Wir danken D. Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, C. Jara, D. Meade, G. Owens, L. Rodarte, D. Sieglaff, A. Sonoqui, M. Stefanek, B. Stuart, J. Trejo, A. Slade und E. Yescas für technische Hilfe. Teilweise wurde durch USDA Agricultural Research Service, USDA National Institute für Ernährung und Landwirtschaft Erweiterung IPM Programm und Pest Management Alternativen spezielle Projekte, Cotton Incorporated, Arizona Baumwolle Growers Association, Baumwolle unterstützt Stiftungen, USDA-Cree, NAPIAP (Western Region) und westlichen Region IPM Sonderprojekte.

Hinweis: die unten beschriebenen Techniken gelten teilweise Leben Tische, weil sie nicht explizit Reproduktion oder Sterblichkeit der Erwachsenen Stufen enthalten. Die Begriff Kohorte ist gleichbedeutend mit Generation, weil sie Sterblichkeit vom Ei zum Erwachsenen Stadium untersucht.
 1. etablieren Wiese <ol><li>Verhalten Sterbetafeln jederzeit während des Wachstums der Pflanzen nach Insekten vorhanden sind. Die Wahl zu Studien zu initiieren, wenn hängt der Ziele und Aufgaben der Forschung.</li>
	<li>Wählen Sie aus zwei Reihen von Ernte nahe der Mitte des Grundstücks um Randeffekte aus den umliegenden Grundstücke oder unbebaute Flächen zu minimieren. Markieren Sie den Kopf der jede Zeile mit einer Draht-Flagge oder ein Holzpfahl, einfache Verlegung zu erleichtern, sobald die Ernte groß wird.</li>
	<li>Einziehen ca. 3-4 m vom Rand des Grundstückes parallel zu der Zeile. Verwenden Sie eine Zeile, um Ei Kohorten und die zweite Nymphe Kohorten zu gründen herzustellen</li></ol> 2. Ei-Kohorten zu schaffen <ol><li>Verwendung eine 8 X Hand Objektiv neu gelegte Eiern auf der Unterseite der Blätter im oberen Bereich der Hauptstamm der Baumwollpflanze (in der Regel die zweite oder dritte Knoten von oben) suchen. 
	Hinweis: Lebensstadien von B. Tabaci sind in der Regel vertikal in den Baumkronen der Pflanze mit Eiern im oberen Bereich der Anlage und immer älter nymphal Stadien unten verteilt. Dies führt da 1 St Instar Nymphen setzen sich auf dem gleichen Blatt als das Ei und die Pflanze Blätter oberhalb der ersten Eiablage Stelle wie es wächst.
	<ol><li>Verwendung einer höheren macht 15 X Objektiv zu beobachten, frische Eiern und überprüfen, Identifizierung, bevor mit dem 8 X-Objektiv, um das Insekt zu markieren. Frischeier haben eine helle weiße Färbung unter dem Objektiv und heben sich von Eiern, die ältere (Abbildungen 1A und 1 b). Eiern verdunkeln zu einer tannish Farbe, wie sie Reifen.</li>
	</ol></li> <li>Eine ungiftige, ultra-fein-Punkt schwarzen permanent-Marker verwenden, um einen kleinen Kreis um das Ei zu zeichnen. Zeichnen Sie die Kreis klein genug, um ein Weibchen legen ein weiteres Ei innerhalb des Kreises später möglichst zu vermeiden.
	<ol><li>Schneiden ein Loch oder ein Schlitz an der Seite von 8 X Lupe mit einer Säge oder einem Bohrer so, dass der Stift eingefügt und durch die Linse beim Zeichnen betrachtet werden kann ( Abbildung 2A).</li>
	</ol></li> <li>Wiederholen Sie diesen Vorgang auf dem gleichen Blatt, wenn möglich, um anderen Eiern zu markieren, markieren von insgesamt nicht mehr als vier Eiern auf ein einzelnes Blatt und nicht mehr als ein Ei pro Blatt Sektor. Für Baumwolle, das Blatt ist unterteilt in vier Sektoren von drei großen Blattadern ( Abbildung 3).</li>
	<li>Binden einen kleinen leichte Pappen Tag rund um den Blattstiel des Blattes mit markierten Ei(er). Die Tag-Nummer und beinhalten Notation für die Handlung oder Behandlung Anzahl je nach Versuchsanordnung ( Abb. 2 b).</li>
	<li>Binden eine 1 m lange Länge der Beflaggung Maßband um den Hauptstamm im oberen Bereich der Anlage. Stimmengleichheit Bogen-Stil verwenden, so dass das Band wie nötig zu halten, für wiederholte Besuche auf diesen Speicherort im Feld sichtbar leicht verschoben werden kann.</li>
	<li>Datensatz Blatt Nummer und Positionsinformationen auf einem tragbaren analoge oder elektronischen Notebook (Tabelle 1). Positionsinformationen verwendet die Sektoren des Blattes an feiner Hinweis Speicherort (z. B. 1-1, 1-2, 1 bis 4 Eiern in Sektoren 1, 2 und 4 auf Blatt #1 zu kennzeichnen).</li>
	<li>Jeder Kohorte an einem einzigen Tag zu etablieren. 
	Hinweis: Eine Kohorte in einem bestimmten Grundstück besteht aus mindestens 50 Eier total.
	<ol><li>Nutzung nicht mehr als ein Blatt pro Pflanze besser zu verteilen, die Mitglieder der Kohorte. 
		Hinweis: Abhängig von Insekten Dichte, dies kann überall von 13 Blätter mit 3 bis 4 Eiern oder 50 Blätter mit einem Ei. Die einzelnen Pflanzen werden ausgewählt, um die markierten Blätter entlang so viel von der Reihe wie möglich verteilen.</li>
	</ol></li></ol> 3. Nymphe Kohorten zu schaffen <ol><li>Verwendung eine 8 X Lupe für die Suche nach neu 1 St ließ sich Nymphen auf der Unterseite der Blätter über INSTAR 3-5 Blätter nach unten von der Oberseite des Haupttriebs der Baumwollpflanze. A 15 X-Objektiv verwendet, um Identifikation überprüfen Kennzeichnung mit 8 X Objektiv.</li>
	<li>Verwenden eine ungiftige, ultra-fein-Punkt schwarzen permanent-Marker, um einen kleinen Kreis um die Nymphe zu zeichnen. Zeichnen Sie die Kreis klein genug, um einen Crawler, die Abrechnung innerhalb des Kreises später möglichst zu vermeiden. 
	Hinweis: Frisch geschlüpften 1 St Instar Nymphen heißen Crawler, die während der ersten paar Stunden nach Ei schlüpfen mehrere cm bewegen kann. Anschließend &#34; setzt sich &#34; auf eine Seite wo es füttern und mausern, ohne jemals wieder zu bewegen, bis die Erwachsenen entsteht. Diese geregelt, dass 1 St Instar Nymphen ( Abbildung 1) aus der Crawler unverwechselbar sind. Erstens sie sind unbeweglich und zweite, sie sind 2-dimensionale und legen Sie fest und flach auf dem Blatt und haben eine leicht transparenter Bernsteinfarbe.
	<ol><li>Schneiden ein Loch oder ein Schlitz an der Seite von 8 X Lupe mit einer Säge oder einem Bohrer so, dass der Stift eingefügt und durch die Linse beim Zeichnen betrachtet werden kann ( Abbildung 2A).</li>
	</ol></li> <li>Wiederholen Sie diesen Vorgang auf dem gleichen Blatt, wenn möglich, um anderen Nymphen, Kennzeichnung von nicht mehr als vier Nymphen auf einem einzigen Blatt und nicht mehr als eine Nymphe pro Blatt Sektor zu markieren. Für Baumwolle, das Blatt ist unterteilt in vier Sektoren von drei großen Blattadern ( Abbildung 3).</li>
	<li>Binden einen kleinen leichte Pappen Tag rund um den Blattstiel des Blattes mit markierten Nymphe. Die Tag-Nummer und beinhalten Notation für die Handlung oder Behandlung Anzahl je nach Versuchsanordnung ( Abb. 2 b).</li>
	<li>Binden eine 1 m lange Länge der Beflaggung Maßband um den Hauptstamm im oberen Bereich der Anlage. Stimmengleichheit Bogen-Stil verwenden, so dass das Band wie nötig zu halten, für wiederholte Besuche auf diesen Speicherort im Feld sichtbar leicht verschoben werden kann.</li>
	<li>Datensatz Blatt Nummer und Positionsinformationen auf einem tragbaren analoge oder elektronischen Notebook (Tabelle 1). Positionsinformationen verwendet die Sektoren des Blattes an feiner Hinweis Speicherort (z. B. 1-1, 1-2, 1-4 Nymphen in Sektoren 1, 2 und 4 auf Blatt #1 zu kennzeichnen).</li>
	<li>Zu gewährleisten, die ausgeglichen 1 St instar Nymphen und nicht Crawler gekennzeichnet sind, gehen Sie zurück zu jedem markierten Blatt und beobachten das markierte Insekt ca. 1-2 h nach der Ersteinrichtung. Bemerkt der besiedelt Nymphen können erforderlich sein.</li>
	<li>Schaffen jeder Kohorte an einem einzigen Tag. 
	Hinweis: Eine Kohorte in einem bestimmten Grundstück besteht aus mindestens 50 Nymphen insgesamt. Nicht mehr als ein Blatt wird pro Pflanze verwendet, um die Mitglieder der Kohorte besser zu verteilen. Abhängig von Insekten Dichte kann dies überall von 13 Blätter mit 3-4 Nymphen oder 50 Blätter mit einer Nymphe. Die einzelnen Pflanzen werden ausgewählt, um die markierten Blätter entlang so viel von der Reihe wie möglich verteilen. Wegen der 1. Instar Crawler Stufe sind die Eizellen in Protokoll Nr. 2 gekennzeichnet nicht die gleichen Insekten, die dann als Nymphe befolgt werdens. damit keine Crawler Mortalität wird gemessen und der Sterbetafel ist rechtzeitig etwas abgelegen, weil Ei und Nymphe Kohorten in der Regel am gleichen Tag eingerichtet sind. Die Forschung hat gezeigt, dem Crawler Sterblichkeit ist vernachlässigbar und kann im wesentlichen ignorierte 30.</li>
</ol> 4. Beobachtung und Aufzeichnung von Ei schlüpfen und Mortalität <ol><li>nach 8-10 d (28-32 ° C; durchschnittliche Arizona Sommerbedingungen) nach Gründung Ei Kohorten, sammeln Blätter mit gekennzeichneten Eiern und wieder an das Labor für die Beobachtung unter einem Mikroskop seziert. Eizellen sind zu klein, um Sterblichkeit und Todesursachen im Feld eindeutig bewerten.</li>
	<li>Todesursachen bei Eiern zu bestimmen und notieren in der Arbeitsmappe initiierte Kohorte Einrichtung (Tabelle 1). 
	Hinweis: Tod zeichnet sich als Entwurzelung, Raub oder Inviability. Entwurzelung: das Ei fehlt aufgrund von Wetterbedingungen (Wind, weht Staub, Regen) oder kauen Prädation. Raub: saugen Raubtiere verlassen hinter einem eingestürzten Chorion ( Abbildung 4 K). Ausgebrütete Eiern eingestürzten erscheinen können, aber werden ein vertikalen Schlitz im Ei Chorion. Verwenden Sie eine Minuten-Pin, um das Chorion auf dem Blatt unter der Lupe zu suchen, diesen Spalt zu necken. Inviability: Eiern schlüpfen nach 8-10 d-Periode nicht und sind eine dunkle braune Farbe. Unter Arizona würde Sommer Bedingungen (28-32 ° C) normalerweise in 5-7 Tagen schlüpfen. Dies kann in anderen Regionen unterscheiden und Anpassungen eventuell Sammlung rechtzeitig aus dem Feld.</li>
</ol> 5. Beobachtung und Aufzeichnung von Nymphal Entwicklung und Mortalität <ol><li>ein bis zwei Tage nach Gründung der Kohorte, verwenden Sie ein 15 X Objektiv, die Entwicklung der Nymphen zu bewerten und eine Todesursache tot zuzuordnen. Bemerkungen mindestens dreimal pro Woche (jeden zweiten Tag).
	<ol><li>Verwendung relativer Größe ( Abbildung 1 -G) und Zeit nach Gründung Instar beurteilen. 
		Hinweis: Es gibt vier nymphal Larvenstadien und Entwicklung ist schnell unter Sommerbedingungen Arizona (28-32 ° C) mit jeweils die ersten drei Stufen dauert rund 2 d und die letzte Phase dauert ca. 3-5 d (total nymphal Entwicklung 2 wk oder weniger). Neue Beobachter sollten Instar Größen lernen durch Beobachtung von Insekten aufgezogen im Labor oder Gewächshaus auf die Wirtspflanze von Interesse. Die relative Lautstärke in den Bauch des Bacteriosomes (Symbionten beherbergen Orgeln von der Mottenschildläuse) relativ zur gesamten Körpergröße ist eine hilfreiche Indikator für nymphal Instar ( Abbildung 1 -G). Neu gemausert Nymphen sind sehr flach und durchscheinend. Nymphen zu mausern bereit sind prall, gewölbte Profil und undurchsichtig.</li>
		<li>Ursachen des Todes für Nymphen und aufzeichnen in der Arbeitsmappe initiierte Kohorte Einrichtung (Tabelle 1). 
		Hinweis: Tod zeichnet sich als Entwurzelung, Parasitismus, Raub oder unbekannten abhängig von Instar ( Abbildung 4). Entwurzelung: Nymphen von jedem Stadium fehlen aufgrund von Wetterbedingungen (Wind, weht Staub, Regen) oder kauen Prädation. Schätzen Sie die Bühne verdrängt Nymphen als der durchschnittliche Bühne tot und Leben Nymphen auf einen bestimmten Beobachtungstag. Parasitismus: nur beobachtbare in 4 th instar Nymphen. Gekoppelten gelblich Bacterisomes sind durch die Entwicklung Parasitoiden Larve ( Abb. 4A); verdrängt. Manchmal ist das Larvenstadium sichtbar ( Abbildung 4). Das Puppenstadium der Parasitoiden ist unverwechselbar und bestimmte Gattungen ( Abbildung 4 b , 4 D). Raub: saugen Raubtiere wird der Inhalt der Nymphe zu evakuieren und verlassen hinter einem eingestürzten Kadaver ( Abbildung 4 -4I). Selten kann ein Kauens Raubtier Beweise ( Abbildung 4J) verlassen. Unbekannt: der Tod, die eines der oben genannten Ursachen zugeordnet werden können. In feuchter Umgebung kann pilzartige Krankheit eine zusätzliche Ursache des Todes sein. Diese Kategorie kann auch Nymphen getötet von Parasitoiden Host-Fütterung enthalten. Nymphen, die überleben erweisen sich als Erwachsene verlassen einen unverwechselbaren t-förmigen Schlitz in der Exuviae ( Abbildung 1 H)</li></ol></li> <li>aufzeichnen Entwicklungsphase (lebendig) und Ursache des Todes und der Bühne in der Arbeitsmappe an Kohorte initiiert Einrichtung (Tabelle 1).</li>
	<li>Haben die Nymphen, die auf einem einzigen Blatt beobachtet wird entweder starb oder erwies sich als ein Erwachsener Mottenschildläuse, das Blatt zu sammeln und zurück ins Labor. Verwenden Sie die höhere Vergrößerung eines sezierenden Mikroskops zu bestätigen, dass die Todesursache festgestellt im Feld korrekt ist und korrigieren. 
	Hinweis: Nicht jedes nicht verdrängt Totes Insekt über den typischen zweiwöchigen Beobachtungszeitraum auf dem Blatt bleibt und so einige Überprüfungen werden nicht möglich.</li>
</ol> 6. Zusammenfassung der Daten und Analysen <ol><li>Consult Ressourcen zur Verfügung, um bei der Konstruktion von Sterbetafeln aus den Daten gesammelt 2 , 8 , 11 , 31. Eine Beispieltabelle Leben wird als Tabelle 2 dargestellt. 
	Hinweis: Robuste Leben Tabelle Analysen erfordern mehrere unabhängige Sterbetafeln, die über Zeit und/oder verschiedenen Standorten durchgeführt. Dies könnte ein multivoltine Insekt wie B. Tabaci mehrere Sterbetafeln im Laufe einer Saison und/oder mehrere Saisons und Websites.
	<ol><li>Schätzung real Sterblichkeit (d X/l 0) basierend auf der Anzahl von Insekten, die am Anfang der Generation etabliert. 
		Echte Mortalität = (d X/l 0) wo d X ist die Zahl sterben während der Phase X und l 0 ist die Anzahl der Insekten zu Beginn der Generation. Diese Mortalitätsraten sind additiv und der Summe der d x über Stufen Schätzungen der gesamten Sterblichkeit für die Generation (Tabelle 2).</li>
		<li>Schätzen offensichtlich Sterblichkeit innerhalb einer Stufe (Q X) basierend auf der Anzahl von Insekten lebend am Anfang einer bestimmten Etappe (Tabelle 2). Bühne-spezifische Q X oder Faktor im Stadium-spezifische Q X zu schätzen. Diese Preise gelten nur innerhalb einer Stufe Additiv.</li>
		<li>Bestimmen marginal Sterblichkeit mit der Formel: 
		M B = d B / (1-d-A) wo M B die Grenzrate der Sterblichkeit Faktor B, d B ist die scheinbare Rate von Sterblichkeit von Faktor B und d A ist die scheinbare Rate von Sterblichkeit zusammengefasst für alle Sterblichkeit-Faktoren, die verdrängen können B 13 , 32 (Tabelle 3 Faktor). 
		Hinweis: Für festsitzende Insekten wie weiße fliegen und viele andere Insekten sind die vielfältigen Ursachen des Todes in einem bestimmten Lebensabschnitt nicht sequenziell. Stattdessen handeln sie zeitgleich und Abschätzung der Grenzsteuersätze ist gewünscht, genau zu schätzen, dass Phase-spezifische Rate von Sterblichkeit von einem 32 , 34 verursachen. Beispielsweise kann ein Parasitoiden Mottenschildläuse Nymphe angreifen. Das Parasitoiden Ei schlüpfen könnte und können die Larven entwickeln sich in der Hostie. Diese Aktivität, dem Betrachter zunächst asymptomatisch tut, oder würde höchstwahrscheinlich, das Host-Insekt zu töten und als die Ursache des Todes gutgeschrieben werden sollte. Aber in einigen Fällen kann ein Raubtier dieser gleichen Nymphe angreifen oder die Nymphe aus dem Blatt führt den Betrachter auf die Ursache des Todes als Raub oder Entwurzelung beachten verdrängt werden kann. Geringe Mortalität korrigiert dies.
		<ol><li>Convert Bühne-spezifische Grenzsteuersätze auf k-Werte 35 k = ln (1 - M), wo ln natürlichen Logarithmus und M ist die marginale Sterblichkeitsrate von Interesse. k-Werte sind additiv und dies vereinfacht die weitere Analysen. k-Werte können sein Rücken umgewandelt zu einer proportionalen Sterblichkeit von 1 - e [-k].</li>
		</ol></li> <li>Unersetzlich Sterblichkeit als Schätzung [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{TotalK - Kvalue ich })]. 
		Hinweis: Dies gibt den Teil des Generationswechsels Gesamtmortalität nicht realisiert werden würde, wenn ein bestimmtes Sterblichkeit Faktor entfernt wurde. Zum Beispiel, wieviel Generationen Sterblichkeit verloren wäre, wenn Raub oder Parasitismus wegen einem Insektizid-Spray entfernt wurden? Unersetzliche Sterblichkeit geschätzt auf diese Weise setzt voraus, dass gibt es keine Dichte-Abhängigkeit in der Sterblichkeit.</li>
		<li>Schlüssel Faktoren <ol><li>verwenden eine einfache grafische Analyse den k-Wert für eine einstufige oder jeder eine Mortalität-Faktor (oder eine Mortalität Faktor innerhalb einer Stufe) Plotten gegen den Gesamt-K-Wert für die gesamte Generation (insgesamt K = Summe aller einzelnen k-Werte). 
			Hinweis: Der Sterblichkeit-Faktor, der am ehesten das Muster der Gesamt-K am besten imitiert ist der Schlüsselfaktor, der Faktor, der die am meisten zu Veränderungen im Generationswechsel Mortalität 35 beitragen. Eine mehr quantitative Methode regrediert einzelnen k-Werte auf Gesamt-K und der Schlüsselfaktor identifiziert, als derjenige mit der größten Steigung Wert 3.</li>
		</ol></li> <li>Dichte Abhängigkeit durch rückläufige k-Werte für die Faktoren von Interesse auf den natürlichen Logarithmus der Insektenpopulation Dichte unabhängig voneinander gemessen (z.B. 13) zu testen. Eine signifikante positive Steigung schlägt direkte Dichte Abhängigkeit und einer negativen Steigung inverse Abhängigkeit. 
		Hinweis: mit zusätzlichen Leben Tabelleninformationen auf Erwachsene überleben und die Vermehrung, viele weitere Parameter (z. B. Generationszeit, net Fortpflanzungsrate, sofortige Preise der Erhöhung, Lebenserwartung in einem bestimmten Stadium, etc.) und Analysen (Matrix-Modelle und Elastizität Analysen 36 , 37 durchgeführt werden können.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

In der Regel werden die Entwicklung des Lebens, die Tabellen für multivoltine Insekten mit weitgehend überlappenden Generationen sind gezwungen, einen vertikalen Ansatz, wo eine Bevölkerung über Zeit und verschiedene grafische und mathematische Techniken wiederholt abgetastet wird, verwendet, um Einstellung in den einzelnen Phasen zu schätzen und Sterblichkeitsrate von wechselnden dichten der verschiedenen Leben Phasen2ableiten. Die Stärke des Ansatzes hier ist, dass es diese Einschränkung ...

Sterbetafeln sind ein gemeinsames Instrument mit einer langen Geschichte in Ökologie1,2. Sterbetafeln sind im Wesentlichen ein Zeitplan für die Geburten und Todesfälle in einer Bevölkerung über Zeit und diese Daten kann verwendet werden, um eine Reihe von Parametern wichtig zu verstehen und Vorhersagen zu Populationsdynamik zu quantifizieren. Sterbetafeln können auch Informationen über Todesursachen, die wichtig zum Verständnis trophischer Interaktionen und bei der Entwicklung von Strategien für die Verwaltung von Schädlingen in landwirtschaftliche und natürliche Systeme sind. Zahlreiche feldbasierte Sterbetafeln für Insekten3,4,5gebaut worden, und Analysen lieferten wichtige Erkenntnisse über die Dynamik, Regulierung und Vorhersage von Insektenpopulationen in vielen verwaltet und natürliche Systeme6,7,8,9,10,11,12,13,14. Die Begriff Leben Tabelle dient oft auch Laborstudien Grundlage zu beschreiben, die weitgehend untersuchen Fahrpläne von Geburten und Toden aber unter künstlichen Bedingungen, die das Insekt zu natürlichen Sterberate Kräfte und realistische Umgebungsvariablen nicht offen legen. Im Allgemeinen ist das Ziel der Untersuchungen im Labor, die vergleichende biotische Potenzial einer Spezies zu schätzen. Die hier beschriebenen Methoden konzentriert sich für Feld basierend, dass Untersuchungen, die definieren Potenzial gegenüber der Umgebung realisiert.
Sterbetafeln können charakterisiert werden als Horizontal, in dem eine echte Kohorte von gleich alten Personen sind von Anfang ihres Lebens bis zum Tod, gefolgt "oder" vertikal, wo häufige Proben durch die Zeit einer Population mit einer vermeintlich stabile Altersstruktur getroffen werden und dann werden wichtige Sätze von mathematisch konstruierten Kohorten2,15abgeleitet. Sterbetafel, die bereitgestellt werden kann, hängt von der Art des Insekts. Horizontale Sterbetafeln können oft für Univoltine (eine Generation pro Jahr) Insekten entwickelt werden, während ein solcher Ansatz für ein multivoltine Insekt mit vielfältigen und weit überlappenden Generationen pro Jahr sehr herausfordernd sein kann. Eine Vielzahl von Analysemethoden wurden vorgeschlagen und zur vertikalen Sterbetafeln für Insektenpopulationen (siehe Southwood2 Beispiele) zu entwickeln. Die Methodik, die hier demonstriert ermöglicht die Entwicklung der Kohorte basierende, horizontale Sterbetafeln im Feld für multivoltine Insekten mit bestimmten Lebensgeschichte Eigenschaften, insbesondere die Anwesenheit von Traubeneichen Lebensstadien. Die Methode wird als Modellsystem für ein wichtiger Schädling in Baumwolle demonstriert.
Die Mottenschildläuse, Tabak Tabaci Biotyp B (= Tabak-Argentifolii, Nahost-Asia Minor 116) ist ein globales Schädling der Landwirtschaft, der Ertrag und die Qualität in vielen landwirtschaftlichen und gartenbaulichen Kulturen, einschließlich wirkt sich negativ auf Landwirtschaften in gemäßigten Regionen17geschützt. Auswirkungen entstehen durch Phloem Fütterung, die Nährstoff-Flow, Störungen von unbekannter Ätiologie verursacht durch nymphal Fütterung, Übertragung von zahlreichen Pflanzenviren und Ernte-Qualität-Effekte durch die Ablagerung von Honigtau18,19 stört . Das Insekt hat ein breites Wirtsspektrum und multivoltine, mit weniger als 12-13 Generationen pro Jahr je nach Region und verfügbaren Nahrungsmittel Ressourcen20ist. Management-Herausforderungen sind auch durch seine hohe reproduktive Potential, seine Fähigkeit zu zerstreuen und Migration innerhalb und zwischen den landwirtschaftlichen Systemen, seinen Mangel an einer ruhenden Phase (Diapause oder beispielsweise) und seiner Bereitschaft zu schnell Resistenzen entwickeln verschärft Insektizide für die Unterdrückung21,22verwendet.
Erhebliche Fortschritte erzielt in integrated Pest Management (IPM) Strategien zu entwickeln, um effektiv und kostengünstig verwalten Populationen von diesem Schädling betroffenen Kulturen23,24,25. Diese Management-Systeme wurden auf eine solide grundlegendes Verständnis der Populationsdynamik von B. Tabaci ausgesagt und Sterbetafeln wurden eine wichtige Technik, die dieses Verständnis ermöglicht haben. In Arizona Sterbetafeln haben erlaubt die Schätzung und Ermittlung von wichtigen Sterblichkeit Kräfte für B. Tabaci in mehreren Ernte Systeme13,26, haben es ermöglicht die Messung der Sterblichkeit Dynamik relativ zu Management-Strategien, einschließlich Nichtziel-Wirkungen von Insektiziden14, haben ein Mittel zur Abschätzung der funktionellen Nichtziel-Auswirkungen transgener Baumwolle produzierenden Insektizide Proteine27, strenge unterstützt haben Bewertung von einem klassischen Biokontrolle Programm28 (Naranjo, unveröffentlichte Daten) und dazu beigetragen, die vergleichende Auswirkungen von Top-Down- und Bottom-up-Auswirkungen auf die Pest Dynamik29untersuchen. Alle diese Anwendungen haben die hier beschriebene Methode bereitgestellt. Der Ansatz könnte in einer Reihe von natürlichen und verwalteten Systemen für das Studium der Insektenpopulation Ökologie nützlich sein.

<table><tbody><tr><td>Flagging tape</td><td>Gempler, Janesville, Wisconsin USA</td><td>52273</td><td>Five colors</td></tr><tr><td>Manila merchandise tags</td><td>American Tag Company, Pico Rivera, California USA</td><td>12-104</td><td></td></tr><tr><td>Ultra fine point marker</td><td>Sanford, Bellwood, Illinois, USA</td><td>451898</td><td>Available at Office Max, Amazon</td></tr><tr><td>Peak Loupe 8X</td><td>Adorama, New York, NY USA</td><td>2018</td><td></td></tr><tr><td>Peak Loupe 15X</td><td>Adorama, New York, NY USA</td><td>19621</td><td></td></tr></tbody></table>

methodology for developing life tables for sessile insects in the field using the whitefly, bemisia tabaci, in cotton as a model system

Sterbetafeln bieten eine Möglichkeit die Zeitpläne von Geburt und Tod von Menschen im Laufe der Zeit zu messen. Sie können auch verwendet werden, zu quantifizieren, die Quellen und die Rate von Sterblichkeit in Populationen, die eine Vielzahl von Anwendungen in der Ökologie, einschließlich der landwirtschaftlichen Ökosysteme hat. Horizontale oder Kohorte-basierte, Leben, die Tabellen für die direkte und präzise Methode vital Bevölkerung Raten zu quantifizieren enthalten, da sie eine Gruppe von Individuen in einer Population von der Geburt bis zum Tod folgen. Hier werden Protokolle vorgestellt, für die Durchführung und Auswertung der Kohorte-basierte Sterbetafeln im Feld, das die Traubeneichen Natur der unreifen Lebensstadien von einer globalen Insekt-Schädling Tabak Tabacinutzt. Einzelnen Insekten befinden sich auf der Unterseite der Blätter von Baumwolle und zeichnen sich durch einen kleinen Kreis um das Insekt mit einem ungiftigen Stift zeichnen. Dieses Insekt kann dann immer wieder im Laufe der Zeit mit Hilfe von Hand-objektive Messung beobachtet werden, Entwicklung von einer Stufe zur nächsten und Bühne-spezifische Ursachen des Todes zu erkennen im Zusammenhang mit natürlichen und eingeführte Sterblichkeit Kräfte. Analysen zu erklären wie richtig messen mehrere Sterblichkeit zwingt diese Handlung zeitgleich innerhalb jeder Phase und wie solche Daten verwenden, um sinnvolle Bevölkerung dynamische Metriken zur Verfügung zu stellen. Die Methode berücksichtigt nicht direkt für Erwachsene überleben und die Vermehrung, die Rückschlüsse auf die Dynamik der unreifen Stadien begrenzt. Beispielhaft ist, konzentriert sich auf die Messung der Auswirkungen von Bottom-Up (Qualität der Pflanze) und Top-Down-(natürliche Feinde) Auswirkungen auf die Sterblichkeit Populationsdynamik von B. Tabaci im Baumwolle-System vorgestellt.

Ein Beispiel-Kohorte ist in Tabelle 2 zeigen eine typische Darstellung und Berechnung des Lebens Tabellenergebnisse vorgestellt. Die nützlichsten Daten in die marginale Sterblichkeitsraten für jeden Faktor innerhalb jeder Phase erfasst werden. Indem Sie diese Sätze in k-Werte (Protokoll Abschnitt 6) konvertieren, werden Bühne-spezifische Sterblichkeit über alle Faktoren und Faktor-spezifische Mortalität über alle Stufen leicht abgeschätzt wie Generationen Sterblic...

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Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Sterbetafeln Quantifizierung der Quellen und Rate von Sterblichkeit in Insektenpopulationen ermöglichen und dazu beitragen, zu verstehen, vorherzusagen und Populationsdynamik in Agrarökosystemen zu manipulieren. Methoden für die Durchführung und Auswertung der Kohorte-basierte Sterbetafeln im Feld für ein Insekt mit Traubeneichen unreifen Lebensphasen werden vorgestellt.

Methodik zur Entwicklung von Sterbetafeln für festsitzende Insekten im Feld mit der Mottenschildläuse Tabak Tabaci, in Baumwolle als ein Modellsystem

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

methodology-for-developing-life-tables-for-sessile-insects-field

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Unit 1

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Survival Analysis

SCIENTISTS IN ACTION

11.8K Aufrufe.  USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center. Sterbetafeln Quantifizierung der Quellen und Rate von Sterblichkeit in Insektenpopulationen ermöglichen und dazu beitragen, zu verstehen, vorherzusagen und Populationsdynamik in Agrarökosystemen zu manipulieren. Methoden für die Durchführung und Auswertung der Kohorte-basierte Sterbetafeln im Feld für ein Insekt mit Traubeneichen unreifen Lebensphasen werden vorgestellt.

Serie: Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug, Cimex lectularius, Eggs and First Instars

Standard toxicity evaluations of insecticides against insect pests are primarily conducted on adult insects. Evaluations are based on a dose-response or concentration-response curve, where mortality increases as the dose or concentration of an insecticide is increased. Standard lethal concentration (LC50) and lethal dose (LD50) tests that result in 50% mortality of a test population can be challenging for evaluating toxicity of insecticides against non-adult insect life stages, such as eggs and early instar or nymphal stages. However, this information is essential for understanding insecticide efficacy in all bed bug life stages, which affects control and treatment efforts. This protocol uses a standard dipping bioassay modified for bed bug eggs and a contact insecticidal assay for treating nymphal first instars. These assays produce a concentration-response curve to further quantify LC50 values for insecticide evaluations.

A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug,  Cimex lectularius, Eggs and First Instars

Insecticide evaluations are often targeted against adult insects, rather than immature stages. Here, we present a protocol for evaluating insecticides against bed bug eggs with a comparison to the first nymphal bed bug stage. These protocols could be adjusted for other insects to evaluate insecticide efficacy in non-adult life stages.

Ein Verfahren zur Bewertung Insecticide Wirksamkeit gegen Bettwanzen,<em&gt; Cimex lectularius</em&gt;, Eier und First Instars

Standard toxicity evaluations of insecticides against insect pests are primarily conducted on adult insects. Evaluations are based on a dose-response or ...

Forschung

Umwelt

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant viruses they vector. Despite numerous studies of the biology of these species in different environments, a key life history parameter, offspring sex ratios, has received little attention, yet is important for predicting population dynamics. The primary sex ratio (sex ratio at oviposition) of Bemisia tabaci has never been reported but can be found by determining the egg fertilization rate of this haplodiploid insect. The technique involves the dechorionation of eggs with bleach, a series of fixation steps, and the application of the general DNA fluorescent stain, DAPI (4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole, a DNA-binding fluorescent dye), to bind to female and male pronuclei. Here, we present the technique, and an example of its application, to test whether an endosymbiotic bacterium, Rickettsia sp. nr. bellii, influenced the primary sex ratio of B. tabaci. This method may assist in population studies of whiteflies, or in determining if sex allocation exists with certain environmental stimuli.

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

We present a simple cytogenetic technique using 4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) to determine the fertilization rate and primary sex ratio of the haplodiploid invasive pest Bemisia tabaci.

Festsetzung des Ei Befruchtung Tabak Tabaci mit einer zytogenetischen Technik

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant ...

Genetik

A Loop-mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many countries around the world. Severe yield losses are caused by direct feeding, and even more importantly, also by the transmission of more than 100 harmful plant pathogenic viruses. As for other invasive pests, increased international trade facilitates the dispersal of B. tabaci to areas beyond its native range. Inspections of plant import products at points of entry such as seaports and airports are, therefore, seen as an important prevention measure. However, this last line of defense against pest invasions is only effective if rapid identification methods for suspicious insect specimens are readily available. Because the morphological differentiation between the regulated B. tabaci and close relatives without quarantine status is difficult for non-taxonomists, a rapid molecular identification assay based on the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology has been developed. This publication reports the detailed protocol of the novel assay describing rapid DNA extraction, set-up of the LAMP reaction, as well as interpretation of its read-out, which allows identifying B. tabaci specimens within one hour. Compared to existing protocols for the detection of specific B. tabaci biotypes, the developed method targets the whole B. tabaci species complex in one assay. Moreover the assay is designed to be applied on-site by plant health inspectors with minimal laboratory training directly at points of entry. Thorough validation performed under laboratory and on-site conditions demonstrates that the reported LAMP assay is a rapid and reliable identification tool, improving the management of B. tabaci.

A Loop-mediated Isothermal Amplification LAMP Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

This paper reports the protocol for a rapid identification assay for Bemisia tabaci based on loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology. The protocol requires minimal laboratory training and can, therefore, be implemented on-site at points of entry for plant imports such as seaports and airports.

Ein Loop-vermittelten isothermen Verstärkung (Lampe) Assay für schnelle Identifizierung von Tabak tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many ...

Bioassays for Monitoring Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products are labeled for an individual pest within a particular crop system, chemical control options are limited. Therefore, the same product(s) are used repeatedly and continual selection pressure is placed on the target pest. There are both financial and environmental costs associated with the development of resistant populations. The cost of pesticide resistance has been estimated at approximately $ 1.5 billion annually in the United States. This paper will describe protocols, currently used to monitor arthropod (specifically insects) populations for the development of resistance. The adult vial test is used to measure the toxicity to contact insecticides and a modification of this test is used for plant-systemic insecticides. In these bioassays, insects are exposed to technical grade insecticide and responses (mortality) recorded at a specific post-exposure interval. The mortality data are subjected to Log Dose probit analysis to generate estimates of a lethal concentration that provides mortality to 50% (LC50) of the target populations and a series of confidence limits (CL's) as estimates of data variability. When these data are collected for a range of insecticide-susceptible populations, the LC50 can be used as baseline data for future monitoring purposes. After populations have been exposed to products, the results can be compared to a previously determined LC50 using the same methodology.

This manuscript demonstrates and discusses techniques used to survey pesticide susceptibility and detect resistance to contact and systemic pesticides in arthropod pests.

Bioassays zur Überwachung Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products ...

Biologie

Protocols for Investigating the Host-tissue Distribution, Transmission-mode, and Effect on the Host Fitness of a Densovirus in the Cotton Bollworm

Many novel viruses have been discovered in animal hosts using next-generation sequencing technologies. Previously, we reported a mutualistic virus, Helicoverpa armigera densovirus (HaDV2), in a lepidopteran species, the cotton bollworm, Helicoverpa armigera (Hubner). Here, we describe the protocols that are currently used to study the effect of HaDV2 on its host. First, we establish a HaDV2-free cotton bollworm colony from a single breeding pair. Then, we orally inoculate some neonate larval offspring with HaDV2-containing filtered liquid to produce two colonies with the same genetic background: one HaDV2-infected, the other uninfected. A protocol to compare life table parameters (e.g., larval, pupal, and adult periods and fecundity) between the HaDV2-infected and -uninfected individuals is also presented, as are the protocols for determining the host-tissue distribution and transmission efficiency of HaDV2. These protocols would also be suitable for investigating the effects of other orally transmitted viruses on their insect hosts, lepidopteran hosts in particular.

Here, we present a protocol to investigate the host-tissue distribution, transmission mode, and effect on the host fitness of a densovirus within a lepidopteran species, the cotton bollworm. This protocol can also be used for studying the interaction between other orally-transmitted viruses and their insect hosts.

Protokolle für die Untersuchung die Host-Gewebeverteilung, Transmission-Modus und Effekt auf der Host-Fitness eines Densovirus im Cotton Bollworm

Many novel viruses have been discovered in animal hosts using next-generation sequencing technologies. Previously, we reported a mutualistic virus, ...

Immunologie und Infektion

Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several genera of these whitefly-transmitted plant viruses (Begomovirus, Carlavirus, Crinivirus, Ipomovirus, Torradovirus) include several hundred species of emerging and economically significant pathogens of important food and fiber crops (reviewed by9,10,16). These viruses do not replicate in their vector but nevertheless are moved readily from plant to plant by the adult whitefly by various means (reviewed by2,6,7,9,10,11,17). For most of these viruses whitefly feeding is required for acquisition and inoculation, while for others only probing is required. Many of these viruses are unable or cannot be easily transmitted by other means. Therefore maintenance of virus cultures, biological and molecular characterization (identification of host range and symptoms)3,13, ecology2,12, require that the viruses be transmitted to experimental hosts using the whitefly vector. In addition the development of new approaches to management, such as evaluation of new chemicals14 or compounds15, new cultural approaches1,4,19, or the selection and development of resistant cultivars7,8,18, requires the use of whiteflies for virus transmission. The use of whitefly transmission of plant viruses for the selection and development of resistant cultivars in breeding programs is particularly challenging7. Effective selection and screening for resistance employs large numbers of plants and there is a need for 100% of the plants to be inoculated in order to find the few genotypes which possess resistance genes. These studies use very large numbers of viruliferous whiteflies, often several times per year.
Whitefly maintenance described here can generate hundreds or thousands of adult whiteflies on plants each week, year round, without the contamination of other plant viruses. Plants free of both whiteflies and virus must be produced to introduce into the whitefly colony each week. Whitefly cultures must be kept free of whitefly pathogens, parasites, and parasitoids that can reduce whitefly populations and/or reduce the transmission efficiency of the virus. Colonies produced in the manner described can be quickly scaled to increase or decrease population numbers as needed, and can be adjusted to accommodate the feeding preferences of the whitefly based on the plant host of the virus.
There are two basic types of whitefly colonies that can be maintained: a nonviruliferous and a viruliferous whitefly colony. The nonviruliferous colony is composed of whiteflies reared on virus-free plants and allows the weekly availability of whiteflies which can be used to transmit viruses from different cultures. The viruliferous whitefly colony, composed of whiteflies reared on virus-infected plants, allows weekly availability of whiteflies which have acquired the virus thus omitting one step in the virus transmission process.

Improving our understanding of and our ability to manage many of the insect-transmitted plant viruses requires the use of the vector. Insect transmission of plant viruses is a tritrophic interaction, and as such requires the manipulation of insects, virus, and plant. Vectors must be reared in large numbers and manipulated in such a way as to insure high rates of transmission to test plants. The basics of rearing and manipulating the whitefly, Bemisa tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae), a vector of plant viruses belonging to several emerging plant virus genera, representing a large number of economically significant viruses is presented.

Sendeanlage Viren Mit Weiße Fliegen

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several ...

Localization and Quantification of Begomoviruses in Whitefly Tissues by Immunofluorescence and Quantitative PCR

Begomoviruses (genus Begomovirus, family Geminiviridae) are transmitted by whiteflies of the Bemisia tabaci complex in a persistent, circulative manner. Considering the extensive damage caused by begomoviruses to crop production worldwide, it is imperative to understand the interaction between begomoviruses and their whitefly vector. To do so, localization and quantification of the virus in the vector tissues is crucial. Here, using tomato yellow leaf curl virus (TYLCV) as an example, we describe a detailed protocol to localize begomoviruses in whitefly midguts, primary salivary glands, and ovaries by immunofluorescence. The method is based on the use of specific antibodies against a virus coat protein, dye-labeled secondary antibodies, and a confocal microscope. The protocol can also be used to colocalize begomoviral and whitefly proteins. We further describe a protocol for the quantification of TYLCV in whitefly midguts, primary salivary glands, hemolymph, and ovaries by quantitative PCR (qPCR). Using primers specifically designed for TYLCV, the protocols for quantification allow the comparison of the amount of TYLCV in different tissues of the whitefly. The described protocol is potentially useful for the quantification of begomoviruses in the body of a whitefly and a virus-infected plant. These protocols can be used to analyze the circulation pathway of begomoviruses in the whitefly or as a complement to other methods to study whitefly-begomovirus interactions.

We describe an immunofluorescence and quantitative PCR method for the localization and quantification of begomoviruses in insect tissues. The immunofluorescence protocol can be used to colocalize viral and vector proteins. The quantitative PCR protocol can be extended to quantify viruses in whole whitefly bodies and virus-infected plants.

Lokalisation und Quantifizierung von Begomoviren in Whitefly-Geweben durch Immunfluoreszenz und quantitative PCR

Begomoviruses (genus Begomovirus, family Geminiviridae) are transmitted by whiteflies of the Bemisia tabaci complex in a persistent, circulative manner. ...

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to study the functions and evolution of bacterial symbionts in their host. As most symbionts cannot be cultured in vitro, methods to isolate an adequate quantity of bacteria for genome sequencing are very important. In the whitefly Bemisia tabaci, a number of endosymbionts have been identified and are predicted to be of importance in the development and reproduction of the pests through multiple approaches. However, the mechanism underpinning the associations remains largely unknown. The obstacle partially comes from the fact that the endosymbionts in whitefly, mostly restrained in bacteriocytes, are hard to separate from the host cells. Here we report a step-by-step protocol for the identification, extraction and purification of endosymbionts from the whitefly B. tabaci mainly by dissection and filtration. Endosymbiont samples prepared by this method, although still a mixture of different endosymbiont species, are suitable for subsequent genome sequencing and analysis of the possible roles of endosymbionts in B. tabaci. This method may also be used to isolate endosymbionts from other insects.

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Here, we present a protocol to isolate endosymbionts from the whitefly Bemisia tabaci through dissection and filtration. After amplification, the DNA samples are suitable for subsequent sequencing and study of the mutualism between endosymbionts and whitefly.

Methoden zur Extraktion von Endosymbionten aus der Whitefly<em&gt; Bemisia tabaci</em

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

Topische Anwendung Bioassay zur Quantifizierung der Insektizidtoxizität für Moskitos und Fruchtfliegen

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Abschätzung phytochemischer Effekte auf Helicoverpa armigera durch Fütterungsassay

Developing a Feeding Assay System for Evaluating the Insecticidal Effect of Phytochemicals on Helicoverpa armigera

Helicoverpa armigera, a lepidopteran insect, is a polyphagous pest with a worldwide distribution. This herbivorous insect is a threat to plants and agricultural productivity. In response, plants produce several phytochemicals that negatively impact the insect's growth and survival. This protocol demonstrates an obligate feeding assay method to evaluate the effect of a phytochemical (quercetin) on insect growth, development, and survival. Under controlled conditions, the neonates were maintained until the second instar on a pre-defined artificial diet. These second-instar larvae were allowed to feed on a control and quercetin-containing artificial diet for 10 days. The insects' body weight, developmental stage, frass weight, and mortality were recorded on alternate days. The change in body weight, the difference in feeding pattern, and developmental phenotypes were evaluated throughout the assay time. The described obligatory feeding assay simulates a natural mode of ingestion and can be scaled up to a large number of insects. It permits one to analyze phytochemicals' effect on the growth dynamics, developmental transition, and overall fitness of H. armigera. Furthermore, this setup can also be utilized to evaluate alterations in nutritional parameters and digestive physiology processes. This article provides a detailed methodology for feeding assay systems, which may have applications in toxicological studies, insecticidal molecule screening, and understanding chemical effects in plant-insect interactions.

Autor im Rampenlicht: Entwicklung und Herausforderungen von Fütterungsassays für die Schädlingsbekämpfung von Insekten 

This protocol describes the obligate feeding assay to evaluate the potentially toxic effect of a phytochemical on the lepidopteran insect larvae. This is a highly scalable insect bioassay, easy to optimize the sublethal and lethal dose, deterrent activity, and physiological effect. This could be used for screening eco-friendly insecticides.

Entwicklung eines Fütterungs-Assay-Systems zur Bewertung der insektiziden Wirkung von sekundären Pflanzenstoffen auf Helicoverpa armigera

Helicoverpa armigera, a lepidopteran insect, is a polyphagous pest with a worldwide distribution. This herbivorous insect is a threat to plants and ...

Methodik zur Entwicklung von Sterbetafeln für festsitzende Insekten im Feld mit der Mottenschildläuse Tabak Tabaci, in Baumwolle als ein Modellsystem

Zusammenfassung

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