Name: methodology for developing life tables for sessile insects in the field using the whitefly, bemisia tabaci, in cotton as a model system
Uploaded: 2017-11-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
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Ringraziamo D. Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, C. Jara, D. Meade, G. Owens, L. Rodarte, D. Sieglaff, r. Sonoqui, M. Stefanek, B. Stuart, J. Trejo, r. Slade e Yescas E. per assistenza tecnica. Supporto parziale è stato fornito da USDA-agricole ricerca servizio, USDA Istituto nazionale per l'alimentazione e l'agricoltura estensione IPM programma e Pest Management alternative speciali progetti, Cotton Incorporated, Arizona Associazione dei coltivatori di cotone, cotone Fondazioni, USDA-cri, NAPIAP (regione occidentale) e progetti speciali regione occidentale IPM.

Nota: le tecniche descritte di seguito sono considerate parziale vita tabelle perché non includere in modo esplicito la riproduzione o la mortalità degli stadi adulti. La coorte di termine è equivalente a generazione perché esamina mortalità dall'uovo alla fase adulta.
 1. stabilire campo siti <ol><li>tabelle di vita condotta in qualsiasi momento durante la crescita del raccolto una volta che gli insetti sono presenti. La scelta di quando effettuare gli studi dipenderà di scopi e obiettivi della ricerca.</li>
	<li>Selezionare le due righe del raccolto vicino al centro della trama per minimizzare gli effetti di bordo dalle circostanti piazzole o aree incolte. Contrassegnare la testa di ogni riga con un flag di filo o un paletto di legno per facilitare la rilocazione facile una volta che il raccolto ottiene grande.</li>
	<li>Spostare 3-4 m dal bordo della trama parallela alla riga. Utilizzare una riga per stabilire coorti di uovo e il secondo per stabilire coorti ninfa</li></ol> 2. Stabilire uovo coorti <ol><li>usare una lente d'ingrandimento: 8x per cercare appena le uova deposte sul lato inferiore delle foglie nella parte superiore del gambo principale della pianta del cotone (in genere il secondo o terzo nodo dall'alto). 
	Nota: Fasi di vita di b. tabaci sono generalmente distribuiti verticalmente nel baldacchino pianta con le uova nella parte superiore della pianta e progressivamente più grandi fasi nymphal qui sotto. In questo modo perché la pianta aggiunge foglie sopra il sito di deposizione delle uova iniziale come cresce e 1 st instar ninfe trasferirsi sull'anta stessa con l'uovo.
	<ol><li>Uso un potere superiore 15 X lente per osservare uova fresche e verificare i dati prima di utilizzare l'obiettivo 8x per contrassegnare l'insetto. Uova fresche hanno una brillante colorazione bianca sotto la lente e si distinguono dalle uova che sono vecchio (figure 1A e 1B). Uova di scuriscono un colore tannish Man mano che maturano.</li>
	</ol></li> <li>Utilizzare un pennarello indelebile nero non tossico, ultra-fine-punto per disegnare un piccolo cerchio intorno all'uovo. Disegnare il cerchio piccolo abbastanza per minimizzare la probabilità di una donna che posa un altro uovo all'interno del cerchio più tardi.
	<ol><li>Tagliare un buco o fessura nel lato del 8 X lente d'ingrandimento con un seghetto o un trapano affinché la penna può essere inserita e visto attraverso la lente quando si disegna ( Figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Ripetere questo processo sulla foglia stessa, se possibile, per contrassegnare altre uova, segnando un totale di non più di quattro uova su una singola foglia e non più di un uovo per settore di foglia. Per il cotone, la foglia è suddivisa in quattro settori da tre nervature principali ( Figura 3).</li>
	<li>Legare una piccola etichetta di cartone leggera intorno il picciolo della foglia contenenti uova contrassegnato. Numero del tag e includono notazione per il numero di trama o trattamento secondo il disegno sperimentale ( Figura 2B).</li>
	<li>Legare una lunghezza lunga di 1 m di nastro diminuente attorno al fusto principale nella parte superiore della pianta. Utilizzare un legame di arco-stile, in modo che il nastro può essere facilmente spostato come necessario tenerlo visibile per ripetute visite a questa posizione nel campo.</li>
	Numero di <li>foglia di record e informazioni posizionali su un notebook portatile analogico o elettronico (tabella 1). Informazioni posizionali utilizza i settori della foglia più finemente nota posizione (ad es., 1-1, 1-2, 1-4 denotano le uova nei settori 1, 2 e 4 sul foglio #1).</li>
	<li>Stabilire ogni coorte in un solo giorno. 
	Nota: Un gruppo in un determinato terreno è composto da un minimo di 50 uova totale.
	<ol><li>Non più di una foglia di uso per pianta per distribuire meglio i membri della coorte. 
		Nota: A seconda della densità dell'insetto, questo può essere costituito da ovunque da 13 foglie con 3-4 uova ciascuno o 50 fogli con un uovo ogni. Le diverse piante sono selezionate per distribuire le foglie contrassegnate lungo tanto della riga possibile.</li>
	</ol></li></ol> 3. Stabilire la ninfa coorti <ol><li>uso un 8x lente d'ingrandimento per cercare appena depositato 1 st instar ninfe sulla parte inferiore delle foglie circa 3-5 foglie verso il basso dalla parte superiore del gambo principale della pianta del cotone. Utilizzare una lente X 15 per verificare identificazione prima marcatura utilizzando l'8x lente.</li>
	<li>Utilizzare un pennarello indelebile nero non tossico, ultra-fine-punto per disegnare un piccolo cerchio intorno la ninfa. Disegnare il cerchio piccolo abbastanza per minimizzare la probabilità di un crawler sedimentazione all'interno del cerchio più tardi. 
	Nota: Appena schiusi 1 st instar ninfe sono chiamate crawler, che può spostare diversi cm durante le prime ore dopo uova schiudono. Esso allora &#34; si deposita &#34; su un sito dove alimentano e muta senza mai muoversi nuovamente fino a quando l'adulto emerge. Questi depositati 1 st instar ninfe ( Figura 1) si distinguono dal crawler. In primo luogo, essi sono immobili e secondo, sono più 2-dimensionale e laici stretti e piatto sulla foglia e hanno un colore ambrato leggermente più traslucido.
	<ol><li>Tagliare un buco o fessura nel lato del 8 X lente d'ingrandimento con un seghetto o un trapano affinché la penna può essere inserita e visto attraverso la lente quando si disegna ( Figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Ripetere questo processo sulla foglia stessa, se possibile, per contrassegnare altre ninfe, ninfe non più di quattro su un foglio singolo e non più di una ninfa per settore di foglia di marcatura. Per il cotone, la foglia è suddivisa in quattro settori da tre nervature principali ( Figura 3).</li>
	<li>Legare una piccola etichetta di cartone leggera intorno il picciolo della foglia contenenti contrassegnata Ninfa. Numero del tag e includono notazione per il numero di trama o trattamento secondo il disegno sperimentale ( Figura 2B).</li>
	<li>Legare una lunghezza lunga di 1 m di nastro diminuente attorno al fusto principale nella parte superiore della pianta. Utilizzare un legame di arco-stile, in modo che il nastro può essere facilmente spostato come necessario tenerlo visibile per ripetute visite a questa posizione nel campo.</li>
	Numero di <li>foglia di record e informazioni posizionali su un notebook portatile analogico o elettronico (tabella 1). Informazioni posizionali utilizza i settori della foglia più finemente nota posizione (ad es., 1-1, 1-2, 1-4 denotano ninfe nei settori 1, 2 e 4 sul foglio #1).</li>
	<li>Per garantire che si stabilirono 1 st instar ninfe e non crawler sono contrassegnati, tornare indietro per ogni foglia contrassegnato e osservare l'insetto contrassegnato circa 1-2 h dopo la configurazione iniziale. Sottolineando di depositato ninfe possono essere necessarie.</li>
	<li>Stabilire ogni coorte in un solo giorno. 
	Nota: Un gruppo in un determinato terreno è composto da un minimo di 50 ninfe totale. Non più di una foglia è utilizzata per pianta per distribuire meglio i membri della coorte. A seconda della densità dell'insetto, questo può essere costituito da ovunque da 13 foglie con 3-4 ninfe ogni o 50 fogli con una ninfa ogni. Le diverse piante sono selezionate per distribuire le foglie contrassegnate lungo tanto della riga come possibile. A causa di 1 ° instar crawler stadio, le uova contrassegnate nel protocollo 2 non sono gli stessi insetti che sono poi seguiti come ninfas. così, nessuna mortalità crawler è misurata e la tabella di vita è leggermente sconnesso in tempo perché uovo e ninfa coorti sono in genere stabiliti nello stesso giorno. La ricerca ha dimostrato il crawler mortalità è trascurabile e può essere essenzialmente ignorato 30.</li>
</ol> 4. Osservazione e registrazione di Egg Hatch e mortalità <ol><li>dopo 8-10 d (28-32 ° C; condizioni medie di estate Arizona) dopo l'istituzione delle coorti di uovo, raccogliere le foglie contenenti uova contrassegnate e tornare al laboratorio per l'osservazione sotto un microscopio per dissezione. Le uova sono troppo piccole per valutare chiaramente la mortalità e le cause di mortalità nel campo.</li>
	<li>Determinare le cause di morte per le uova e registrare sul quaderno avviata presso stabilimento di coorte (tabella 1). 
	Nota: La morte è caratterizzato come dislocazione, predazione o inviability. Dislocazione: l'uovo è mancante a causa di eventi atmosferici (vento, che soffia polvere, pioggia) o masticare predazione. Predazione: predatori succhiare lasciano alle spalle un corion compresso ( Figura 4 K). Uova covate possono apparire crollate, ma ci sarà una fessura verticale in corion dell'uovo. Utilizzare un pin minuten per stuzzicare il corion sulla foglia sotto il microscopio per cercare questa fessura. Inviability: le uova non si schiudono dopo il periodo di 8-10 d e sono di un colore marrone scuro. Sotto Arizona estate condizioni (28-32 ° C) uova sarebbero normalmente schiudono in 5-7 giorni. Questo può essere diverso in altre regioni e potrà essere necessario in tempo di raccolta dal campo.</li>
</ol> 5. Osservazione e registrazione di sviluppo Ninfale e mortalità <ol><li>uno o due giorni dopo l'istituzione di coorte, utilizzare una lente X 15 per valutare lo sviluppo di ninfe e assegnare una causa di mortalità se morto. Formulare osservazioni almeno tre volte alla settimana (ogni altro giorno).
	Dimensione relativa <ol><li>uso ( Figura 1 -G) e il momento dopo l'istituzione di valutare instar. 
		Nota: Ci sono quattro postembrionale Ninfale e sviluppo è rapido in condizioni di estate di Arizona (28-32 ° C) con ciascuno dei primi tre stadi durano circa 2 d e lo stadio finale dura 3-5 p (totale sviluppo Ninfale 2 settimane o meno). Nuovi osservatori dovrebbero imparare instar dimensioni osservando insetti allevati in laboratorio o serra sulla pianta ospite di interesse. Il volume relativo nell'addome di bacteriosomes (organi harboring simbionte delle mosche bianche) rispetto alla dimensione complessiva di corpo è un indicatore utile di nymphal instar ( Figura 1 -G). Ninfe appena standard sono molto piatto e traslucido. Sono ninfe pronte a molt più turgida, a cupola nel profilo e opachi.</li>
		<li>Determinare le cause di morte per le ninfe e registrare sul quaderno avviata presso stabilimento di coorte (tabella 1). 
		Nota: La morte è caratterizzata come dislocazione, parassitismo, predazione o sconosciuto a seconda instar ( Figura 4). Dislocazione: ninfe di ogni fase sono mancanti a causa di eventi atmosferici (vento, che soffia polvere, pioggia) o masticare predazione. Stimare la fase delle ninfe sloggiate come la fase media di ninfe morte e dal vivo su una data di osservazione dato. Parassitismo: solo osservabile in 4 th instar ninfe. Il bacterisomes giallastro accoppiati sono spostati dalla larva parassitoide in via di sviluppo ( Figura 4A); la fase larvale è a volte visibile ( Figura 4). Fase di pupa del parassitoide è distintiva e generi specifici ( Figura 4B , 4D). Predazione: succhiare predatori sarà evacuare il contenuto della Ninfa e lasciarsi alle spalle un cadavere compresso ( Figura 4 -4I). Raramente, un predatore da masticare può lasciare prove ( Figura 4J). Sconosciuto: la morte che non può essere attribuita a una delle cause sopra. In ambienti umidi, malattia fungina può essere un'ulteriore causa di morte. Questa categoria può includere anche ninfe uccidere da host-alimentazione parassitoide. Ninfe che sopravvivono emergono come adulti lasciando un distintivo a forma di t slot in esuvie ( Figura 1 H)</li></ol></li> <li>registrare la fase di sviluppo (se vivo) e causa di morte e di fase nel quaderno iniziato alla coorte stabilimento (tabella 1).</li>
	<li>Una volta che tutte le ninfe osservate su una singola foglia hanno sia morto o è emerso come un adulto whitefly, raccogliere la foglia e tornare al laboratorio. Utilizzare il maggiore ingrandimento di un microscopio per dissezione per confermare che la causa della morte notato nel campo è preciso e apportare eventuali correzioni. 
	Nota: Non ogni insetto morto non sloggiato rimarrà sulla foglia sopra il periodo di osservazione di due settimane tipico e così alcune verifiche non sarà possibile.</li>
</ol> 6. Riepilogo dei dati e analisi <ol><li>Consult risorse disponibili per aiutare nella costruzione di tavole di sopravvivenza dai dati raccolti 2 , 8 , 11 , 31. Un esempio di tabella di vita si presenta come tabella 2. 
	Nota: Robusta vita tabella analisi richiede più tabelle di vita indipendenti condotte su diversi siti e/o di tempo. Per un insetto multivoltine come b. tabaci questo potrebbe essere più tabelle di vita nel corso di una sola stagione e/o più stagioni e siti.
	<ol><li>Stima reale mortalità (d x/l 0) base al numero di insetti stabilito all'inizio della generazione. 
		Vera e propria mortalità = (d x/l 0) dove d x è il numero di morti durante fase x e l 0 è il numero di insetti all'inizio della generazione. Questi tassi di mortalità sono additivo e la somma di d x sopra le stime di fasi tasso di mortalità totale per la generazione (tabella 2).</li>
		<li>Stima apparente mortalità all'interno di una fase (q x) basato sul numero di insetti vivi all'inizio di una fase specifica (tabella 2). Stimare la fase-specifici q x o fattore interno stadio-specifico q x. Queste tariffe sono additivo solo all'interno di una fase.</li>
		<li>Determinare mortalità marginali utilizzando la formula: 
		M B = d B / (1-d A) dove M B è il tasso marginale di fattore di mortalità B, d B è l'apparente tasso di mortalità da fattore B e d A è l'apparente tasso di mortalità ha riassunto per tutti i fattori di mortalità che possono prevalere fattore B 13 , 32 (tabella 3). 
		Nota: Per sessili insetti come le mosche bianche e molti altri insetti, le cause multiple di morte all'interno di una fase di vita particolare non sono sequenziale. Invece agiscono contemporaneamente e quindi, per stimare in maniera accurata fase-specifici tassi di mortalità da uno causano 32 , 34, è necessaria la stima dei tassi marginali. Ad esempio, un parassitoide può attaccare una ninfa di mosche bianche. L'uovo parassitoide potrebbe si schiudono e le larve possono svilupparsi nell'ospite. Questa attività, inizialmente asintomatica all'osservatore,, o più probabilmente, uccidere l'insetto ospitante e dovrebbe essere accreditato come la causa della morte. Ma in alcuni casi, un predatore può attaccare questa ninfa stessa o la ninfa può essere sloggiata dalla foglia che porta l'osservatore a notare la causa della morte come predazione o dislocazione. Mortalità marginale corregge per questo.
		<ol><li>Convert tassi marginali di fase-specifici per valori di k 35 come k = - ln (1 - M), dove ln è il logaritmo naturale e M è il tasso di mortalità marginale di interesse. valori di k sono additivo e questo semplifica ulteriormente l'analisi. valori di k possono essere retro-convertiti ai tassi di mortalità proporzionale di 1 - e [-k].</li>
		</ol></li> <li>Stimare insostituibile mortalità come [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{parlare - kvalue ho })]. 
		Nota: Questo dà la porzione di mortalità totale generazionale che non si sarebbe realizzata se un fattore particolare di mortalità è stato rimosso. Ad esempio, quanto generazionale mortalità potrebbe essere perso se predazione o parassitismo sono stati rimossi a causa di un insetticida spray? Insostituibile mortalità stimata in questo modo si presuppone che non esista nessuna densità-dipendenza nella mortalità.</li>
		Fattori di <li>chiave <ol><li>utilizzano una semplice analisi grafica per tracciare il k-valore per qualsiasi uno stadio, o qualsiasi un fattore di mortalità (o un fattore di mortalità all'interno di uno stadio) contro il valore totale-K per l'intera generazione (Totale K = somma di tutti i singoli valori di k). 
			Nota: Il fattore di mortalità che imita più da vicino il modello di totale-K il migliore è il fattore chiave, il fattore che contribuiscono maggiormente ai cambiamenti nella mortalità generazionale 35. Un metodo più quantitativo regredisce k-valori individuali sul totale-K e identifica il fattore chiave come quello con il più grande valore di pendenza 3.</li>
		</ol></li> <li>Dipendenza da densità di test di regressione valori di k per i fattori di interesse sul logaritmo naturale di densità di popolazione dell'insetto misurata in modo indipendente (ad es. 13). Suggerisce una pendenza positiva significativa densità diretta dipendenza e una dipendenza inversa pendenza negativa. 
		Nota: con informazioni di tabella di vita supplementare adulto sopravvivenza e riproduzione, molti parametri aggiuntivi (ad es., tempo di generazione, tasso netto di riproduzione, istantanei tassi di aumento, la speranza di vita a un dato stadio, ecc.) e analisi (modelli matrix ed elasticità analisi 36 , 37 può essere condotta.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

In genere, lo sviluppo della vita tabelle per multivoltine insetti con ampiamente sovrapposti generazioni sono vincolate a un approccio verticale dove una popolazione viene campionata ripetutamente nel tempo e varie tecniche grafiche e matematiche vengono quindi utilizzati per reclutamento per le varie fasi di stima e dedurre i tassi di mortalità da cambiare la densità delle varie fasi vita2. La forza dell'approccio qui è che naviga questa limitazione isolando un gruppo di insetti di pari età ...

Tavole di mortalità sono uno strumento comune con una lunga storia in ecologia1,2. Tavole di sopravvivenza sono che essenzialmente una pianificazione delle nascite e morti in una popolazione nel tempo e tali dati possa essere utilizzata per quantificare un numero di parametri importanti per la comprensione e la previsione dinamica di popolazione. Tabelle di vita possono anche fornire informazioni sulle cause di morte che sono importanti per comprendere le interazioni trofiche e nello sviluppo di strategie di controllo per la gestione dei parassiti nei sistemi agricoli e naturali. Numerose tavole di sopravvivenza sul campo sono stati costruiti per insetti3,4,5, e analisi hanno fornito importanti intuizioni dinamiche, regolamento e previsione delle popolazioni di insetti in molti gestiti e sistemi naturali6,7,8,9,10,11,12,13,14. La tabella dei termini di vita viene anche spesso utilizzato per descrivere le ricerche di laboratorio basato che esaminano in gran parte pianificazioni di nascite e morti, ma in condizioni artificiali che non espongono l'insetto a forze di mortalità naturale e realistiche variabili ambientali. Generalmente, l'obiettivo delle ricerche di laboratorio è quello di stimare il potenziale biotico comparativo di una specie. La messa a fuoco dei metodi descritti qui è per campo basata di indagini che definiscono realizzata potenziale relativo all'ambiente.
Tabelle di vita possono essere caratterizzate come orizzontale, in cui un gruppo reale di uguali individui invecchiati sono seguito dall'inizio della loro vita fino alla morte, o verticale, dove vengono prelevati campioni frequenti attraverso il tempo di una popolazione con una struttura della presunta età stabile e quindi vitale tariffe vengono dedotti dalle coorti matematicamente costruito2,15. Il tipo di tabella di vita che può essere distribuito dipende dalla natura dell'insetto. Tabelle di vita orizzontale spesso possono essere sviluppate per gli insetti univoltine (una generazione all'anno), mentre tale approccio può essere molto impegnativo per un insetto multivoltine con multiplo e ampiamente sovrapposti generazioni ogni anno. Alcuni dei metodi analitici sono state proposte e utilizzato per sviluppare tabelle di vita verticale per le popolazioni di insetti (Vedi Southwood2 per esempi). La metodologia ha dimostrata qui consente lo sviluppo di tabelle di vita basati su coorte, orizzontale nel campo per gli insetti multivoltine con caratteristiche di storia di vita specifica, in particolare, la presenza di fasi di vita sessile. Il metodo è dimostrato per un chiave dei parassiti in cotone come sistema modello.
Le mosche bianche, Bemisia tabaci biotipo B (= Bemisia argentifolii, Medio Oriente-Asia minore 116) è un parassita globale dell'agricoltura che impatti negativamente la resa e la qualità in molte colture agronomici ed orticoli, tra cui protetto da sistemi agricoli in regioni temperate17. Gli impatti dovuti a floema alimentazione che interrompe il flusso dei nutrienti, disordini dell'eziologia sconosciuta causata dall'alimentazione ninfale, trasmissione di numerosi virus vegetali e raccolto tra gli effetti di qualità dovuto il deposito di melata18,19 . L'insetto ha una gamma vasta ed è multivoltine, avendo come il 12-13 generazioni all'anno a seconda della regione e di risorse di cibo disponibili20. Sfide di gestione sono anche aggravate dal suo alto potenziale riproduttivo, la capacità di disperdere e migrare all'interno e tra sistemi agricoli, la mancanza di una fase di quiescenza (diapausa o estivazione) e la sua disposizione di sviluppare rapidamente una resistenza agli insetticidi utilizzati per soppressione21,22.
Notevoli progressi compiuti in via di sviluppo strategie di lotta integrata (IPM) gestire efficacemente ed economicamente le popolazioni di questo parassita in colture colpite23,24,25. Questi sistemi di gestione sono stati fondati su una solida comprensione fondamentale della dinamica delle popolazioni di b. tabaci e tabelle di vita sono state una tecnica chiave che hanno permesso questa comprensione. In Arizona, tavole di sopravvivenza hanno consentito la stima e l'identificazione delle forze di mortalità importante per b. tabaci in più raccolto sistemi13,26, hanno permesso la misurazione delle dinamiche di mortalità relativi a strategie di gestione, compresi gli effetti non bersaglio di insetticidi14, hanno fornito un mezzo di stima potenziali funzionali non bersaglio effetti di cotone transgenico producendo proteine insetticide27, hanno sostenuto rigorose valutazione di un programma di controllo biologico classico28 (Naranjo, dati non pubblicati) e ci ha aiutato a esplorare gli effetti comparativi di top-down e bottom-up effetti su pest dinamiche29. Tutte queste applicazioni hanno distribuito la metodologia descritta qui. L'approccio potrebbe essere utile per lo studio dell'ecologia della popolazione degli insetti in un certo numero di sistemi naturali e gestiti.

<table><tbody><tr><td>Flagging tape</td><td>Gempler, Janesville, Wisconsin USA</td><td>52273</td><td>Five colors</td></tr><tr><td>Manila merchandise tags</td><td>American Tag Company, Pico Rivera, California USA</td><td>12-104</td><td></td></tr><tr><td>Ultra fine point marker</td><td>Sanford, Bellwood, Illinois, USA</td><td>451898</td><td>Available at Office Max, Amazon</td></tr><tr><td>Peak Loupe 8X</td><td>Adorama, New York, NY USA</td><td>2018</td><td></td></tr><tr><td>Peak Loupe 15X</td><td>Adorama, New York, NY USA</td><td>19621</td><td></td></tr></tbody></table>

methodology for developing life tables for sessile insects in the field using the whitefly, bemisia tabaci, in cotton as a model system

Tabelle di vita forniscono un mezzo per misurare le pianificazioni di nascita e di morte da popolazioni nel corso del tempo. Inoltre può essere utilizzati per quantificare le fonti e i tassi di mortalità nelle popolazioni, che ha una varietà di applicazioni in ecologia, compresi gli ecosistemi agricoli. Orizzontale, o basati su coorte, vita tabelle forniscono per il metodo più diretto e preciso di quantificare i tassi di popolazione vitale perché seguire un gruppo di individui in una popolazione dalla nascita alla morte. Qui, i protocolli sono presentati per lo svolgimento e l'analisi di tabelle di vita basate su coorte nel campo che si avvale della natura sessile l'immaturo di fasi della vita di un insetto parassita globale, Bemisia tabaci. Individuali degli insetti si trovano sul lato inferiore delle foglie di cotone e sono contrassegnati da un piccolo cerchio intorno l'insetto di disegno con una penna non tossico. Questo insetto possa allora essere osservato ripetutamente nel tempo con l'ausilio di lenti a mano per misurare lo sviluppo da uno stadio a altro e per identificare le cause di fase-specifici della morte connesso con mortalità naturale e introdotto le forze. Analisi spiegano come misurare correttamente la mortalità più forze che agiscono contemporaneamente all'interno di ogni fase e come utilizzare tali dati per fornire metriche dinamiche di popolazione significativa. Il metodo non tiene direttamente conto per adulto sopravvivenza e riproduzione, che limita l'inferenza alla dinamica delle fasi acerbe. Un esempio è presentato incentrata sulla misurazione dell'impatto del bottom-up (qualità della pianta) e discendente (nemici naturali) effetti sulla mortalità dinamica di b. tabaci nel sistema di cotone.

Una coorte di esempio è presentata nella tabella 2 per visualizzare una presentazione tipica e calcolo dei risultati della tabella di vita. I dati più utili vengono acquisiti i tassi di mortalità marginale per ogni fattore all'interno di ogni fase. Mediante la conversione di queste tariffe per valori di k (protocollo sezione 6), fase-specifici mortalità sopra tutti i fattori e fattore di mortalità su tutte le fasi possono facilmente stimare, come possibile totale mor...

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Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Tabelle di vita consentono la quantificazione delle fonti e dei tassi di mortalità in popolazioni di insetti e contribuiscano alla comprensione, la predizione e la manipolazione dinamica di popolazione negli agroecosistemi. Metodi per lo svolgimento e l'analisi di tabelle di vita basate su coorte nel campo per un insetto con stadi immaturi sessili sono presentati.

Metodologia per lo sviluppo di tavole di sopravvivenza per insetti Sessile nel campo utilizzando la Whitefly, Bemisia tabaci, in cotone come un modello di sistema

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

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Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Survival Analysis

SCIENTISTS IN ACTION

11.8K Views.  USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center. Tabelle di vita consentono la quantificazione delle fonti e dei tassi di mortalità in popolazioni di insetti e contribuiscano alla comprensione, la predizione e la manipolazione dinamica di popolazione negli agroecosistemi. Metodi per lo svolgimento e l'analisi di tabelle di vita basate su coorte nel campo per un insetto con stadi immaturi sessili sono presentati.

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Remote Sensing Evaluation of Two-spotted Spider Mite Damage on Greenhouse Cotton

The objective of this study was to evaluate a ground-based multispectral optical sensor as a remote sensing tool to assess foliar damage caused by the two-spotted spider mite (TSSM), Tetranychus urticae Koch, on greenhouse grown cotton. TSSM is a polyphagous pest which occurs on a variety of field and horticultural crops. It often becomes an early season pest of cotton in damaging proportions as opposed to being a late season innocuous pest in the mid-southern United States. Evaluation of acaricides is important for maintaining the efficacy of and preventing resistance to the currently available arsenal of chemicals and newly developed control agents. Enumeration of spider mites for efficacy evaluations is laborious and time consuming. Therefore, subjective visual damage rating is commonly used to assess density of spider mites. The NDVI (Normalized Difference Vegetation Index) is the most widely used statistic to describe the spectral reflectance characteristics of vegetation canopy to assess plant stress and health consequent to spider mite infestations. Results demonstrated that a multispectral optical sensor is an effective tool in distinguishing varying levels of infestation caused by T. urticae on early season cotton. This remote sensing technique may be used in lieu of a visual rating to evaluate insecticide treatments.

This manuscript describes a multispectral optical sensor that effectively detected damage to early season cotton artificially infested with varying densities of the two-spotted spider mite populations.

Valutazione Remote Sensing of Two-macchiato Danni ragnetto su Greenhouse Cotton

The objective of this study was to evaluate a ground-based multispectral optical sensor as a remote sensing tool to assess foliar damage caused by the ...

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A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug, Cimex lectularius, Eggs and First Instars

Standard toxicity evaluations of insecticides against insect pests are primarily conducted on adult insects. Evaluations are based on a dose-response or concentration-response curve, where mortality increases as the dose or concentration of an insecticide is increased. Standard lethal concentration (LC50) and lethal dose (LD50) tests that result in 50% mortality of a test population can be challenging for evaluating toxicity of insecticides against non-adult insect life stages, such as eggs and early instar or nymphal stages. However, this information is essential for understanding insecticide efficacy in all bed bug life stages, which affects control and treatment efforts. This protocol uses a standard dipping bioassay modified for bed bug eggs and a contact insecticidal assay for treating nymphal first instars. These assays produce a concentration-response curve to further quantify LC50 values for insecticide evaluations.

A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug,  Cimex lectularius, Eggs and First Instars

Insecticide evaluations are often targeted against adult insects, rather than immature stages. Here, we present a protocol for evaluating insecticides against bed bug eggs with a comparison to the first nymphal bed bug stage. These protocols could be adjusted for other insects to evaluate insecticide efficacy in non-adult life stages.

Un metodo per la valutazione Insetticida efficacia contro Bed Bug,<em&gt; Cimex lectularius</em&gt;, Uova e First stadi

Standard toxicity evaluations of insecticides against insect pests are primarily conducted on adult insects. Evaluations are based on a dose-response or ...

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant viruses they vector. Despite numerous studies of the biology of these species in different environments, a key life history parameter, offspring sex ratios, has received little attention, yet is important for predicting population dynamics. The primary sex ratio (sex ratio at oviposition) of Bemisia tabaci has never been reported but can be found by determining the egg fertilization rate of this haplodiploid insect. The technique involves the dechorionation of eggs with bleach, a series of fixation steps, and the application of the general DNA fluorescent stain, DAPI (4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole, a DNA-binding fluorescent dye), to bind to female and male pronuclei. Here, we present the technique, and an example of its application, to test whether an endosymbiotic bacterium, Rickettsia sp. nr. bellii, influenced the primary sex ratio of B. tabaci. This method may assist in population studies of whiteflies, or in determining if sex allocation exists with certain environmental stimuli.

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

We present a simple cytogenetic technique using 4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) to determine the fertilization rate and primary sex ratio of the haplodiploid invasive pest Bemisia tabaci.

Determinare il tasso di fertilizzazione dell'uovo di Bemisia tabaci utilizzando una tecnica citogenetica

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant ...

Genetica

A Loop-mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many countries around the world. Severe yield losses are caused by direct feeding, and even more importantly, also by the transmission of more than 100 harmful plant pathogenic viruses. As for other invasive pests, increased international trade facilitates the dispersal of B. tabaci to areas beyond its native range. Inspections of plant import products at points of entry such as seaports and airports are, therefore, seen as an important prevention measure. However, this last line of defense against pest invasions is only effective if rapid identification methods for suspicious insect specimens are readily available. Because the morphological differentiation between the regulated B. tabaci and close relatives without quarantine status is difficult for non-taxonomists, a rapid molecular identification assay based on the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology has been developed. This publication reports the detailed protocol of the novel assay describing rapid DNA extraction, set-up of the LAMP reaction, as well as interpretation of its read-out, which allows identifying B. tabaci specimens within one hour. Compared to existing protocols for the detection of specific B. tabaci biotypes, the developed method targets the whole B. tabaci species complex in one assay. Moreover the assay is designed to be applied on-site by plant health inspectors with minimal laboratory training directly at points of entry. Thorough validation performed under laboratory and on-site conditions demonstrates that the reported LAMP assay is a rapid and reliable identification tool, improving the management of B. tabaci.

A Loop-mediated Isothermal Amplification LAMP Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

This paper reports the protocol for a rapid identification assay for Bemisia tabaci based on loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology. The protocol requires minimal laboratory training and can, therefore, be implemented on-site at points of entry for plant imports such as seaports and airports.

Un'analisi di amplificazione isotermica (lampada) mediata da Loop per la rapida identificazione di Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many ...

Methodology to Test Control Agents and Insecticides Against the Coffee Berry Borer Hypothenemus hampei

Prior to recommending insecticides to treat the coffee berry borer (CBB) Hypothenemus hampei, it is valuable to know the mortality and repellency of these insecticides against adult insects or their impact on reproductive output. However, currently available methods assess adult mortality only, limiting the selection of novel insecticides with a different mode of action. In this work, different experimental methods were examined to identify the diverse effects on the CBB under laboratory conditions. For this, green coffee fruits (GFs) were collected and disinfected by immersion in sodium hypochlorite solution followed by UV light irradiation. In parallel, CBB adults from a colony were disinfected by immersion in sodium hypochlorite solution. To assess fruit protection (preinfestation), the fruits were placed in plastic boxes, and the insecticides were applied. Then, the CBB adults were released at a rate of two CBBs per GF. The GFs were left under controlled conditions to evaluate CBB infestation and survival after 1, 7, 15, and 21 days. To evaluate insecticide efficacy after CBB infestation (postinfestation), CBB adults were released to the GFs in a 2:1 ratio for 3 h at 21 &#176;C. Infested fruits showing CBB adults with their abdomens partially exposed were selected and placed in 96-well racks, and the CBBs boring into the fruits were treated directly. After 20 days, the fruits were dissected, and the CBB biological stages inside each fruit were recorded. The GFs served as substrates that mimic natural conditions to evaluate toxic, chemical, and biological insecticides against the CBB.

Methodology to Test Control Agents and Insecticides Against the Coffee Berry Borer Hypothenemus hampei

A method using green coffee fruits (GFs) was developed to test the toxicity of insecticides against the coffee berry borer (CBB). Insecticides or toxic substances were applied to disinfected GFs before or after CBB infestation. Insect mortality, repellency, and reproductive capacity, in addition to other parameters, were evaluated.

Metodologia per testare agenti di controllo e insetticidi contro la bacca di caffè Borer Hypothenemus hampei

Prior to recommending insecticides to treat the coffee berry borer (CBB) Hypothenemus hampei, it is valuable to know the mortality and repellency of these ...

Evaluating the Effect of Pesticides on the Larvae of the Solitary Bees

Current ecological risk assessments of pesticides on pollinators have primarily considered only laboratory conditions. For the larvae of solitary bees, ingestion of provisions contaminated with pesticides may increase the mortality rate of the larvae, decrease the collection rate and the population of adult solitary bees in the next year from a demographic perspective. But there are limited studies on the effects of pesticides on the larvae of solitary bees. Therefore, understanding how pesticides influence the larvae of solitary bees should be considered an integral part of pesticide ecological risk assessment. This study presents a method to expose the larvae of solitary bee, Osmia excavata, to lethal or sublethal doses of pesticide, tracking larval weight gain, developmental duration, eclosion ability, and food consumption efficiency conversion of ingested food. To demonstrate the effectiveness of this method, the larvae of O. excavata were fed with provisions containing acute lethal and sublethal doses of chlorpyrifos. Then, the above indexes of the treated larvae were investigated. This technique helps to predict and mitigate the risk of pesticides to pollinators.

The present protocol explains a method to feed pesticide-contaminated provisions to the larvae of the solitary bees, Osmia excavata. The procedure examines the ecotoxicity of the pesticide to the larvae of the solitary bees.

Valutare l'effetto dei pesticidi sulle larve delle api solitarie

Current ecological risk assessments of pesticides on pollinators have primarily considered only laboratory conditions. For the larvae of solitary bees, ...

Biochimica

Bioassays for Monitoring Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products are labeled for an individual pest within a particular crop system, chemical control options are limited. Therefore, the same product(s) are used repeatedly and continual selection pressure is placed on the target pest. There are both financial and environmental costs associated with the development of resistant populations. The cost of pesticide resistance has been estimated at approximately $ 1.5 billion annually in the United States. This paper will describe protocols, currently used to monitor arthropod (specifically insects) populations for the development of resistance. The adult vial test is used to measure the toxicity to contact insecticides and a modification of this test is used for plant-systemic insecticides. In these bioassays, insects are exposed to technical grade insecticide and responses (mortality) recorded at a specific post-exposure interval. The mortality data are subjected to Log Dose probit analysis to generate estimates of a lethal concentration that provides mortality to 50% (LC50) of the target populations and a series of confidence limits (CL's) as estimates of data variability. When these data are collected for a range of insecticide-susceptible populations, the LC50 can be used as baseline data for future monitoring purposes. After populations have been exposed to products, the results can be compared to a previously determined LC50 using the same methodology.

This manuscript demonstrates and discusses techniques used to survey pesticide susceptibility and detect resistance to contact and systemic pesticides in arthropod pests.

Saggi biologici per la resistenza di monitoraggio Insetticida

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products ...

Biologia

Protocols for Investigating the Host-tissue Distribution, Transmission-mode, and Effect on the Host Fitness of a Densovirus in the Cotton Bollworm

Many novel viruses have been discovered in animal hosts using next-generation sequencing technologies. Previously, we reported a mutualistic virus, Helicoverpa armigera densovirus (HaDV2), in a lepidopteran species, the cotton bollworm, Helicoverpa armigera (Hubner). Here, we describe the protocols that are currently used to study the effect of HaDV2 on its host. First, we establish a HaDV2-free cotton bollworm colony from a single breeding pair. Then, we orally inoculate some neonate larval offspring with HaDV2-containing filtered liquid to produce two colonies with the same genetic background: one HaDV2-infected, the other uninfected. A protocol to compare life table parameters (e.g., larval, pupal, and adult periods and fecundity) between the HaDV2-infected and -uninfected individuals is also presented, as are the protocols for determining the host-tissue distribution and transmission efficiency of HaDV2. These protocols would also be suitable for investigating the effects of other orally transmitted viruses on their insect hosts, lepidopteran hosts in particular.

Here, we present a protocol to investigate the host-tissue distribution, transmission mode, and effect on the host fitness of a densovirus within a lepidopteran species, the cotton bollworm. This protocol can also be used for studying the interaction between other orally-transmitted viruses and their insect hosts.

Protocolli per Indagare la distribuzione Host-tessuti, trasmissione-mode, e Effetto sul Fitness ospite di un Densovirus in cotone bollworm

Many novel viruses have been discovered in animal hosts using next-generation sequencing technologies. Previously, we reported a mutualistic virus, ...

Immunologia e infezioni

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to study the functions and evolution of bacterial symbionts in their host. As most symbionts cannot be cultured in vitro, methods to isolate an adequate quantity of bacteria for genome sequencing are very important. In the whitefly Bemisia tabaci, a number of endosymbionts have been identified and are predicted to be of importance in the development and reproduction of the pests through multiple approaches. However, the mechanism underpinning the associations remains largely unknown. The obstacle partially comes from the fact that the endosymbionts in whitefly, mostly restrained in bacteriocytes, are hard to separate from the host cells. Here we report a step-by-step protocol for the identification, extraction and purification of endosymbionts from the whitefly B. tabaci mainly by dissection and filtration. Endosymbiont samples prepared by this method, although still a mixture of different endosymbiont species, are suitable for subsequent genome sequencing and analysis of the possible roles of endosymbionts in B. tabaci. This method may also be used to isolate endosymbionts from other insects.

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Here, we present a protocol to isolate endosymbionts from the whitefly Bemisia tabaci through dissection and filtration. After amplification, the DNA samples are suitable for subsequent sequencing and study of the mutualism between endosymbionts and whitefly.

Metodi per l&#39;estrazione di Endosymbionts dalla Whitefly<em&gt; Bemisia tabaci</em

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

Metodologia per lo sviluppo di tavole di sopravvivenza per insetti Sessile nel campo utilizzando la Whitefly, Bemisia tabaci, in cotone come un modello di sistema

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