Este trabajo fue apoyado en parte por la financiación a RAW de cada uno de los siguientes: subvenciones del NIH K01 DK083512, DP2 OD008470 y R01 DK100237; March of Dimes Basil O&#39;Connor arranque Académico de subvención n º 5-FY12-75; poner en marcha los fondos de la Universidad de Notre Dame Colegio de Ciencias y el Departamento de Ciencias Biológicas. Nos gustaría agradecer especialmente a Elizabeth y Michael Gallagher, junto con toda la familia Gallagher, quien impartió una generosa donación a la Universidad de Notre Dame para fomentar investigación con células madre. Los financiadores no tenía papel en el diseño del estudio, recogida y análisis de datos, decisión a publicar, o la preparación del manuscrito. Damos las gracias a los funcionarios del Departamento de Ciencias Biológicas por su apoyo, y el Centro de Investigación de Pez Cebra en Notre Dame por su extraordinaria dedicación en el cuidado y el bienestar de nuestra colonia de pez cebra. Por último, agradecemos a los miembros de nuestro laboratorio de investigación para sus comentarios, discusiones y puntos de vista acerca de este trabajo, ya queasí como Marigold (Maripooka) y Zinnia Wingert para proporcionar arrojar naturalmente bigotes felinos para hacer más excelentes herramientas de pestañas para nuestra investigación.

<ol>
	<li>Laale, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biology+and+use+of+zebrafish,+Brachydanio+rerio+in+fisheries+research.+A+literature+review.">The biology and use of zebrafish, Brachydanio rerio in fisheries research. A literature review.</a> J Fish Biol. 10, 121-173 (1977).</li><li>Lieschke, G. J., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+human+disease:+zebrafish+swim+into+view.">Animal models of human disease: zebrafish swim into view.</a> Nat Rev Genet. 8, 353-367 (2007).</li><li>Goldsmith, J. 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K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revealing+details:+whole+mount+microRNA+in+situ+hybridization+protocol+for+zebrafish+embryos+and+adult+tissues.">Revealing details: whole mount microRNA in situ hybridization protocol for zebrafish embryos and adult tissues.</a> Biol Open. 1, 566-569 (2012).</li><li>Haffter, P., N&#252;sslein-Volhard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large+scale+genetics+in+a+small+vertebrate,+the+zebrafish.">Large scale genetics in a small vertebrate, the zebrafish.</a> Int J Dev Biol. 40, 221-227 (1996).</li><li>Galloway, J. 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Los autores no tienen nada que revelar.

El pez cebra han demostrado ser un organismo modelo de gran valor en toda la comunidad de investigación durante los últimos años. El pez cebra exhiben un alto grado de conservación genética con la de los vertebrados superiores, y las ventajas relacionadas con su anatomía, reproducción y ciclo de vida hacen de esta especie muy susceptible a los análisis experimentales. Por otra parte, el avance de las técnicas moleculares aplicables a la pez cebra ha promovido además el uso de este organismo modelo en la investigación científica. Por ejemplo, una gran variedad de líneas de pez cebra transgénico se han generado para estudiar la progresión de la enfermedad y para responder a muchas preguntas fundamentales que son la base de los mecanismos fundamentales del desarrollo, incluyendo la organogénesis. Por consiguiente, basado en el uso dinámico de pez cebra en tanto la enfermedad y la investigación del desarrollo, metodologías de etiquetado celular y cuantificación de la señal son un aspecto crucial de análisis de datos. Mientras que los métodos que emplean un fluorescentetibodies se pueden utilizar para detectar la expresión de la proteína en el pez cebra transgénico, los investigadores normalmente se basan en procedimientos estándar como de WISH 12-16 a examinar la localización espacio-temporal de las transcripciones de genes en una, muestra el pez cebra transgénico no fijo. De hecho, el deseo es una de las técnicas más utilizadas en la biología 16, y es una herramienta vital que se utiliza para caracterizar el fenotipo de las mutaciones genéticas y perturbaciones genéticas químicas. No obstante, desea que se asocia con una serie de dificultades y retos potenciales. Para confirmar la especificidad de la ribroprobe antisentido, ribosondas sentido se pueden utilizar como un control para evaluar la especificidad de los patrones de tinción ribosonda antisentido. Mientras que las secciones 4 y 5 se presentan en el orden de etiquetado y detección de una sonda marcada con digoxigenina seguida de la sonda marcada con fluoresceína, este orden se puede invertir. Normalmente, las señales más débiles (genes con niveles de expresión más bajos) se detectan mejor con sondas marcadas con digoxigenina y esta manchadesarrollado primero con un sustrato púrpura, seguido por la detección y la tinción de la señal más fuerte (gen más abundantemente expresado) utilizando el sustrato de color rojo. Sin embargo, si las reacciones de dos colores se van a realizar, se recomienda que diversas combinaciones de etiquetas y sustratos se ponen a prueba para encontrar el procedimiento que sea el más adecuado para la recolección y análisis de datos. Además, los tiempos previstos de bloqueo, de anticuerpos de incubación y el lavado suministrada en los Capítulos 4-5 se adaptan para los embriones de menos de 24 horas después de la fecundación; largos intervalos de estos mismos pasos con embriones mayores pueden conducir a la acumulación de sales en la muestra. Extensas consejos para la solución de problemas DESEO embrión de pez cebra norma ya se han documentado en la literatura 12-16. Podría decirse que el dilema más común es el alto fondo. Se recomienda aumentar el número de lavados MABT en el paso de 4,7 a 15 a 20 lavados, si es necesario, sin embargo, en nuestra experiencia, la adición de la noche a la mañana MABT &#39;súper-wash&#39;da excelentes resultados cuando se utiliza junto con 10 o más lavados MABT cortos antes de proceder al paso 4.8. Otro ejemplo dilema es pobre infiltración de la sonda, que puede ocurrir con largas ribosondas. Esquila la ribosonda siguiente Paso 3.6 a través de la hidrólisis alcalina puede contrarrestar esto. En nuestra experiencia con las muestras de los jóvenes, no se requiere típicamente esquila sonda. Sin embargo, hay que tener en cuenta que los parámetros de este tipo pueden ser factores contribuyentes en el resultado de un experimento de DESEO, y sugerimos el examen de soluciones en esta sección útil ya disposición del público en la comunidad, según sea necesario para refinar los parámetros experimentales para DESEO en su propia investigación 12. Además de las técnicas tradicionales de WISH 12-16, ha habido un surgimiento continuo de los avances en las metodologías de deseo y protocolos alternativos que se han formulado. Estos incluyen nuevas formas de detección de la señal, tales como mediante el uso de fluorescenciacencia 17-19, a los métodos que permiten la localización de microRNAs 20. Aún así, a pesar de las muchas mejoras que se han hecho a los métodos de etiquetado células actuales, la eficacia de estos procedimientos son negados si la mancha (s) no se puede visualizar fácilmente dentro de la muestra de interés en un punto de tiempo deseado. Esta limitación es un problema para los investigadores, especialmente cuando se refiere a las primeras etapas embrionarias de la ontogenia del pez cebra, que podría dar lugar a lagunas en nuestra comprensión de los diversos procesos de desarrollo que se plantean en estos momentos. Durante el desarrollo normal del pez cebra, el saco vitelino disminuye progresivamente de tamaño como los embriones mayores de 11 años. Por lo tanto, en estas etapas de desarrollo posteriores (&gt; 24 horas después de la fecundación), tinción DESEO es bastante sencillo de analizar porque el embrión es más grande en comparación con su contiguo saco vitelino. Sin embargo, este no es el caso de la etapa de yema de cola a somitogenesis temprana (cuando el embrionariamasa se coloca alrededor de la yema), donde el saco vitelino opaco a veces puede oscurecer la visualización de la mancha. En consecuencia, el método de montaje plana fue ideado para ayudar a aliviar los problemas de formación de imágenes y de análisis de datos asociados con la caracterización de las muestras de embrión de pez cebra (esquematizados en la Figura 1 y la Figura 2), y ha sido ampliamente utilizado desde la fenotipificación sistemática de mutaciones genéticas aisladas a partir de las primeras pantallas genéticos a gran escala 21. Desde el advenimiento de la técnica de montaje plana, el análisis de las etapas tempranas del desarrollo se ha mejorado significativamente. Una vez que la yema de huevo se retira del embrión, es posible colocar el plano de embriones en un portaobjetos de vidrio en la orientación deseada para la imagen. Esta posición de dos dimensiones permite la visualización de todo el embrión de una sola vez, lo que elimina la necesidad de girar la muestra. Numerosos tejidos se encuentran en amplios dominios del embrión, tales comolos precursores que forman la sangre y el riñón. Además, uno puede necesitar para comparar varios tejidos en desarrollo diferentes al mismo tiempo. El montaje plano permite al investigador ver simultáneamente todo el dominio de tales grupos de células, y por lo tanto puede ser de gran ayuda cuantificaciones como una medición de área para un tejido o célula recuentos. Esta técnica ha ayudado en última instancia, conducen a muchos descubrimientos sobre una variedad de mecanismos de desarrollo importantes que subyacen en la hematopoyesis, la neurogénesis y organogénesis. Así, una vez dominado, las solicitudes de esta técnica sencilla para los investigadores son muy importantes. Por ejemplo, en un estudio que examina la elección linaje durante la hematopoyesis, plana montar preparaciones de embriones de pez cebra en las etapas 14 y 18 somite (ss) se utilizaron para ilustrar los cambios que se produjeron en el patrón de expresión del factor de transcripción PU.1 dedo de zinc entre de tipo salvaje y GATA1 morpholino inyectado embriones 22.Este método permitió la detección de un dominio de PU.1 expandido en 18 SS, lo que indica que GATA1 es más probable que la regulación de la expresión de PU.1 en la masa celular intermedia (ICM) alrededor de este punto de tiempo. Embriones montados en plano adicional teñidas para diferentes genes eritroides incluyendo gtpbp1 y epsin demostraron una pérdida en la expresión de estos genes en mutantes VLT que eran GATA1 - / -. Otros análisis no mostraron cambios en la expresión de los genes del eritroides como biklf y testhymin que se sabe que es independiente de la actividad Gata. Por lo tanto, en conjunto con sus otros resultados experimentales, se reveló que GATA1 es esencial en la regulación de la diferenciación de células dentro del linaje eritroide mielo-. En un estudio de desarrollo de la cresta neural, se utilizaron soportes planos para examinar la expresión Crestin en mont blanc (m610 mob) mutantes en un estudioexaminar los papeles de mont blanc y la función del gen TFAP2A 23. A las 10 y 20 ss, expresión Crestin fue abrogado por completo en la cabeza y se redujo en la región del tronco de mutantes m610 mafia en comparación con la expresión normal de tipo salvaje, en última instancia, ayudar a este grupo a una conclusión sobre la importancia de la mont blanc y TFAP2A regulación durante la formación de la cresta neural. Además, en términos de la organogénesis, montajes planos han permitido el descubrimiento de la presencia de dominios distintos a principios del campo progenitoras renal durante el desarrollo del riñón embrionario de pez cebra, conocido como los pronephros. El embrión de pez cebra ofrece un sistema conservada y sin embargo sencillo anatómicamente para estudiar cómo progenitores renales dan lugar a las unidades de nefrones funcionales que comprenden los pronephros, un proceso conocido como nefrogénesis 6,7 (Figura 4). Análisis montar plana ha sido útil para los dominios de documentos de reprogenitores internos y para diseccionar el resultado de cambios en la señalización de RA durante pronephros que modelan 6,7 (Figura 5), que era desconocida hasta entonces. En conjunto, estos ejemplos sugieren que de hecho hay muchas aplicaciones generales para este piso protocolo de montaje en el estudio de diversos procesos que ocurren durante el desarrollo normal y estados de enfermedad. Conceptualmente, este procedimiento plana de montaje es bastante simple en general. Sin embargo, las manipulaciones y el grado de finura necesaria para dominar este método puede ser muy difícil de dominar, a falta de demostración visual. Por lo tanto, este protocolo fue compilado para permitir a los investigadores, especialmente los nuevos en el modelo de pez cebra, con la oportunidad de comprender mejor cómo llevar a cabo esta técnica y compartir nuestros consejos sobre los reactivos que pueden optimizar la manipulación de tejidos. Esperamos que este protocolo en última instancia permitirá a otros en la comunidad para perfeccionar las condiciones de la muestra más ideales para ser used para obtener imágenes de alta calidad, análisis de datos y la comunicación de sus resultados en publicaciones. En última instancia, esto debería permitir a los investigadores para superar los obstáculos anatómicos del pez cebra durante la embriogénesis temprana, que puede oscurecer la presentación de los resultados experimentales, y resolver estos a través de la utilización de esta técnica simple pero significativo.

El pez cebra, Danio rerio, se ha convertido en un organismo ampliamente utilizado en el estudio de la biología del desarrollo. El pez cebra son una tropicales, especies de vertebrados de agua dulce pertenecientes a la familia de los ciprínidos. El pez cebra fueron utilizados originalmente para la investigación del medio ambiente para obtener información sobre los riesgos potenciales de los contaminantes del agua, ya que eran fáciles de obtener, baratos y fáciles de mantener 1. En los últimos treinta años, el pez cebra se ha reconocido como un sistema modelo de vertebrados genéticamente manejable para una serie de razones. El pez cebra muestran un alto nivel de conservación anatómica y fisiológica con los vertebrados superiores, incluyendo mamíferos 2,3. Recientes secuencia del genoma anotación ha puesto de manifiesto que aproximadamente el 70% de los genes humanos tienen al menos un homólogo pez cebra 4. Por ejemplo, muchos genes ortólogos que juegan un papel importante durante el desarrollo del riñón se han identificado entre estas especies 5-7. Este dramatic grado de conservación en relación con la biología celular y molecular ha permitido a los investigadores para crear modelos para una amplia gama de enfermedades humanas en el pez cebra 8, y el pez cebra se han convertido en una herramienta valiosa para identificar posibles terapias de drogas utilizando las pantallas de genética químicas 9. Por otra parte, el modelo de pez cebra no sólo es capaz de recapitular una serie de complejos procesos de desarrollo y estados patológicos que se observan en los seres humanos, pero varios atributos adicionales también aumentar su atractivo como un organismo modelo para estudios embriológicos. El pez cebra son ovíparos y se reproducen a través de desove de difusión, lo que proporciona a los investigadores un acceso fácil a los embriones desde el inicio de la fertilización 10. Otras ventajas incluyen el tamaño del embrión, la transparencia, y el rápido desarrollo, externa 10. Además, los adultos de pez cebra poseen alta fecundidad y por lo general producen relativamente grandes tamaños de postura que pueden oscilar entre 200 a 500por semana, lo que en última instancia, los investigadores para llevar a cabo experimentos de rendimiento altas, tales como pantallas químicas fenotipo basado, con facilidad 9. Aún así, a pesar de la gran cantidad de ventajas que se exhiben por el modelo de pez cebra, existen retos que se refieren al análisis y la comunicación de los resultados experimentales obtenidos a partir de las etapas tempranas del desarrollo. En algunos casos, la anatomía inherente del embrión de pez cebra podría oscurecer la visualización de los datos de uno. Después de la fecundación, la célula inicial se somete a múltiples eventos de escisión como progresa el desarrollo 11. Después de la gastrulación, el eje embrionario surge en la fase de tailbud (10 HPF) de tal manera que se envuelve alrededor de la yema 11. Como el desarrollo posterior avanza a través del período de segmentación, el tronco crecerá en masa y también alargar por alargamiento axial de tal manera que una cola junto con una porción del saco vitelino en sí se extiende hacia fuera de la masa central de la yema11. Entre el tailbud y somite etapa 20 (19 HPF), los intentos de observar las características específicas de desarrollo después de la utilización de los distintos protocolos de tinción, tales como el deseo, puede ser un reto tanto para visualizar y fotografiar debido a la geometría del embrión y la opacidad de el saco vitelino. Una forma de eliminar estos retos es eliminar la yema y luego aplanar el embrión en una muestra de dos dimensiones que puede ser analizada de una manera más sencilla. Los siguientes recursos de protocolo y de vídeo proporcionan una guía para saber cómo deyolk con éxito y plana montar un embrión después de la fijación y la tinción, utilizando el ejemplo de uno o tinción DESEO de dos colores. Deseo es una técnica ampliamente utilizado que permite la detección de ácidos nucleicos específicos en muestras conservadas y por lo tanto permite el sitio (s) de la expresión génica para ser detectado dentro de los tejidos. Técnicas de WISH se han descrito extensamente, y se puede realizar con diversos sustratos de colores, así como la gripesistemas de detección de orescent 12-20. Aquí ofrecemos nuestro protocolo DESEO modificado utilizado para los embriones de pez cebra entre las etapas tailbud y segmentación de desarrollo. DESEO protocolos alternativos, sin embargo, son compatibles con el procedimiento de montaje plana descrita aquí, como se señaló al comienzo del protocolo a continuación. Además, el montaje plano podría ser utilizado en conjunción con cualquier número de técnicas de visualización existentes, como toda la inmunohistoquímica monte, ni etiquetas de seguimiento de linaje celular, que no están escritas en este protocolo. En general, la técnica de montaje plana mejor puede permitir el análisis superior y presentación de los datos obtenidos a partir de experimentos con las primeras etapas del desarrollo embrionario en el pez cebra.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="760">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="68">
			<td height="68" style="height:68px;width:163px;">50 X E3</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">250 mM NaCl, 8.5 mM KCL, 16.5 mM CaCl2, 16.5 mM MgSO4 in distilled water. Supplement with methylene blue (1 x 10-5 M) (Sigma M9140) to inhibit contamination.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">1 X E3</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">Dilute 50 X E3 in distilled water.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">mesh tea strainer</td>
			<td style="width:96px;">English Tea Store</td>
			<td style="width:119px;">SKU #ASTR_KEN, MPN#1705</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">embryo incubation dish</td>
			<td style="width:96px;">Falcon</td>
			<td style="width:119px;">35-1005</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">transfer pipet</td>
			<td style="width:96px;">Samco</td>
			<td style="width:119px;">202, 204</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">flat-bottom microcentrifuge tube</td>
			<td style="width:96px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">87003-300; 87003-298</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">glass vial</td>
			<td style="width:96px;">Wheaton</td>
			<td style="width:119px;">225012</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">1 X Pbst</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">0.1% Tween-20 detergent in 1 X Pbs, made by diluting 10 X Pbs in distilled water.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">Tween-20 stock</td>
			<td style="width:96px;">American Bioanalytical</td>
			<td style="width:119px;">AB02038</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">10X Pbs&#160;</td>
			<td style="width:96px;">American Bioanalytical</td>
			<td style="width:119px;">AB11072</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:163px;">paraformaldehyde</td>
			<td style="width:96px;">Electron Microscopy Services</td>
			<td style="width:119px;">19210</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:163px;">4% PFA/1X Pbs</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">Dissolve 4% PFA (w/v) in 1 X Pbs, bring to boil on a hot plate in a fume hood. Cool and freeze aliquots for storage at -20 &#176;C. Thaw just before use and do not refreeze stocks.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">filter sterilization unit</td>
			<td style="width:96px;">Corning</td>
			<td style="width:119px;">430516</td>
			<td style="width:383px;">1L filter system, 0.45 um CA</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">MeOH</td>
			<td style="width:96px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">34860-4L</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">proteinase K</td>
			<td style="width:96px;">Roche</td>
			<td style="width:119px;">03-115-879-001</td>
			<td style="width:383px;">Dissolve in distilled water to make proteinase K stock (10 mg/mL) and store aliquots at -20 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">HYB+</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">50% formamide, 5X SSC, 0.1% Tween-20, 5 mg/mL yeast torula RNA, 50 ug/ul heparin</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:163px;">DIG/FLU labeled riboprobe in vitro transcription reaction reagents</td>
			<td style="width:96px;">Roche</td>
			<td style="width:119px;">11175025910; 11685619910</td>
			<td style="width:383px;">Refer to manufacturer instructions.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">SP6 RNA polymerase</td>
			<td style="width:96px;">Roche</td>
			<td style="width:119px;">11487671001</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">T7 RNA polymerase</td>
			<td style="width:96px;">Roche</td>
			<td style="width:119px;">10881775001</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">T3 RNA polymerase</td>
			<td style="width:96px;">Roche</td>
			<td style="width:119px;">11031171001</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">RNase 1 inhibitor</td>
			<td style="width:96px;">Roche</td>
			<td style="width:119px;">3335399001</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">DNase 1 inhibitor, 10 X DNase 1buffer</td>
			<td style="width:96px;">Roche</td>
			<td style="width:119px;">4716728001</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">glycogen</td>
			<td style="width:96px;">Roche</td>
			<td style="width:119px;">10901393001</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:163px;">Ethanol (EtOH)</td>
			<td style="width:96px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">E7023</td>
			<td style="width:383px;">Aliquot 50 ml aliquots of 100% EtOH and 70% EtOH (diluted with molecular grade water) and store at -20 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">molecular grade distilled water</td>
			<td style="width:96px;">Mediatech</td>
			<td style="width:119px;">25-055-CM</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">waterbath</td>
			<td style="width:96px;">Thermo</td>
			<td style="width:119px;">51221073</td>
			<td style="width:383px;">Model 2831</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">nanodrop</td>
			<td style="width:96px;">Thermo</td>
			<td style="width:119px;">ND-2000c</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;"></td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">formamide</td>
			<td style="width:96px;">American Bioanalytical</td>
			<td style="width:119px;">AB00600</td>
			<td style="width:383px;">Store at -20 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">20X SSC</td>
			<td style="width:96px;">American Bioanalytical</td>
			<td style="width:119px;">AB13156</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:163px;">MAB</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">2L formula: Into 1.5 L of distilled water, mix 23.2 g maleic acid, 17.5 g NaCl, 55.0 g Trisma base, then add 8 mLs of 1M Tris-HCl pH 9.5, and then fill to 2 L. Autoclave.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">MABT</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">MAB + 0.1% Tween-20&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:163px;">block solution</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">We make in 50 ml fresh aliquots: 10 mLs of BSA (from 10% lab stock), 5 mls of FCS (from stock), and 35 mLs of MABT. Save unused block at 4 &#176;C to use for antibody solution. Note: Thaw the BSA and FCS stocks at 37 &#176;C&#8212;if you thaw at a higher temperature they become a thick gel (do not use).</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">FCS (fetal calf serum) stock</td>
			<td style="width:96px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">16140089</td>
			<td style="width:383px;">Aliquot in 5 or 10 ml portions and store at -20 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:163px;">BSA (bovine serum albumin) stock</td>
			<td style="width:96px;">American Bioanalytical</td>
			<td style="width:119px;">AB00448</td>
			<td style="width:383px;">Make a 10% stock diluted in MAB by dissolving the BSA flakes at room temperature with rapid stirring, then store 10 ml aliquots at -20 &#176;C. Store undissolved BSA flakes at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">anti-digoxigenin antibody</td>
			<td style="width:96px;">Roche</td>
			<td style="width:119px;">11-093-274-910</td>
			<td style="width:383px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">anti-fluorescein antibody</td>
			<td style="width:96px;">Roche</td>
			<td style="width:119px;">11-426-338-910</td>
			<td style="width:383px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">12-well staining dish</td>
			<td style="width:96px;">BD-Falcon</td>
			<td style="width:119px;">35-3225</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:163px;">pre-staining&#160; buffer</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">100 mM Tris pH 9.5, 50 mM MgCl2, 100 mM NaCl, 0.1% Tween-20. Always make fresh: it will precipitate in the course of a few days.</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:163px;">staining solution-purple</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">For every 10mLs needed: add 45 uL of NBT and 35 uL of BCIP to fresh pre-staining buffer (not used on embryo samples).</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:163px;">staining solution-red</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">For every 10mLs needed: add 31.5 uL of INT and 35 uL of BCIP to fresh pre-staining buffer (not used on embryo samples)..</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">NBT stock</td>
			<td style="width:96px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">N6876</td>
			<td style="width:383px;">Stored at -20 &#176;C; powder diluted 50mg/mL in 70% DMF, 30% water.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">INT stock</td>
			<td style="width:96px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">I8377</td>
			<td style="width:383px;">Stored at -20 &#176;C; powder diluted 55mg/mL in 70% DMF, 35% water.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">BCIP stock</td>
			<td style="width:96px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">B8503</td>
			<td style="width:383px;">Stored at -20 &#176;C; powder diluted 50mg/mL in 100% DMF.</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:163px;">DMF (dimethylformaldehyde)</td>
			<td style="width:96px;">American Bioanalytical</td>
			<td style="width:119px;">AB00450</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">glycine</td>
			<td style="width:96px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">G8898</td>
			<td style="width:383px;">&#160;0.1 M glycine, pH 2.2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">small plastic Petri dish</td>
			<td style="width:96px;">Corning</td>
			<td style="width:119px;">430589, 430588</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">glycerol</td>
			<td style="width:96px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">G7893</td>
			<td style="width:383px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">fine forceps</td>
			<td style="width:96px;">Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-1050</td>
			<td style="width:383px;">Dumont Tweezers Pattern #55&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="231">
			<td height="231" style="height:231px;width:163px;">lash tool</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:383px;">Constructed by affixing a suitable lash to a pipet tip (sizes ranging from P10-P1000 can be used) using superglue. We use a naturally shed human eyelash, a naturally shed animal whisker or wiry fur coat hair, or a natural or synthetic lash purchased from the beauty department at a pharmaceutical or retail store (extra long lashes are most amenable to stable mounting on the pipet tip). The pipet tip is affixed onto a straight rod (8-10 cm in length) such as a needle holder (e.g. Fisher 08-965-A) for easy handling. See Figure 3 for images of these homemade tools.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">glass slide</td>
			<td style="width:96px;">Thermo-Fisher</td>
			<td style="width:119px;">4445</td>
			<td style="width:383px;">White Frost&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">glass coverslip</td>
			<td style="width:96px;">Thermo-Fisher</td>
			<td style="width:119px;">12-540A</td>
			<td style="width:383px;">18 x 18 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:163px;">modeling clay</td>
			<td style="width:96px;">Hasbro</td>
			<td style="width:119px;">Playdoh</td>
			<td style="width:383px;">Other craft modeling clay products can be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">slide holder</td>
			<td style="width:96px;">Thermo-Fisher</td>
			<td style="width:119px;">12-587-10</td>
			<td style="width:383px;">Cardboard tray to store slides flat</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">stereomicroscope</td>
			<td style="width:96px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;">SMZ645, SMZ1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:163px;">compound microscope</td>
			<td style="width:96px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;">80i, 90i</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

flat mount preparation for observation and analysis of zebrafish embryo specimens stained by whole mount in situ hybridization

El embrión de pez cebra se utiliza hoy día para la investigación básica y biomédica para investigar el control genético de los procesos de desarrollo y para modelar las anomalías congénitas. Durante el primer día de vida, el embrión de pez cebra que avanza a través de muchas etapas de desarrollo, incluyendo la fertilización, segmentación, gastrulación, segmentación y la organogénesis de estructuras tales como el riñón, el corazón y el sistema nervioso central. La anatomía de un joven embrión de pez cebra presenta varios desafíos para la visualización y el análisis de los tejidos involucrados en muchos de estos eventos ya que el embrión se desarrolla en asociación con una masa de yema ronda. Por lo tanto, para un análisis preciso y de formación de imágenes de fenotipos experimentales en especímenes embrionarias fijas entre la tailbud y 20 somite etapa (10 y 19 horas después de la fecundación (HPF), respectivamente), tales como las teñidas utilizando un montaje toda la hibridación in situ (desea), se a menudo es deseable eliminar el embrión de la yema de Btodos y a la posición plana sobre un portaobjetos de vidrio. Sin embargo, la realización de un procedimiento de soporte plano puede ser tedioso. Por lo tanto, plana exitosa y eficiente montaje preparación se facilita en gran medida a través de la demostración visual de la técnica de disección, y también ayudado por el uso de reactivos que facilitan el manejo óptimo de los tejidos. Aquí, le ofrecemos nuestro protocolo DESEO para la detección de uno o dos colores de la expresión génica en el embrión de pez cebra, y demostrar cómo el procedimiento de montaje plana se puede realizar en este ejemplo de una muestra fija de colores. Este protocolo de montaje plana es ampliamente aplicable al estudio de muchas estructuras embrionarias que surgen durante el desarrollo de pez cebra temprana, y puede ser implementado en conjunción con otros métodos de tinción realizadas en muestras de embrión de fijos.

El procedimiento de protocolo de montaje plana implica la transformación del embrión de pez cebra de su anatomía normal, en la que el eje del cuerpo se envuelve alrededor de una pelota de yema situado en el centro, en una de dos dimensiones preparación (Figura 1A). Total de imágenes monte de la joven embrión de pez cebra se ve limitada por la naturaleza de cómo se ajusta el eje embrionario alrededor de la yema. Como resultado, vistas laterales o dorsales de todo el montaje de embrión de especímenes teñidos sólo pueden capturar una parte del eje o tejidos particulares oscuros (Figura 1B). Por comparación, deyolking y aplanamiento del embrión permite que todo el eje embrionario para ser visualizado en un momento (Figura 1B). Estas limitaciones se demuestran mediante el examen de un embrión de WISH manchado que se marcó con ribosondas antisentido para detectar irx3b (púrpura), que marca un subconjunto de los progenitores renales adyacentes a somitas 7 a través de 13, y MYOD1 (rojo) que las etiquetas de lasomitas (Figura 1B). El campo de la irx3b + renales progenitores está oscurecida en el conjunto de montaje en vista lateral porque transcripciones irx3b son abundantes en el sistema nervioso central, por lo que el campo renal prácticamente imposible visualizar con el ángulo de la cámara lateral; Además, el campo de la irx3b + progenitores renales es sólo parcialmente visible cuando el embrión se hace girar en una vista de cámara dorsal porque el campo se envuelve alrededor de la yema (Figura 1B). Sin embargo, una vista dorsal del mismo embrión siguiente montaje plana permite a todo el campo de irx3b + progenitores renales para ser analizados de una forma sencilla en relación con los somitas a lo largo del tronco y otras estructuras embrionarias (fig. 1B). Por lo tanto, los dominios espaciales elaboradas pueden ser idealmente documentados con este método. Varios pasos más importantes están involucrados en la ejecución con éxito del procedimiento en lo plano. Para realizar esta techniquE, el balón yema debe ser separada primero del embrión adecuado (Figura 2A), que se puede hacer con instrumentos finos tales como un par de pinzas finas, mientras que el embrión se visualizó usando un microscopio estereoscópico. Después de la eliminación crudo de la bola de yema de huevo, una herramienta de pestañas fina se utiliza para raspar gránulos de yema de que se han mantenido unido al embrión (Figura 2B). La eliminación de los gránulos resto de yema ayuda para facilitar la visualización de los tejidos embrionarios. Finalmente, el embrión deyolked se manipula para posicionarlo de manera estable en un portaobjetos de vidrio (Figura 2C), que permite la documentación de la observación y el SIDA de la muestra usando el software de imágenes y una cámara conectada a un microscopio. Las herramientas de las pestañas son dispositivos caseros que se pueden construir mediante la colocación de un látigo adecuado para una punta de pipeta utilizando pegamento, que se pueden montar en un mango (Figura 3A, mesa de Materiales) si se desea. Diferentes muestras de pestañas pueden ser adquiridos para producirarremeter herramientas con características ligeramente diferentes en términos de longitud y forma cónica (Figura 3B), que cada usuario puede tener distintas predilecciones para una vez que comienzan a experimentar con el procedimiento en lo plano. Los ejemplos de muestras de pestañas incluyen arrojar naturalmente pestañas humanos, vertiente natural de pelo hirsuto animal o bigotes, y, finalmente, las variedades sintéticas de las pestañas disponibles en el mercado encuentran en los departamentos de cosméticos de venta. La zona que rodea y que contiene la muestra (s) posicionado sobre un portaobjetos de vidrio (Figura 4A) se pueden obtener imágenes para el análisis de alta resolución. Una combinación de sondas se utilizaron para etiquetar los progenitores renales en desarrollo que dan lugar al riñón en el embrión de tipo salvaje en las etapas tempranas del desarrollo con el deseo de dos colores, y luego montar plana preparativos se realizaron para ver las muestras (Figura 4B, 4C ). Durante las primeras etapas somite, progenitores renales están demarcadas en un patrón en forma de U por thEIR expresión de las transcripciones pax2a (púrpura) que rodean el mesodermo paraxial que expresa de forma concomitante Delta C (DLC) (rojo) (columna de la izquierda, la figura 4B) 6,7. En comparación, cuando se detectaron las transcripciones de DLC con un sustrato de color púrpura, y se marcaron en combinación con el marcador de Krox20 cerebro posterior (rojo), un subdominio rostral de los progenitores renales se visualizó que expresa DLC (columna de la derecha, Figura 4B), como se señaló anteriormente 6,7. Montar preparaciones planas pueden ser utilizados de manera similar para estudiar las etapas somitogenesis posteriores. En la etapa de somite 14, se analizó la expresión de marcadores renales pax2a, slc4a4 y SLC12A3 (púrpura), junto con smyhc1 (rojo), que marca las somitas (Figura 4C). Estas combinaciones permiten el mapeo de todo el dominio progenitoras renal con pax2a, al tiempo que revela que un subconjunto de células en una expr subdominio rostralcomputan slc4a4a y se distinguen por un subdominio caudal que no se solapan de progenitores renales que expresaban SLC12A3. WISH-Dos color y la preparación plana de montaje también son valiosos para el estudio de dominios celulares durante la organogénesis en el pez cebra con mutaciones genéticas u otras perturbaciones de la exposición ambiental a moléculas pequeñas 6,7 (Figura 5). Las NLS de pez cebra y mutantes lib albergan mutaciones en aldehído deshidrogenasa 1A2 (aldh1a2, anteriormente conocido como RALDH2), que codifica una enzima necesaria para la biosíntesis de ácido retinoico (RA). RA es esencial para el correcto desarrollo de muchos tipos de células renales, incluyendo la formación de células podocitos que contribuyen a hacer que el filtro de sangre del riñón embrionario, conocido como el glomérulo 6,7. DESEO se realizó para etiquetar los progenitores podocitos con wt1a concomitantemente con demarcación de tque el desarrollo de somitas con smyhc1 y cerebro posterior con Krox20 en embriones de tipo salvaje, nls embriones mutantes, embriones mutantes lib, y los embriones tratados con un inhibidor de la enzima ALDH química, DEAB (Figura 5). Los embriones con expresión aldh1a2 deficientes mostraron reducción de la expresión wt1a en comparación con los embriones de tipo salvaje, mientras que los embriones tratados con DEAB mostraron una abrogación de transcripciones wt1a (Figura 5, columna derecha). En conjunto, estos resultados representativos demuestran cómo la técnica plana de montaje se puede utilizar para analizar y documentar las diferencias anatómicas con precisión en el embrión temprano, y así implementar para los estudios de desarrollo de valor. <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51604/51604fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51604/51604fig1.jpg" /> Figura 1. Visión general del plano de montaje preparación para los embriones de pez cebra. A) El procedimiento de montaje plana permite la visión simultánea de los tejidos a lo largo del eje embrionario, porque se retira la masa de yema central y el embrión de forma estable colocada sobre una superficie plana. B) Las imágenes de un montaje DESEAN embrión manchada en las vistas lateral y dorsal, y luego, después se llevó a cabo una preparación plana de montaje. El embrión se tiñó con sondas antisentido para detectar transcripciones de genes que codifican irx3b (púrpura) y MYOD1 (rojo). <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51604/51604fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51604/51604fig2.jpg" /> Figura 2. Esquema del procedimiento de montaje plana para los embriones de pez cebra. A) El embrión se primera groseramente deyolked para eliminar la mayoría de la masa de yema de huevo, a continuación, (B) la superficie ventral se deyolked finamente para eliminar restantes gránulos de yema, ydespués de lavar el embrión es (C) montado lado dorsal sobre un portaobjetos de vidrio para el análisis visual y / o de formación de imágenes fotográficas. <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51604/51604fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51604/51604fig3.jpg" /> Figura 3. Fotografías de ejemplo herramientas de pestañas en comparación con unas pinzas finas. A) herramientas de pestañas hechas en casa eran imágenes junto con un par de pinzas finas estándar, situado adyacente a una regla métrica para proporcionar una referencia. B) La vista ampliada de las herramientas de las pestañas al lado de las pinzas finas, con la referencia milímetro proporcionado a lo largo de la parte superior de la vista . Dos herramientas de pestañas diferentes se muestran, con el asterisco (*) se utiliza para marcar el látigo obtenido de una vertiente natural de las pestañas humana, y el doble asterisco (**) utiliza para marcar un latigazo que se obtuvo de un pelo arrojar naturalmente felino y se recorta a hacer un final un tanto romo. En cada case, el látigo se ha enhebrado a través de la punta de la pipeta y se fija con varias capas de pegamento para crear progresivamente un sello fuerte para estabilizar / anclar el látigo de la pipeta conectada a un dispositivo de manipulación. <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51604/51604fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51604/51604fig4.jpg" /> Figura 4. Caracterización de los cambios de desarrollo en el campo progenitoras renal en el embrión de pez cebra de tipo salvaje. A) Deslice esquemática que indica el área observada para el análisis en (B, C). B) embriones de tipo salvaje en el 1, 3, y 5 somite etapa se tiñeron por el deseo de dos colores para evaluar la composición del campo progenitoras renal que da la altura de las de riñón de embrión o pronephros. (Columna izquierda) Las transcripciones que codifican el factor de transcripción pax2a (teñida de púrpura) marcan varias poblaciones en el embrión, incluyendo el p renalcampo rogenitor que emerge de la mesodermo intermedio. Las transcripciones que codifican el ligando de Notch DLC marcan los somitas que se forman a partir del mesodermo paraxial (teñido en rojo). (Columna derecha) Cuando la expresión de transcritos dlc (teñidas en púrpura) y el cerebro posterior rhombomere marcador Krox20 (teñido en rojo) se examinan en los mismos embriones, expresión dlc se puede observar en un subdominio rostral de los progenitores renales adyacentes a somitas 1-5, que se oscurece durante la co-tinción de dlc con pax2a. C) embriones de tipo salvaje en la etapa 14 somite eran doble o triple manchado con una combinación de un marcador renal (púrpura), el smyhc1 marcador somite (rojo) y el cerebro posterior rhombomere marcador Krox20 (también rojo). (Panel superior) En esta etapa, las transcripciones pax2a seguir para demarcar los progenitores renales. (Media, paneles inferiores) Dentro del territorio progenitor renal, un subdominio rostral está marcadopor slc4a4 y transcripciones que codifican SLC12A3 marcar un subdominio caudal. <img alt="La figura 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51604/51604fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51604/51604fig5.jpg" /> Figura 5. El uso de preparaciones montadas planas para caracterizar los fenotipos causados ​​por mutaciones genéticas o perturbaciones genéticas químicos que modulan la biosíntesis de ácido retinoico. El patrón de expresión de deseo en la etapa 15 somite de wt1a (púrpura) y smyhc1/krox20 (rojo) se comparó entre los tipos silvestres y embriones con deficiencia de ácido retinoico (RA) de la producción debido a los defectos en la aldehído deshidrogenasa 1a2 (nls y mutaciones lib) o la inhibición química de la actividad deshidrogenasa retinaldehído con diethylaminobenzaldehyde (DEAB). La reducción de la producción de la AR en lib es ligeramente más grave que nls, talesque los embriones lib expresan ligeramente reducida tinción de las transcripciones wt1a que organizó de manera similar nls embriones mutantes, mientras que el tratamiento DEAB de tipos silvestres se asocia con la derogación completa de la expresión wt1a.

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Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

El embrión de pez cebra es un excelente modelo para la investigación de la biología del desarrollo. Durante la embriogénesis, el desarrollo de pez cebra con una masa de yema, que presenta retos en tres dimensiones para la observación de muestras y análisis. Este protocolo se describe cómo crear dos dimensiones planas montar preparaciones de todo el montaje in situ (WISH), teñidas muestras de embriones de pez cebra.

Preparativos Piso en observación y análisis de embrión de pez cebra muestras teñidas por todo el montaje<em&gt; In situ</em&gt; La hibridación

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model ...

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Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

24.1K vistas.  University of Notre Dame.  El embrión de pez cebra es un excelente modelo para la investigación de la biología del desarrollo. Durante la embriogénesis, el desarrollo de pez cebra con una masa de yema, que presenta retos en tres dimensiones para la observación de muestras y análisis. Este protocolo se describe cómo crear dos dimensiones planas montar preparaciones de todo el montaje in situ (WISH), teñidas muestras de embriones de pez cebra. 

Video: Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

Double Whole Mount in situ Hybridization of Early Chick Embryos

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  gene expression in brain, neural tube, somite and heart primordia formation. This video demonstrates the different steps in 2-color whole mount in situ hybridization; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, the embryo is processed for prehybridization. The embryo is then hybridized with two different probes, one coupled to DIG, and one coupled to FITC.  Following overnight hybridization, the embryo is incubated with DIG coupled antibody. Color reaction for DIG substrate is performed, and the region of interest appears blue. The embryo is then incubated with FITC coupled antibody. The embryo is processed for color reaction with FITC, and the region of interest appears red. Finally, the embryo is fixed and processed for phtograph and sectioning. A troubleshooting guide is also presented.

This video demonstrates 2-color whole mount in situ hybridization, a method by which the spatial and temporal expression pattern of 2 different genes can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham and David Ish -Horowicz.

Monte doble entero hibridación in situ de embriones de pollo temprano

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Investigación

Biología

Method for Whole Mount Antibody Staining in Chick

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying antibody expression in developing brain, neural tube and somite. This video demonstrates the different steps in whole-mount antibody staining using HRP conjugated secondary antibodies; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, endogenous peroxidase is inactivated; The embryo is then exposed to primary antibody. After several washes, the embryo is incubated with secondary antibody conjugated to HRP. Peroxidase activity is revealed using reaction with diaminobenzidine substrate. Finally, the embryo is fixed and processed for photography and sectioning. The advantage of this method over the use of fluorescent antibodies is that embryos can be processed for wax sectioning, thus enabling the study of antigen sites in cross section. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell 1.

This video demonstrates whole mount immunohistochemistry, a method by which the spatial and temporal expression pattern of an antigen can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell.

Método para la tinción de anticuerpos enteros en el monte del polluelo

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. The protocol is a modified version of the standard in situ hybridization using alkaline phosphatase and substrates such as NBT/BCIP and Fast Red 1,2. This protocol utilizes standard digoxygenin and fluorescein labeled probes along with tyramide signal amplification (TSA) 3. The commercially available TSA kits allow flexible experimental design as fluorescence emission from green to far-red can be used in combination with various nuclear stains, such as propidium iodide, or fluorescence immunohistochemistry for proteins. TSA produces a reactive fluorescent substrate that quickly covalently binds to moieties, typically tyrosine residues, in the immediate vicinity of the labeled antisense riboprobe. The resulting staining patterns are high resolution in that subcellular localization of the mRNA can be observed using laser scanning confocal microscopy 3,4. One can observe nascent transcripts at the chromosomal loci, distinguish nuclear and cytoplasmic staining and visualize other patterns such as cortical localization of mRNA. Studies in Drosophila indicate that roughly 70% of mRNAs exhibit specific patterns of subcellular localization that frequently correlate with the function of the encoded protein 5. When combined with computer-aided reconstruction of 3D confocal datasets, our protocol allows the detailed analysis of mRNA distribution with sub-cellular resolution in whole vertebrate embryos.

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. We include a propidium iodide nuclear counter-stain to highlight tissue organization.

Pez cebra todo el montaje de alta resolución doble fluorescente In Situ La hibridación

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology.  Here, we present a high-resolution double ...

Using Whole Mount in situ Hybridization to Link Molecular and Organismal Biology

Whole mount in situ hybridization (WISH) is a common technique in molecular biology laboratories used to study gene expression through the localization of specific mRNA transcripts within whole mount specimen. This technique (adapted from Albertson and Yelick, 2005) was used in an upper level undergraduate Comparative Vertebrate Biology laboratory classroom at Syracuse University. The first two thirds of the Comparative Vertebrate Biology lab course gave students the opportunity to study the embryology and gross anatomy of several organisms representing various chordate taxa primarily via traditional dissections and the use of models. The final portion of the course involved an innovative approach to teaching anatomy through observation of vertebrate development employing molecular techniques in which WISH was performed on zebrafish embryos. A heterozygous fibroblast growth factor 8 a (fgf8a) mutant line, ace, was used. Due to Mendelian inheritance, ace intercrosses produced wild type, heterozygous, and homozygous ace/fgf8a mutants in a 1:2:1 ratio. RNA probes with known expression patterns in the midline and in developing anatomical structures such as the heart, somites, tailbud, myotome, and brain were used. WISH was performed using zebrafish at the 13 somite and prim-6 stages, with students performing the staining reaction in class. The study of zebrafish embryos at different stages of development gave students the ability to observe how these anatomical structures changed over ontogeny. In addition, some ace/fgf8a mutants displayed improper heart looping, and defects in somite and brain development. The students in this lab observed the normal development of various organ systems using both external anatomy as well as gene expression patterns. They also identified and described embryos displaying improper anatomical development and gene expression (i.e., putative mutants).
For instructors at institutions that do not already own the necessary equipment or where funds for lab and curricular innovation are limited, the financial cost of the reagents and apparatus may be a factor to consider, as will the time and effort required on the part of the instructor regardless of the setting. Nevertheless, we contend that the use of WISH in this type of classroom laboratory setting can provide an important link between developmental genetics and anatomy. As technology advances and the ability to study organismal development at the molecular level becomes easier, cheaper, and increasingly popular, many evolutionary biologists, ecologists, and physiologists are turning to research strategies in the field of molecular biology. Using WISH in a Comparative Vertebrate Biology laboratory classroom is one example of how molecules and anatomy can converge within a single course. This gives upper level college students the opportunity to practice modern biological research techniques, leading to a more diversified education and the promotion of future interdisciplinary scientific research.

Using Whole Mount in situ Hybridization to Link Molecular and Organismal Biology

Whole mount in situ hybridization (WISH) was used in an upper level undergraduate Comparative Vertebrate Biology course in addition to vertebrate dissections. This gave students the opportunity to study gene expression patterns as well as gross anatomy, linking the study of molecular and organismal biology within one course.

Todo el montaje utilizando In situ La hibridación de Enlace de Organismos y Biología Molecular

Whole mount in situ hybridization (WISH) is a common technique in molecular biology laboratories used to study gene expression through the localization of ...

Whole-mount Immunohistochemical Analysis for Embryonic Limb Skin Vasculature: a Model System to Study Vascular Branching Morphogenesis in Embryo

Whole-mount immunohistochemical analysis for imaging the entire vasculature is pivotal for understanding the cellular mechanisms of branching morphogenesis. We have developed the limb skin vasculature model to study vascular development in which a pre-existing primitive capillary plexus is reorganized into a hierarchically branched vascular network. Whole-mount confocal microscopy with multiple labelling allows for robust imaging of intact blood vessels as well as their cellular components including endothelial cells, pericytes and smooth muscle cells, using specific fluorescent markers. Advances in this limb skin vasculature model with genetic studies have improved understanding molecular mechanisms of vascular development and patterning. The limb skin vasculature model has been used to study how peripheral nerves provide a spatial template for the differentiation and patterning of arteries. This video article describes a simple and robust protocol to stain intact blood vessels with vascular specific antibodies and fluorescent secondary antibodies, which is applicable for vascularized embryonic organs where we are able to follow the process of vascular development.

We introduce a whole-mount immunohistochemistry and laser scanning confocal microscopy with multiple labelling for analyzing intricate vascular network formation in mouse embryonic limb skin.

Todo el montaje El análisis inmunohistoquímico de la piel del miembro Vasculatura embrionarias: un sistema modelo para estudiar la morfogénesis vascular ramificación en embriones

Whole-mount immunohistochemical analysis for imaging the entire vasculature is pivotal for understanding the cellular mechanisms of branching ...

Whole Mount in Situ Hybridization of E8.5 to E11.5 Mouse Embryos

Whole mount in situ hybridization is a very informative approach for defining gene expression patterns in embryos. The in situ hybridization procedures are lengthy and technically demanding with multiple important steps that collectively contribute to the quality of the final result. This protocol describes in detail several key quality control steps for optimizing probe labeling and performance. Overall, our protocol provides a detailed description of the critical steps necessary to reproducibly obtain high quality results. First, we describe the generation of digoxygenin (DIG) labeled RNA probes via in vitro transcription of DNA templates generated by PCR. We describe three critical quality control assays to determine the amount, integrity and specific activity of the DIG-labeled probes. These steps are important for generating a probe of sufficient sensitivity to detect endogenous mRNAs in a whole mouse embryo. In addition, we describe methods for the fixation and storage of E8.5-E11.5 day old mouse embryos for in situ hybridization. Then, we describe detailed methods for limited proteinase K digestion of the rehydrated embryos followed by the details of the hybridization conditions, post-hybridization washes and RNase treatment to remove non-specific probe hybridization. An AP-conjugated antibody is used to visualize the labeled probe and reveal the expression pattern of the endogenous transcript. Representative results are shown from successful experiments and typical suboptimal experiments.

Whole Mount in Situ Hybridization of E8.5 to E11.5 Mouse Embryos

This whole mount in situ hybridization protocol discusses critical steps that ensure reproducible high quality results for gene expression studies in E8.5-E11.5 day old mouse embryos.

Todo el monte In Situ La hibridación de E8.5 a E11.5 embriones de ratón

Whole mount in situ hybridization is a very informative approach for defining gene expression patterns in embryos. The in situ hybridization procedures ...

Analysis of Single-cell Gene Transcription by RNA Fluorescent In Situ Hybridization (FISH)

Adhesion of Plasmodium falciparum infected erythrocytes (IE) to human endothelial receptors during malaria infections is mediated by expression of PfEMP1 protein variants encoded by the var genes.
The haploid P. falciparum genome harbors approximately 60 different var genes of which only one has been believed to be transcribed per cell at a time during the blood stage of the infection. How such mutually exclusive regulation of var gene transcription is achieved is unclear, as is the identification of individual var genes or sub-groups of var genes associated with different receptors and the consequence of differential binding on the clinical outcome of P. falciparum infections. Recently, the mutually exclusive transcription paradigm has been called into doubt by transcription assays based on individual P. falciparum transcript identification in single infected erythrocytic cells using RNA fluorescent in situ hybridization (FISH) analysis of var gene transcription by the parasite in individual nuclei of P. falciparum IE1.
Here, we present a detailed protocol for carrying out the RNA-FISH methodology for analysis of var gene transcription in single-nuclei of P. falciparum infected human erythrocytes. The method is based on the use of digoxigenin- and biotin- labeled antisense RNA probes using the TSA Plus Fluorescence Palette System2 (Perkin Elmer), microscopic analyses and freshly selected P. falciparum IE. The in situ hybridization method can be used to monitor transcription and regulation of a variety of genes expressed during the different stages of the P. falciparum life cycle and is adaptable to other malaria parasite species and other organisms and cell types.

Analysis of Single-cell Gene Transcription by RNA Fluorescent In Situ Hybridization FISH

Fluorescent in situ hybridization (FISH) to identify mRNA transcripts in individual cells allows analysis of polygenic activity such as the simultaneous transcription of more than one member of the var multigene family in Plasmodium falciparum infected erythrocytes 1. The technique is adaptable and can be used on different types of genes, cells and organisms.

Análisis de la transcripción de genes de una sola célula de ARN fluorescente<em&gt; In Situ</em&gt; La hibridación (FISH)

Adhesion of Plasmodium falciparum infected erythrocytes (IE) to human endothelial receptors during malaria infections is mediated by expression of PfEMP1 ...

Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos

Assessing the expression pattern of a gene, as well as the subcellular localization properties of its transcribed RNA, are key features for understanding its biological function during development. RNA in situ hybridization (RNA-ISH) is a powerful method used for visualizing RNA distribution properties, be it at the organismal, cellular or subcellular levels 1. RNA-ISH is based on the hybridization of a labeled nucleic acid probe (e.g. antisense RNA, oligonucleotides) complementary to the sequence of an mRNA or a non-coding RNA target of interest 2. As the procedure requires primary sequence information alone to generate sequence-specific probes, it can be universally applied to a broad range of organisms and tissue specimens 3. Indeed, a number of large-scale ISH studies have been implemented to document gene expression and RNA localization dynamics in various model organisms, which has led to the establishment of important community resources 4-11. While a variety of probe labeling and detection strategies have been developed over the years, the combined usage of fluorescently-labeled detection reagents and enzymatic signal amplification steps offer significant enhancements in the sensitivity and resolution of the procedure 12. Here, we describe an optimized fluorescent in situ hybridization method (FISH) employing tyramide signal amplification (TSA) to visualize RNA expression and localization dynamics in staged Drosophila embryos. The procedure is carried out in 96-well PCR plate format, which greatly facilitates the simultaneous processing of large numbers of samples.

Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos

Here we describe a whole-mount fluorescent in situ hybridization (FISH) protocol for determining the expression and localization properties of RNAs expressed during embryogenesis in the fruit fly, Drosophila melanogaster.

Todo el monte ARN fluorescente<em&gt; In situ</em&gt; La hibridación de<em&gt; Drosophila</em&gt; Los embriones

Assessing  the expression pattern of a gene, as well as the subcellular localization  properties of its transcribed RNA, are key features for ...

RNA In situ Hybridization in Whole Mount Embryos and Cell Histology Adapted for Marine Elasmobranchs

Marine elasmobranchs are valued animal models for biomedical and genomic studies as they are the most primitive vertebrates to have adaptive immunity and have unique mechanisms for osmoregulation 1-3. As the most primitive living jawed-vertebrates with paired appendages, elasmobranchs are an evolutionarily important model, especially for studies in evolution and development. Marine elasmobranchs have also been used to study aquatic toxicology and stress physiology in relationship to climate change 4. Thus, development and adaptation of methodologies is needed to facilitate and expand the use of these primitive vertebrates to multiple biological disciplines. Here I present the successful adaptation of RNA whole mount in situ hybridization and histological techniques to study gene expression and cell histology in elasmobranchs.
Monitoring gene expression is a hallmark tool of developmental biologists, and is widely used to investigate developmental processes 5. RNA whole mount in situ hybridization allows for the visualization and localization of specific gene transcripts in tissues of the developing embryo. The expression pattern of a gene's message can provide insight into what developmental processes and cell fate decisions a gene may control. By comparing the expression pattern of a gene at different developmental stages, insight can be gained into how the role of a gene changes during development.
While whole mount in situ's provides a means to localize gene expression to tissue, histological techniques allow for the identification of differentiated cell types and tissues. Histological stains have varied functions. General stains are used to highlight cell morphology, for example hematoxylin and eosin for general staining of nuclei and cytoplasm, respectively. Other stains can highlight specific cell types. For example, the alcian blue stain reported in this paper is a widely used cationic stain to identify mucosaccharides. Staining of the digestive tract with alcian blue can identify the distribution of goblet cells that produce mucosaccharides. Variations in mucosaccharide constituents on short peptides distinguish goblet cells by function within the digestive tract 6. By using RNA whole mount in situ's and histochemical methods concurrently, cell fate decisions can be linked to gene-specific expression.
Although RNA in situ's and histochemistry are widely used by researchers, their adaptation and use in marine elasmobranchs have met limited and varied success. Here I present protocols developed for elasmobranchs and used on a regular basis in my laboratory. Although further modification of the RNA in situ's hybridization method may be needed to adapt to different species, the protocols described here provide a strong starting point for researchers wanting to adapt the use of marine elasmobranchs to their scientific inquiries.

RNA In situ Hybridization in Whole Mount Embryos and Cell Histology Adapted for Marine Elasmobranchs

By combining methods for RNA whole mount in situ hybridization and histology, gene expression can be linked with cell fate decisions in the developing embryo. These methods have been adapted to marine elasmobranchs and facilitate the use of these animals as model organisms for biomedical, toxicology and comparative studies.

ARN<em&gt; In situ</emHibridación&gt; Los embriones en todo el montaje y la histología de células Adaptado para elasmobranquios marinos

Marine  elasmobranchs are valued animal models for biomedical and genomic studies as  they are the most primitive vertebrates to have adaptive immunity ...

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression both in terms of tissue distribution and developmental stage. Protocols are described for the use of WISH of zebrafish embryos using antisense RNA probes labeled with digoxigenin. Probes are generated by incorporating digoxigenin-linked nucleotides through in vitro transcription of gene templates that have been cloned and linearized. The chorions of embryos harvested at defined developmental stages are removed before incubation with specific probes. Following a washing procedure to remove excess probe, embryos are incubated with anti-digoxigenin antibody conjugated with alkaline phosphatase. By employing a chromogenic substrate for alkaline phosphatase, specific gene expression can be assessed. Depending on the level of gene expression the entire procedure can be completed within 2-3 days.

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

The zebrafish, a small tropical fish, has become a popular model for studying gene function during vertebrate development and disease. The temporal and spatial expression of target genes can be determined by in situ hybridization. Our improved protocol allows for the detection of low abundant transcripts with low non-specific background signal.

Alta resolución todo el montaje de<em&gt; In Situ</em&gt; La hibridación en embriones de pez cebra para estudiar la expresión génica y la función

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression ...