Name: dissection and immunostaining of imaginal discs from drosophila melanogaster
Uploaded: 2014-09-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 10 s
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Nos gustaría dar las gracias a Donald Ready y Kevin Moisés para enseñar JPK el procedimiento de disección disco imaginal originales. También queremos agradecer a Bonnie Weasner para el disco genital en la Figura 1B y el ojo de disco en la Figura 2A, Brandon Weasner para la Figura 3, el Stock Center Bloomington Drosophila para las manchas de moscas y el Banco hibridoma Estudios del Desarrollo de anticuerpos. CMS ha sido apoyado por una beca de los Institutos Nacionales de Salud (NIH) GCMS Training Grant (T32-GM007757), el Frank W. Putnam Becas de Investigación, y el Robert Briggs Beca de Investigación. JPK es apoyado por una subvención del Instituto Nacional del Ojo (R01 EY014863)

1 Preparación de larvas <ol><li> Llene un 35 mm placa de Petri con tampón de disección. </li><li> Coloque las larvas en placa de Petri y les permiten nadar alrededor durante unos minutos (paso de auto-limpieza). </li><li> Transferencia de las larvas a una piscina de tampón de disección en una placa de disección a base de silicona. Esta piscina debe estar en un borde de la placa. La placa de disección consiste en una solución de silicona que ha sido vertido y endurecido dentro de una placa de Petri de vidrio. </li><li> Usando una pipeta pasteur-, colocar un mayor número de tampón de disección en el medio de la placa de disección. </li><li> Utilizando # 5 pinzas, transferir una sola larva limpiado desde la pequeña piscina de la piscina más grande de tampón de disección. </li></ol> 2. Grueso Disección de larvas <ol><li> Mientras que la larva está todavía dentro de la gran piscina de búfer disección estrechar la larva con las pinzas. Un par de fórceps se debe utilizar para agarrar los ganchos de la boca mientras que el otro par de pinzas se utiliza para mantener la animal todavía (agarrar la larva suavemente a un tercio la longitud del cuerpo). </li><li> Mantener estable el par de pinzas que contienen la cutícula cerca de los ganchos de la boca mientras se tira rápidamente el resto del cuerpo de distancia con el segundo par de pinzas. </li><li> Cuando la larva comienza a desgarrar usted se sentirá una leve liberación de la tensión. Suelte la larva de las pinzas y permitir las &quot;entrañas&quot; de la larva a derramarse. Esto permite que los discos imaginales a permanecer en su conformación normal y les impide que se deforme. </li><li> Con un par de pinzas agarrar los ganchos de la boca de nuevo para sujetar el extremo frontal de la larva en su lugar. Usando el otro par de fórceps extirpar la sección inferior 2/3 de las larvas incluyendo las agallas interiores. Nota: un complejo que contiene los ganchos de la boca, los discos de ojos antenal, hemisferios cerebrales, ganglio ventral, las glándulas salivales, algunos discos de la pierna, y la cutícula que recubre permanecerán. </li><li> Con un par de pinzas eliminar suavemente la cutícula suprayacente, glándulas salivales, los discos y las piernasotro tejido. Nota: sólo el tejido que debe permanecer es los ganchos de la boca, los discos de ojos antenal, hemisferios cerebrales, y el ganglio ventral (Figura 3). </li><li> Repita los pasos 2.1 a 2.5 con larvas adicional durante 15-20 min. Nota: Los discos imaginales que permanecen en tampón de disección durante períodos de tiempo más largos tienden a degradarse y, finalmente, aparecen como menos de ejemplares ideales para ser fotografiados. Así, después de un máximo de 20 min todos los tejidos disecados deben ser transferidos a la fijador PLP (ver más abajo). </li></ol> 3. fijación y la tinción de tejido con anticuerpos <ol><li> El uso de un Pipetman P-200, transfiera los tejidos disecados a un vidrio de reloj que contiene frío paraformaldehído-lisina-Periodato (PLP) fijador. Límite de volumen de tampón de disección transferido a 50 l para minimizar la dilución de PLP. Asegúrese de cortar la punta con una cuchilla de afeitar de manera que la abertura de la punta es lo suficientemente grande para dar cabida a los tejidos disecados. Con un par de pinzas ouna aguja de tungsteno asegurar que los tejidos disecados están completamente sumergidos en orden para la fijación adecuada que se produzca. Incubar los tejidos disecados en fijador PLP frío durante 45 min. Esta incubación puede tener lugar a temperatura ambiente sin agitación. </li><li> El uso de un Pipetman P-200, transferir los tejidos disecados a tampón de lavado (RT) utilizando otra punta amarilla cortar durante 45 min. Límite de volumen PLP transferido a 50 l para reducir al mínimo la dilución del tampón de lavado. Nota: todos los tejidos disecados deben estar totalmente sumergidos. </li><li> Transferencia de 20-30 conjuntos de tejido diseccionado a 1,5 ml tubo de microcentrífuga. Nota: si los números más grandes de los complejos de disco de ojo de antenal se combinan dentro del tubo, hay una posibilidad de que el tejido en la parte inferior del tubo no quedará correctamente expuesto a los anticuerpos. Para obtener resultados óptimos no más de 20-30 complejos de disco antenal oculares deben estar presentes dentro de un único tubo. El tejido diseccionado se depositan en el fondo del tubo de microcentrífuga. Pasos Por lo tanto, en posteriores use una Pipetman de quitar y reemplazar el tampón de lavado, solución de bloqueo, y los anticuerpos. </li><li> Retire tampón de lavado y reemplazar con 100 l de solución de bloqueo: 10% de suero normal de cabra en tampón de lavado. Incubar a temperatura ambiente con rotación suave en una parte superior de los rotadores mesa para 10 min. </li><li> Eliminar la solución de bloqueo y reemplazar con 100 l de anticuerpos primarios que se han diluido apropiadamente en 10% de suero normal de cabra. Incubar a temperatura ambiente con rotación suave durante 16 horas. </li><li> Retire anticuerpos primarios y reemplazar con 750 l de tampón de lavado. Colocar los tubos en un nutator y permitir a nutate a TA durante 10 min. Nota: El anticuerpo primario se puede guardar (almacenar a 4 ° C) y volver a utilizar más adelante. La reutilización de anticuerpos múltiples veces puede ayudar en la reducción de la unión no específica. </li><li> Permitir cabezas a asentarse en el fondo del tubo, a continuación, eliminar el tampón de lavado y se añaden 100 l de anticuerpos secundarios que han sido diluidos apropiadamente en 10% de suero normal. Incubar a temperatura ambiente con rotación suave para 2̵1; 4 hr. </li><li> Retire soluciones de anticuerpos secundarios de tejidos y reemplazar con 500 l de tampón de lavado. Permitir que el tejido se depositan en el fondo del tubo. </li><li> El uso de un P-200 y una punta amarilla corte, transferir todos los tejidos disecados a una piscina de tampón de lavado que se ha colocado en el plato de disección. Mientras que proceder con el siguiente paso de la disección fina, el tejido se incuba en el tampón de lavado. Esto ayuda a eliminar el exceso de anticuerpos secundarios. </li></ol> 4. Fine Disección de Eye-antenal discos Complejos y montaje en portaobjetos <ol><li> Utilice un par de fórceps para estrechar la cutícula por los ganchos de la boca con el lado ventral del complejo hacia abajo. Con un segundo par de pinzas quitar los dos lóbulos cerebrales mediante el cierre de los segundos fórceps en el espacio entre los discos del cerebro y del ojo (Figura 3, flecha roja) y rápidamente tirando del cerebro lejos de los ganchos de la boca. </li><li> Sin dejar de aferrarse a los ganchos de la boca, pellizcarel tejido lo más cerca posible a la conexión entre la sección de antenal del disco de ojos antenal y los ganchos de la boca (Figura 3, flecha azul). Nota: los complejos de disco antenal ojos deben estar libres de todo el tejido (Figura 1A). Continúe hasta que todo el tejido deseado deseada que puede ser colocado en portaobjetos ha sido diseccionado. Este protocolo se puede adaptar para aislar ala, haltere, la pierna y discos imaginales genitales (Figura 1B-E). </li><li> Añadir dos pequeños trozos de papel de seda (tamaño del cubreobjetos) aproximadamente 3 pulg. De distancia en el plato de disección. Coloque una lámina de vidrio sobre el plato - los dos trozos de papel de seda deben estar bajo los términos de la diapositiva. Esto evitará que la corredera se pegue a la base de silicona del plato de disección. </li><li> El uso de un P-20 con una punta sin cortar, añadir 9 l de un agente anti-blanqueamiento a la mitad del portaobjetos de microscopio de vidrio. Esto evita la decoloración de los tejidos cuando se ve con fluorescenteluz. </li><li> Usando la misma punta sin cortar, recoger todos los discos de ojos antenal y añadirlos a la gota de reactivo anti-blanqueo. Minimizar la cantidad de tampón de lavado que se lleva sobre. Trate de limitar la cantidad de tampón de lavado a 10 l o menos. </li><li> Use un par de pinzas para separar y extender los discos de ojos antenal dentro de la gota de reactivo anti-blanqueo. Permitir que los discos se incuben en el reactivo anti-blanqueo por varios minutos. Nota: Los discos se volverán claros como el tejido absorbe el reactivo anti-blanqueo. </li><li> El uso de un pincel fino baje suavemente un cubreobjetos sobre la muestra. Esto evita la formación de burbujas de aire. </li><li> Tienda desliza a -20 ° C hasta el momento de ver los discos imaginales ojo-antenales u otros que utilizan la luz o microscopía de fluorescencia. </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

Aunque este procedimiento se ha centrado en gran medida en el aislamiento y el tratamiento posterior de los discos de ojo de antenal, es susceptible de ser utilizado para aislar y analizar el ala, haltere, la pierna y discos genitales (Figura 4). La única modificación necesaria del protocolo para el aislamiento de estos discos (en comparación con el disco de ojos antenal) es el método de disección gruesa (sección 2 del protocolo). El primer tramo (T1) par torácica se encuentra en la parte anterio...

Durante más de un siglo la mosca de la fruta, Drosophila melanogaster, ha sido un sistema principal para estudiar el desarrollo, comportamiento y fisiología. Desarrollo en la mosca se puede dividir en dos grandes etapas: embrionarias y post-embrionarias con gran parte de la toma lugar dentro de este último epitelios monocapa llamadas discos imaginales 1-3. Dibujos de los discos imaginales se publicaron por primera vez en 1864 por August Weismann como parte de su amplia monografía sobre el desarrollo del insecto 1. Estos discos comienzan su desarrollo durante la embriogénesis, se modelan durante las etapas larvales, sobrevivir a la histolysis masiva de las primeras etapas de pupa, y en última instancia, dar lugar a un alto porcentaje de estructuras adultas que se encuentran dentro de la mosca adulta 1-14. Durante el desarrollo larvario cada disco hace varias decisiones críticas con respecto a la suerte, forma y tamaño. Dentro de la primera y segunda etapas larvales, los discos tienen la tarea de adoptar un destino primario, establisHing límites de compartimento, la adopción de la forma correcta y generar el número necesario de células 15-16. Durante el tercer estadio larval y la etapa pre-pupa temprano, los discos imaginales continúan dividiéndose y se modelan como células adoptan sus destinos terminales 16. Durante la historia temprana de la biología del desarrollo de Drosophila, discos imaginales se estudiaron casi exclusivamente en el contexto del desarrollo normal y en los pocos casos en los que una pérdida o mutante de ganancia de función era viable. El uso de rayos X para inducir la recombinación mitótica permitido para las mutaciones letales para ser analizada en clones de células dentro de los tejidos de larvas y adultos. Este método ha sido mejorado por la introducción de métodos transgénicos para analizar la pérdida y ganancia de función de las mutaciones en ambos tejidos de larvas y adultos. El número de anticuerpos, reporteros transcripcionales y trampas de proteína para describir el paisaje molecular de tipo salvaje y mutantes tejidos es también constndo RT crecimiento. El uso de estos marcadores moleculares para analizar la pérdida y ganancia de función de clones de células mutante ha hecho cada vez más factible obtener una comprensión en tiempo real de cómo las células mutantes se desvían de sus primos de tipo salvaje durante el desarrollo. Para aprovechar adecuadamente estas herramientas y reactivos que es fundamental contar con los preparativos de la alta calidad de los discos imaginales que se pueden ver, fotografiados y analizados. El objetivo de este manuscrito es proporcionar un protocolo optimizado para el aislamiento y la preparación del complejo de disco ojo antenal (Figura 1A). También puede ser utilizado con éxito para aislar una amplia variedad de discos adicionales, incluyendo los que dan lugar a las alas, haleteres, piernas T1-T3 y los genitales (Figura 1B-E). Este procedimiento, con modificaciones menores, se ha utilizado para aislar los discos imaginales de Drosophila durante casi ochenta años. Como se describió anteriormente, ya que la mayoría de los genes se expresan durante multiple etapas de desarrollo y en una multitud de tejidos, a menudo es imposible estudiar los efectos que tienen los mutantes nulos en todo el ojo como el animal muere mucho antes de la etapa de larva de tercer instar. Cuatro métodos han hecho el estudio de los tejidos más desarrollados, como la retina significativamente más manejable. El primero es el método flipasa (FLP) / flipasa Recombinación Target (FRT) de generar clones de células mutantes dentro de un tipo de tejido de otro modo salvaje 17-19. En este caso, el tejido mutante se identifica por la ausencia de un marcador visual tal como la proteína fluorescente verde (GFP) y puede ser comparado con el tejido circundante de tipo salvaje en la que está presente GFP (Figura 2D). El segundo es el método &quot;flp-out&quot; en el que un transgén se expresa en una población de células 20. En este caso, los clones de células se identifican por la presencia de GFP y se compararon con el tejido circundante de tipo salvaje que carece del reportero GFP (Figura2E). El tercero es el Análisis Mosaico con una técnica de marcador celular reprimible (MARCM), que combina elementos de los sistemas de expresión de FLP-Salida 21 clon mutante FLP / FRT y. Con este método un transgén puede ser expresado dentro de una población de células que son simultáneamente mutante para un locus genético individual. Como clones flp-out, MARCM clones se identifican por la presencia de GFP y se comparan con el tejido circundante de tipo salvaje que carece del marcador de GFP (Figura 2F). Y por último, los genes y las construcciones de ARNi se pueden expresar dentro de los tejidos imaginales bajo el control de constructos específicos promotor GAL4. Estos cuatro métodos han aumentado el interés en el estudio de los discos imaginales desde clones mutantes o patrones o sobre-expresión se pueden comparar directamente con los tejidos de tipo natural adyacente. El método descrito en este procedimiento ha sido desarrollado para que los investigadores que estudian el desarrollo post-embrionario de los tejidos adultos en Drosophila,especialmente las derivadas de la disco-ojo antenal, podrán obtener tejido de alta calidad para el análisis. Aunque los investigadores individuales han hecho ligeras modificaciones, el núcleo de este procedimiento (que se describe aquí) se ha mantenido prácticamente inalterada. Desde la obtención de tejido de alta calidad es fundamental para el estudio de los discos imaginales Esperamos que este protocolo escrito y video que acompaña servirán como recurso didáctico valioso.

<table><tbody><tr><td>Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit</td><td>Dow Corning</td><td>184 SIL ELAST KIT 0.5 KG</td><td>Used to create base for dissection plate</td></tr><tr><td>Pryex Glass Petri Dish 150 x 20 mm</td><td>Dow Corning</td><td>3160-152CO</td><td>Use the cover for dissection plate</td></tr><tr><td>#5 Dissecting Forceps</td><td>Ted Pella</td><td>525</td><td>Forceps must be kept very sharp</td></tr><tr><td>9 well watch glass</td><td>Vairous Vendors</td><td></td><td>Used for fixation of imaginal disc complexes</td></tr><tr><td>50 ml Erlenmeyer Flask</td><td>Various Vendors</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small Stir Bar</td><td>Various Vendors</td><td></td><td>Small enough to fit into Erlenmeyer Flask</td></tr><tr><td>50 ml Conical Tubes</td><td>Various Vendors</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml Microfuge Tubes</td><td>Various Vendors</td><td></td><td>Clear or Dark depending upon application</td></tr><tr><td>Microfuge Rack</td><td>Various Vendors</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Benchtop Rotator</td><td>Various Vendors</td><td></td><td>100 &amp;#956;l volume should not splatter at low setting</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Macron Chemicals</td><td>2-26555-1</td><td>Serves as fixative</td></tr><tr><td>Sodium Phosphate Monobasic</td><td>Sigma Chemical Co</td><td>S-3139</td><td>Used to make dissection and wash buffers</td></tr><tr><td>Sodium Phosphate Dibasic</td><td>Sigma Chemical Co</td><td>71636</td><td>Used to make dissection and wash buffers</td></tr><tr><td>Lysine</td><td>Acros Organics</td><td>125221000</td><td>Used in the fixative solution</td></tr><tr><td>Sodium Periodate</td><td>Sigma Chemical Co</td><td>S-1878</td><td>Used in the fixative solution</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>EMD Chemicals</td><td>MTX1568-1</td><td>Used to perforate imaginal discs</td></tr><tr><td>Sodium Hydroxide</td><td>EM Science</td><td>SX0593-3</td><td>Used to dissolve paraformaldehyde</td></tr><tr><td>100% Normal Goat Serum</td><td>Jackson Laboratories</td><td>005-000-121</td><td>Serves as a blocking solution</td></tr><tr><td>Primary Antibodies</td><td>Various Vendors</td><td></td><td>Dilute in 10% goat serum as directed by manufacturer</td></tr><tr><td>Secondary Antibodies</td><td>Various Vendors</td><td></td><td>Dilute in 10% goat serum as directed by manufacturer</td></tr><tr><td>Vectashield</td><td>Molecular Probes</td><td>H-1000</td><td>Prevents bleaching of samples</td></tr><tr><td>Microscope Slides</td><td>Fischer Scientific</td><td>48312-003</td><td></td></tr><tr><td>Glass Cover Slips 18 x 18 mm</td><td>Fischer Scientific</td><td>12-542A</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipe Tissue</td><td>Various Vendors</td><td></td><td>Prevents Glass slides from adhering to silicone base</td></tr><tr><td>Panit Brush 000</td><td>Various Vendors</td><td></td><td>Use to gently lower coverslip on to samples</td></tr></tbody></table>

dissection and immunostaining of imaginal discs from drosophila melanogaster

Una parte importante del desarrollo post-embrionario en la mosca de la fruta, Drosophila melanogaster, se lleva a cabo dentro de un conjunto de estructuras en forma de saco llamadas discos imaginales. Estos discos dan lugar a un alto porcentaje de estructuras adultas que se encuentran dentro de la mosca adulta. Aquí se describe un protocolo que ha sido optimizada para recuperar estos discos y prepararlos para el análisis con anticuerpos, marcadores transcripcionales y trampas de proteína. Este procedimiento es el más adecuado para los tejidos finos como los discos imaginales, pero se puede modificar fácilmente para su uso con tejidos más gruesos, como el cerebro y el adulto ovario larval. El protocolo escrito y video que acompaña guiarán el lector / espectador a través de la disección de las larvas de tercer estadio, la fijación de tejido, y el tratamiento de los discos imaginales con anticuerpos. El protocolo se puede utilizar para diseccionar discos imaginales de larvas jóvenes primero y segundo instar también. La ventaja de este protocolo es que es relativamente corto y tiene seres optimizado para la preservación de la alta calidad del tejido diseccionado. Otra ventaja es que el procedimiento de fijación que se emplea funciona bien con el abrumador número de anticuerpos que reconocen proteínas de Drosophila. En nuestra experiencia, hay un número muy pequeño de anticuerpos sensibles que no funcionan bien con este procedimiento. En estas situaciones, el remedio parece ser el uso de un cóctel de fijación alternativo sin dejar de seguir las pautas que hemos establecidos para los pasos de disección e incubaciones de anticuerpos.

El método que se ha descrito anteriormente de forma fiable produce material de alta calidad para el análisis con sondas in situ, reporteros transcripcionales, trampas de proteínas y anticuerpos. En la Figura 1 mostramos ojo-antena, genitales, ala, haltera y piernas discos que se recuperan de forma rutinaria con este método. Estos discos han sido tratados con un fluoróforo-faloidina conjugada, que se une a la actina F y por lo tanto describe cada célula. Si el tejido ha sido fijado correct...

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Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

The adult structures of Drosophila are derived from sac-like structures called imaginal discs. Analysis of these discs provides insight into many developmental processes including tissue determination, compartment boundary establishment, cell proliferation, cell fate specification, and planar cell polarity. This protocol is used to prepare imaginal discs for light/fluorescent microscopy.

La disección y la inmunotinción de imaginal discos de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called ...

dissection-immunostaining-imaginal-discs-from-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

26.6K vistas.  Indiana University. The adult structures of Drosophila are derived from sac-like structures called imaginal discs. Analysis of these discs provides insight into many developmental processes including tissue determination, compartment boundary establishment, cell proliferation, cell fate specification, and planar cell polarity. This protocol is used to prepare imaginal discs for light/fluorescent microscopy.

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Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

La disección del sistema nervioso central de larvas de Drosophila melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Investigación

Biología

Dissection of Imaginal Discs from 3rd Instar Drosophila Larvae

This protocol demonstrates the dissection technique used for isolating imaginal discs from drosophila larvae at the 3rd instar stage. Methods for fixing the tissue after saying and removing the wing, leg, and eye discs are demonstrated directly on a microscope slide for subsequent visualization.

La disección de los discos imaginales de 3er estadio las larvas de Drosophila

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

The Drosophila larvae neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model for the study of synaptic structure and function. Drosophila is well known for the ease of powerful genetic manipulations and the larval nervous system has proven particularly useful in studying not only normal function but also perturbations that accompany some neurological disease (Lloyd and Taylor, 2010). Many key synaptic molecules found in Drosophila are also found in mammals and like most CNS excitatory synapses in mammals, the Drosophila NMJ is glutamatergic and demonstrates activity-dependent remodeling (Kohet al. , 2000). Additionally, Drosophila neurons can be individually identified because their innervation patterns are stereotyped and repetitive making it possible to study identified synaptic terminals, such as those between motor neurons and the body-wall muscle fibers that they innervate (Keshishian and Kim, 2004). The existence of evolutionarily conserved synapse components along with the ease of genetic and physical manipulation make the Drosophila model ideal for investigating the mechanisms underlying synaptic function (Budnik, 1996).
The active zones at synaptic terminals are of particular interest because these are the sites of neurotransmitter release. NC82 is a monoclonal antibody that recognizes the Drosophila protein Bruchpilot (Brp), a CAST1/ERC family member that is an important component of the active zone (Waghet al. , 2006). Brp was shown to directly shape the active zone T-bar and is responsible for effectively clustering Ca2+ channels beneath the T-bar density (Fouquetet al. , 2009). Mutants of Brp have reduced Ca2+ channel density, depressed evoked vesicle release, and altered short-term plasticity (Kittelet al. , 2006). Alterations to active zones have been observed in Drosophila disease models. For example, immunofluorescence using the NC82 antibody showed that the active zone density was decreased in models of amyotrophic lateral sclerosis and Pitt-Hopkins syndrome (Ratnaparkhiet al. , 2008; Zweieret al. , 2009). Thus, evaluation of active zones, or other synaptic proteins, in Drosophila larvae models of disease may provide a valuable initial clue to the presence of a synaptic defect.
Preparing whole-mount dissected Drosophila larvae for immunofluorescence analysis of the NMJ requires some skill, but can be accomplished by most scientists with a little practice. Presented is a method that provides for multiple larvae to be dissected and immunostained in the same dissection dish, limiting environmental differences between each genotype and providing sufficient animals for confidence in reproducibility and statistical analysis.

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

The neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila melanogaster is an important model system for studying normal synaptic function as well as perturbations to synaptic function found in certain neurological diseases. We present a protocol for dissection of the Drosophila larval motor system and immunostaining for active zone proteins within the NMJ.

La disección y la imagen de zonas activas en el Drosophila La unión neuromuscular

The Drosophila  larvae neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model for the study of synaptic structure and function. Drosophila  is well known for ...

Neurociencias

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the proteins involved in these pathways are evolutionarily conserved between mammals and other eukaryotes, such as the fruit fly Drosophila melanogaster, suggesting that similar organizing principles exist during the development of these organisms. Importantly, Drosophila has been used extensively to identify cellular and molecular mechanisms regulating processes that are required in mammals including neurogenesis, differentiation, axonal guidance, and synaptogenesis. Flies have also been used successfully to model a variety of human neurodevelopmental diseases. Here we describe a protocol for the step-by-step microdissection, fixation, and immunofluorescent localization of proteins within the adult Drosophila brain. This protocol focuses on two example neuronal populations, mushroom body neurons and retinal photoreceptors, and includes optional steps to trace individual mushroom body neurons using Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker (MARCM) technique. Example data from both wild-type and mutant brains are shown along with a brief description of a scoring criteria for axonal guidance defects. While this protocol highlights two well-established antibodies for investigating the morphology of mushroom body and photoreceptor neurons, other Drosophila brain regions and the localization of proteins within other brain regions can also be investigated using this protocol.

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

This protocol describes the dissection and immunostaining of adult Drosophila melanogaster brain tissues. Specifically, this protocol highlights the use of Drosophila mushroom body and photoreceptor neurons as example neuronal subsets that can be accurately used to uncover general principles underlying many aspects of neuronal development.

Disección y tinción inmunofluorescente de seta del cuerpo y las neuronas fotorreceptoras en cerebros de adultos de Drosophila melanogaster

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the ...

Biología del Desarrollo

Live Imaging of Glial Cell Migration in the Drosophila Eye Imaginal Disc

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons. While recent progress has been made to describe the live migration of glial cells in the developing pupal wing (1), studies of Drosophila glial cell migration have typically involved the examination of fixed tissue. Live microscopic analysis of motile cells offers the ability to examine cellular behavior throughout the migratory process, including determining the rate of and changes in direction of growth. Paired with use of genetic tools, live imaging can be used to determine more precise roles for specific genes in the process of development. Previous work by Silies et al. (2) has described the migration of glia originating from the optic stalk, a structure that connects the developing eye and brain, into the eye imaginal disc in fixed tissue. Here we outline a protocol for examining the live migration of glial cells into the Drosophila eye imaginal disc. We take advantage of a Drosophila line that expresses GFP in developing glia to follow glial cell progression in wild type and in mutant animals.

Here we describe a protocol to examine the migration of glial cells into the developing Drosophila eye using live microscopic analysis paired with GFP tagged glial cells.

Imágenes en directo de la migración de células gliales en el ojo del disco imaginal de Drosophila

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons.  While ...

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including lens-secreting cone cells, pigment cells, a bristle cell and eight photoreceptors (PRs) R1-R8 2. The PRs have specialized microvillar structures, the rhabdomeres, which contain light-sensitive pigments, the Rhodopsins (Rhs). The rhabdomeres of six PRs (R1-R6) form a trapezoid and contain Rh1 3 4. The rhabdomeres of R7 and R8 are positioned in tandem in the center of the trapezoid and share the same path of light. R7 and R8 PRs stochastically express different combinations of Rhs in two main subtypes5: In the 'p' subtype, Rh3 in pR7s is coupled with Rh5 in pR8s, whereas in the 'y' subtype, Rh4 in yR7s is associated with Rh6 in yR8s 6 7 8.
Early specification of PRs and development of ommatidia begins in the larval eye-antennal imaginal disc, a monolayer of epithelial cells. A wave of differentiation sweeps across the disc9 and initiates the assembly of undifferentiated cells into ommatidia10-11. The 'founder cell' R8 is specified first and recruits R1-6 and then R7 12-14. Subsequently, during pupal development, PR differentiation leads to extensive morphological changes 15, including rhabdomere formation, synaptogenesis and eventually rh expression.
In this protocol, we describe methods for retinal dissections and immunohistochemistry at three defined periods of retina development, which can be applied to address a variety of questions concerning retinal formation and developmental pathways. Here, we use these methods to visualize the stepwise PR differentiation at the single-cell level in whole mount larval, midpupal and adult retinas (Figure 1).

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The Drosophila retina is a crystal-like lattice composed of a small number of cell types that are generated in a stereotyped manner 1. Its amenability to sophisticated genetic analysis allows the study of complex developmental programs. This protocol describes dissections and immunohistochemistry of retinas at three discrete developmental stages, with a focus on photoreceptor differentiation.

La disección e inmunohistoquímica de larva, pupa y adulto<em&gt; Drosophila</em&gt; Retinas

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including ...

A Novel RFP Reporter to Aid in the Visualization of the Eye Imaginal Disc in Drosophila

The Drosophila eye is a powerful model system for studying areas such as neurogenesis, signal transduction and neurodegeneration. Many of the discoveries made using this system have taken advantage of the spatiotemporal nature of photoreceptor differentiation in the developing eye imaginal disc. To use this system it is first necessary for the researcher to learn to identify and dissect the eye disc. We describe a novel RFP reporter to aid in the identification of the eye disc and the visualization of specific cell types in the developing eye. We detail a methodology for dissection of the eye imaginal disc from third instar larvae and describe how the eye-RFP reporter can aid in this dissection. This eye-RFP reporter is only expressed in the eye and can be visualized using fluorescence microscopy either in live tissue or after fixation without the need for signal amplification. We also show how this reporter can be used to identify specific cells types within the eye disc. This protocol and the use of the eye-RFP reporter will aid researchers using the Drosophila eye to address fundamentally important biological questions.

A Novel RFP Reporter to Aid in the Visualization of the Eye Imaginal Disc in Drosophila

We describe a novel red fluorescent protein (RFP) reporter that is expressed specifically in the Drosophila eye. We detail a methodology for dissection of the eye imaginal disc and how this reporter can be used to aid in the dissection and identification of specific cell types in the developing eye.

Una novela RFP reportero para ayudar en la visualización del disco imaginal del ojo en Drosophila</em

The Drosophila eye is a powerful model system for studying areas such as neurogenesis, signal transduction and neurodegeneration. Many of the discoveries ...

Dissection, Immunohistochemistry and Mounting of Larval and Adult Drosophila Brains for Optic Lobe Visualization

The Drosophila optic lobe, comprised of four neuropils: the lamina, medulla, lobula and lobula plate, is an excellent model system for exploring the developmental mechanisms that generate neural diversity and drive circuit assembly. Given its complex three-dimensional organization, analysis of the optic lobe requires that one understand how its adult neuropils and larval progenitors are positioned relative to each other and the central brain. Here, we describe a protocol for the dissection, immunostaining and mounting of larval and adult brains for optic lobe imaging. Special emphasis is placed on the relationship between mounting orientation and the spatial organization of the optic lobe. We describe three mounting strategies in the larva (anterior, posterior and lateral) and three in the adult (anterior, posterior and horizontal), each of which provide an ideal imaging angle for a distinct optic lobe structure.

Dissection, Immunohistochemistry and Mounting of Larval and Adult Drosophila Brains for Optic Lobe Visualization

This protocol describes three steps to prepare larval and adult Drosophila optic lobes for imaging: 1) brain dissections, 2) immunohistochemistry and 3) mounting. Emphasis is placed on step 3, as distinct mounting orientations are required to visualize specific optic lobe structures.&#160;

Disección, inmunohistoquímica y montaje de cerebros de larvas y adultos de Drosophila para la visualización del lóbulo óptico

The Drosophila optic lobe, comprised of four neuropils: the lamina, medulla, lobula and lobula plate, is an excellent model system for exploring the ...

Drosophila Pupal Abdomen Immunohistochemistry

The Drosophila pupal abdomen is an established model system for the study of epithelial morphogenesis and the development of sexually dimorphic morphologies 1-3. During pupation, which spans approximately 96 hours (at 25 &deg;C), proliferating populations of imaginal cells replace the larval epidermis to generate the adult abdominal segments. These imaginal cells, born during embryogenesis, exist as lateral pairs of histoblast nests in each abdominal segment of the larvae. Four pairs of histoblast nests give rise to the adult dorsal cuticle (anterior and posterior dorsal nests), the ventral cuticle (ventral nests) and the spiracles associated with each segment (spiracle nests) 4. Upon puparation, these diploid cells (distinguishable by size from the larger polyploid larval epidermal cells- LECs) begin a stereotypical process of proliferation, migration and replacement of the LECs. Various molecular and genetic tools can be employed to investigate the contributions of genetic pathways involved in morphogenesis of the adult abdomen. Ultimate adult phenotypes are typically analyzed following dissection of adult abdominal cuticles. However, investigation of the underlying molecular processes requires immunohistochemical analyses of the pupal epithelium, which present unique challenges. Temporally dynamic morphogenesis and the interactions of two distinct epithelial populations (larval and imaginal) generate a fragile tissue prone to excessive cell loss during dissection and subsequent processing. We have developed methods of dissection, fixation, mounting and imaging of the Drosophila pupal abdominem epithelium for immunohistochemical studies that generate consistent high quality samples suitable for confocal or standard fluorescent microscopy.

Drosophila Pupal Abdomen Immunohistochemistry

Antibody staining of the Drosophila pupae can enhance genetic analyses of adult abdominal developmental genetics. We present our protocol for dissection, fixation and antibody staining of staged Drosophila pupal abdomen.

Drosophila pupa inmunohistoquímica Abdomen

The Drosophila pupal abdomen is an established model system for the study of epithelial morphogenesis and the development of sexually dimorphic ...

Dissection and Mounting of Drosophila Pupal Eye Discs

The Drosophila melanogaster eye disc is a powerful system that can be used to study many different biological processes. It contains approximately 800 separate eye units, termed ommatidia1. Each ommatidium contains eight neuronal photoreceptors that develop from undifferentiated cells following the passage of the morphogenetic furrow in the third larval instar2. Following the sequential differentiation of the photoreceptors, non-neuronal cells develop, including cone and pigment cells, along with mechanosensory bristle cells3. Final differentiation processes, including the structured arrangement of all the ommatidial cell types, programmed cell death of undifferentiated cell types and rhodopsin expression, occurs through the pupal phase4-7. This technique focuses on manipulating the pupal eye disc, providing insight and instruction on how to dissect the eye disc during the pupal phase, which is inherently more difficult to perform than the commonly dissected third instar eye disc. This technique also provides details on immunostaining to allow the visualization of various proteins and other cell components.

Dissection and Mounting of Drosophila Pupal Eye Discs

The goal of this technique is to enable researchers to perform dissection, immunostaining and mounting of pupal eye discs from Drosophila melanogaster of any age.

Disección y montaje de<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupal discos Eye

The Drosophila melanogaster eye disc is a powerful system that can be used to study many different biological processes.  It contains approximately 800 ...

La disección y la inmunotinción de imaginal discos de

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