporating metal species into silica and alumina aerogel platforms. Methods for preparing materials using copper salts and copper-containing nanoparticles are featured. Catalytic testing protocols demonstrate the effectiveness of these aerogels for three-way catalysis applications.

Fabricación y pruebas de Aerogels catalíticos preparados vía rápida extracción supercrítica

Protocols for preparing and testing catalytic aerogels by incorporating metal species into silica and alumina aerogel platforms are presented. Three ...

Separation of Aldehydes and Reactive Ketones from Mixtures Using a Bisulfite Extraction Protocol

The purification of organic compounds is an essential component of routine synthetic operations. The ability to remove contaminants into an aqueous layer by generating a charged structure provides an opportunity to use extraction as a simple purification technique. By combining the use of a miscible organic solvent with saturated sodium bisulfite, aldehydes and reactive ketones can be successfully transformed into charged bisulfite adducts that can then be separated from other organic components of a mixture by the introduction of an immiscible organic layer. Here, we describe a simple protocol for the removal of aldehydes, including sterically-hindered neopentyl aldehydes and some ketones, from chemical mixtures. Ketones can be separated if they are sterically unhindered cyclic or methyl ketones. For aliphatic aldehydes and ketones, dimethylformamide is used as the miscible solvent to improve removal rates. The bisulfite addition reaction can be reversed by basification of the aqueous layer, allowing for the re-isolation of the reactive carbonyl component of a mixture.

Here, we present a protocol to remove aldehydes and reactive ketones from mixtures by a liquid-liquid extraction protocol directly with saturated sodium bisulfite in a miscible solvent. This combined protocol is rapid and facile to perform. The aldehyde or ketone can be re-isolated by the basification of the aqueous layer.

Separación de aldehidos y cetonas reactivas de mezclas mediante un protocolo de extracción de bisulfito

The purification of organic compounds is an essential component of routine synthetic operations. The ability to remove contaminants into an aqueous layer ...