Agradecemos a D. Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, Jara C., D. Meade, G. Owens, L. Rodarte, D. Sieglaff, Sonoqui r., M. Stefanek, Stuart B., J. Trejo, r. Slade e E. Yescas para obter assistência técnica. Suporte parcial foi fornecida pelo USDA-Service, USDA-nacional Instituto de investigação agrícola para alimentos e agricultura extensão IPM programa e Pest Management alternativas especiais projetos, Cotton Incorporated, Arizona Associação de produtores de algodão, algodão Fundações, USDA-achas, NAPIAP (região oeste) e projetos especiais de região oeste IPM.

Nota: as técnicas descritas abaixo são consideradas tabelas de vida parcial porque eles não incluem explicitamente reprodução ou mortalidade dos estágios adultos. A coorte de termo é equivalente a geração porque ele examina a mortalidade do ovo à fase adulta.
 1. estabelecer campo Sites <ol><li>conduta tabelas de vida a qualquer momento durante o crescimento da safra, uma vez que os insetos estão presentes. A escolha de quando iniciar estudos vai depender as metas e objetivos da pesquisa.</li>
	<li>Selecionar duas linhas de colheita, perto do centro da trama para minimizar os efeitos de borda do entorno terrenos ou áreas não cultivadas. Marcar a cabeça de cada linha com uma bandeira de arame ou uma estaca de madeira para facilitar a recolocação fácil uma vez que a colheita obtém grande.</li>
	<li>Entrem 3-4 m da borda do enredo paralelo à linha. Use uma linha para estabelecer coortes de ovo e o segundo para estabelecer coortes ninfa</li></ol> 2. Estabelecer coortes de ovo <ol><li>usar uma lente de mão de 8x para procurar recém colocados ovos na parte inferior das folhas, perto do topo da haste principal da planta do algodão (geralmente o segundo ou terceiro nó de cima). 
	Nota: Fases da vida de b. tabaci geralmente são distribuídos de verticalmente no dossel vegetal com ovos perto do topo da planta e progressivamente mais velhas ninfal etapas abaixo. Isto resulta porque 1 st ínstar ninfas resolver sobre a mesma folha como o ovo e a planta adiciona folhas acima do local de oviposição inicial como ele cresce.
	<ol><li>Uso um poder superior 15 X lente observar ovos frescos e verifique se a identificação antes de usar a lente de 8x para marcar o inseto. Ovos frescos têm uma coloração branca brilhante sob a lente e destacam-se os ovos que são mais velhos (Figuras 1A e 1B). Ovos escurecem uma cor Torlone, medida que amadurecem.</li>
	</ol></li> <li>, Use um marcador permanente preto atóxico, ultra-fine-ponto para desenhar um pequeno círculo ao redor do ovo. Desenhar o círculo pequeno o suficiente para minimizar a possibilidade de uma fêmea pondo outro ovo dentro do círculo adiante.
	<ol><li>Cortar um buraco ou entalhe no lado do 8 X lente de mão com um serrote ou broca para que a caneta pode ser inserida e vista através da lente ao desenho ( Figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Repita este processo na mesma folha, se possível, para marcar outros ovos, marcar um total de não mais que quatro ovos em uma única folha e não mais do que um ovo por cada sector da folha. Para o algodão, a folha é subdividida em quatro setores por três veios de uma folha grande ( Figura 3).</li>
	<li>Amarrar uma pequena etiqueta papelão leve o pecíolo da folha contendo egg(s) marcado. Número da etiqueta e incluem a notação para o número de lote ou tratamento dependendo do design experimental ( Figura 2B).</li>
	<li>Amarrar um comprimento longo de 1 m de fita de embandeiramento em torno da haste principal perto do topo da planta. Usar uma gravata de laço-estilo para que a fita pode facilmente ser realocada conforme necessário para mantê-lo visível para repetidas visitas para esse local no domínio.</li>
	Número de <li>folha de registro e informações posicionais em um notebook portátil analógico ou eletrônico (tabela 1). Informações posicionais usa os sectores da folha para localização de nota mais fino (por exemplo, 1-1, 1-2, 1-4 denotar ovos nos setores 1, 2 e 4 na folha #1).</li>
	<li>Estabelecer cada coorte em um único dia. 
	Nota: Uma coorte em um determinado lote é composta por um mínimo de 50 ovos totais.
	<ol><li>Não mais do que uma folha de uso por planta para distribuir melhor os membros da coorte. 
		Nota: Dependendo da densidade do inseto, isso pode incluir em qualquer lugar de 13 folhas com 3 a 4 ovos cada ou 50 folhas com um ovo em cada. As plantas individuais são selecionadas para distribuir as folhas marcadas ao longo da linha possível tanto.</li>
	</ol></li></ol> 3. Estabelecer a ninfa coortes <ol><li>uso uma lente de mão para procurar recentemente resolvido 1 st de 8x ínstar ninfas na parte de baixo das folhas sobre o 3-5 folhas para baixo da parte superior da haste principal da planta do algodão. Use uma lente X 15 para verificar identificação antes de marcação usando o 8 X lente.</li>
	<li>Use um marcador permanente preto atóxico, ultra-fine-ponto para desenhar um pequeno círculo ao redor da ninfa. Desenhar o círculo pequeno o suficiente para minimizar a chance de um rastreador, fixando-se mais tarde dentro do círculo. 
	Nota: Recém-eclodidos 1 st ínstar ninfas são chamadas crawlers, que podem se mover vários centímetros durante as primeiras horas após a escotilha de ovo. É então &#34; resolve &#34; em um site onde vai alimentar e muda sem nunca se mover novamente até que o adulto emerge. Estes se estabeleceram 1 st ínstar ninfas ( Figura 1) são distintas das esteiras rolantes. Primeiro, eles são imóveis e o segundo, são mais 2-dimensional e leigos apertados e plana na folha e tem uma cor ligeiramente mais translúcida e âmbar.
	<ol><li>Cortar um buraco ou entalhe no lado do 8 X lente de mão com um serrote ou broca para que a caneta pode ser inserida e vista através da lente ao desenho ( Figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Repita este processo na mesma folha, se possível, para marcar outras ninfas, não mais que quatro ninfas em uma única folha e não mais de uma ninfa por setor de folha de marcação. Para o algodão, a folha é subdividida em quatro setores por três veios de uma folha grande ( Figura 3).</li>
	<li>Amarrar uma pequena etiqueta papelão leve o pecíolo da folha contendo a ninfa marcada. Número da etiqueta e incluem a notação para o número de lote ou tratamento dependendo do design experimental ( Figura 2B).</li>
	<li>Amarrar um comprimento longo de 1 m de fita de embandeiramento em torno da haste principal perto do topo da planta. Usar uma gravata de laço-estilo para que a fita pode facilmente ser realocada conforme necessário para mantê-lo visível para repetidas visitas para esse local no domínio.</li>
	Número de <li>folha de registro e informações posicionais em um notebook portátil analógico ou eletrônico (tabela 1). Informações posicionais usa os sectores da folha para localização de nota mais fino (por exemplo, 1-1, 1-2, 1-4 denotar ninfas nos setores 1, 2 e 4 na folha #1).</li>
	<li>Para garantir que se instalaram 1 st ínstar ninfas e rastreadores não são marcados, voltar a cada folha marcada e observar o inseto marcado cerca de 1-2h após a instalação inicial. Remarcação de resolvido ninfas podem ser necessárias.</li>
	<li>Estabelecer cada coorte em um único dia. 
	Nota: Uma coorte em um determinado lote é composta por um mínimo de 50 ninfas totais. Não mais do que uma folha é usada por planta para distribuir melhor os membros da coorte. Dependendo da densidade do inseto, isso pode incluir em qualquer lugar de 13 folhas com 3-4 ninfas cada ou 50 folhas com uma ninfa cada. As plantas individuais são selecionadas para distribuir as folhas marcadas ao longo da linha possível tanto. Por causa de 1 st ínstar rastreador fase, os ovos marcados no protocolo 2 não são os insetos mesmos que depois são seguidos como ninfas. assim, nenhuma mortalidade de rastreador é medida e a tabela de vida é ligeiramente separada no tempo porque o ovo e a ninfa coortes são normalmente estabelecidas no mesmo dia. A pesquisa mostrou o rastreador mortalidade é insignificante e pode ser essencialmente ignorado 30.</li>
</ol> 4. Observação e gravação de ovo Hatch e mortalidade <ol><li>depois de 8-10 d (28-32 ° C; médias condições de Verão do Arizona) após o estabelecimento das coortes de ovo, recolher folhas que contenham ovos marcados e retornar para o laboratório para observação sob uma microscópio de dissecção. Os ovos são muito pequenos para avaliar claramente a mortalidade e causas de mortalidade no campo.</li>
	<li>Determinar as causas de morte para os ovos e registrar no caderno iniciado no estabelecimento de coorte (tabela 1). 
	Nota: A morte é caracterizada como desalojamento, predação ou inviabilidade. Desalojamento: o ovo está ausente devido a fenómenos meteorológicos (vento, soprando a poeira, chuva) ou mastigar a predação. Predação: predadores chupando deixam para trás um córion recolhido ( Figura 4 K). Podem aparecer ovos eclodidos recolhidos, mas vai haver um corte vertical no córion ovo. Use um alfinete minuten para arreliar o córion na folha ao microscópio para procurar essa fenda. Inviabilidade: ovos não eclodem após o período de 8 a 10 d e são uma cor marrom escura. Sob Arizona ovos de condições (28-32 ° C) de verão eclodiriam normalmente em 5-7 dias. Isto pode ser diferente em outras regiões e podem ser necessários na hora da coleta do campo ajustes.</li>
</ol> 5. Observação e gravação de desenvolvimento ninfal e mortalidade <ol><li>um a dois dias após o estabelecimento da coorte, usar uma lente X 15 para avaliar o desenvolvimento de ninfas e atribuir uma causa de mortalidade se morto. Fazer observações pelo menos três vezes por semana (todos os dias).
	<ol><li>Uso tamanho relativo ( Figura 1 -G) e depois o estabelecimento para avaliar ínstar. 
		Nota: Existem quatro ínstares ninfal e desenvolvimento é rápido em condições de Verão do Arizona (28-32 ° C) com cada um dos três primeiros estágios durando cerca de 2 d e fase final dura 3-5 d (total desenvolvimento ninfal wk 2 ou menos). Novos observadores devem aprender ínstar tamanhos pela observação de insetos criados em laboratório ou estufa sobre a planta hospedeira de interesse. O volume relativo no abdômen da bacteriosomes (simbionte abrigando os órgãos da mosca branca), em relação ao tamanho total do corpo é um indicador útil de ínstar ninfal ( Figura 1 -G). As ninfas recém derretidas são muito plana e translúcido. Pronto para muda de ninfas são mais inchado, abobadado no perfil e opacos.</li>
		<li>Determinar as causas da morte de ninfas e registrar no caderno iniciado no estabelecimento de coorte (tabela 1). 
		Nota: A morte é caracterizada como desalojamento, parasitismo, predação ou desconhecido dependendo ínstar ( Figura 4). Desalojamento: ninfas de qualquer estágio estão desaparecidas devido a fenómenos meteorológicos (vento, soprando a poeira, chuva) ou mastigar predação. Estime a fase das ninfas desalojadas como estágio médio de ninfas de vivo e mortos em uma data determinada observação. Parasitismo: só observável em 4 th ínstar ninfas. Os bacterisomes amarelados emparelhados são deslocadas pela larva de parasitoides em desenvolvimento ( Figura 4A); a fase larval é às vezes visível ( Figura 4). O estágio de pupa do parasitoide é distinto e gêneros específicos ( Figura 4B , 4D). Predação: chupando predadores irá evacuar o conteúdo da ninfa e deixar para trás um cadáver recolhido ( Figura 4 -4I). Raramente, um predador de mastigação pode deixar evidências ( Figura 4J). Desconhecido: morte que não pode ser atribuída a uma das causas acima. Em ambientes úmidos, doença fúngica pode ser uma causa adicional da morte. Esta categoria também pode incluir ninfas mortas pelo parasitoide hospedeiro-alimentação. Ninfas que sobrevivem emergem como adultos, deixando um slot distintivo em forma de t na exúvia ( Figura 1 H)</li></ol></li> <li>gravar o estágio de desenvolvimento (se vivo) e da causa da morte e palco no caderno iniciado na coorte estabelecimento (tabela 1).</li>
	<li>, Uma vez que todas as ninfas sendo observadas em uma única folha tem também morreu ou emergiu como uma mosca adulta, coleta a folha e retorna para o laboratório. Use a maior ampliação de um microscópio de dissecação para confirmar que a causa da morte observada no campo é precisa e fazer as correções. 
	Nota: Nem todo inseto morto não-desalojado permanecerá na folha ao longo do período de observação típica de duas semanas e então algumas verificações não será possíveis.</li>
</ol> 6. Resumo de dados e análises <ol><li>Consult recursos disponíveis para ajudar na construção de tabelas de vida a partir dos dados coletados de 8 , 2 , 11 , 31. Um exemplo de tabela de vida é apresentado como a tabela 2. 
	Nota: Análises de tabela de vida robusta exigem várias tabelas de vida independente, realizadas ao longo do tempo e/ou sites diferentes. Para um inseto multivoltine como b. tabaci pode ser várias tabelas de vida ao longo de uma única temporada e/ou várias temporadas e sites.
	<ol><li>Estimativa de mortalidade real (d x/l 0) com base no número de insetos estabelecida no início da geração. 
		Mortalidade real = (d x/l 0) onde d x é o número de mortos durante a fase x e l 0 é o número de insetos no início da geração. Estas taxas de mortalidade são aditivo e a soma de d x sobre estimativas de estágios a total taxa de mortalidade para a geração (tabela 2).</li>
		<li>Estimar a mortalidade aparente dentro de um estágio (q x) com base no número de insetos vivos no início de um estágio específico (tabela 2). Estimar a fase específica q x ou fator dentro estágio específico q x. Estas taxas são aditivo somente dentro de um estágio.</li>
		<li>Determinar mortalidade marginal, usando a fórmula: 
		M B = d B / (1-d A) onde M B é a taxa marginal de fator de mortalidade B, d, B é a aparente taxa de mortalidade de fator B e d A é a taxa aparente de mortalidade somada para todos os fatores de mortalidade que podem outcompete fator B 13 , 32 (tabela 3). 
		Nota: Para insetos sessile como whiteflies e muitos outros insetos, as múltiplas causas de morte dentro de um estágio de vida particular não são sequenciais. Em vez disso, eles agem simultaneamente e então estimativa das taxas marginais é necessário estimar com precisão estágio específico taxas de mortalidade por qualquer um causam 32 , 34. Por exemplo, um parasitoide pode atacar uma ninfa da mosca branca. O parasitoide ovo pode eclodem e as larvas podem se desenvolver no hospedeiro. Esta atividade, inicialmente assintomática para o observador, faz, ou seria mais provável, matar o inseto hospedeiro e devem ser creditados como a causa da morte. Mas em alguns casos, um predador pode atacar esta mesma ninfa ou a ninfa pode ser desalojada da folha levando o observador notar a causa da morte como predação ou desalojamento. Mortalidade marginal corrige para isto.
		<ol><li>Converter marginais taxas de estágio específico para valores de k 35 como k = - ln (1 - M), onde ln é o logaritmo natural e M é a taxa de mortalidade marginal de interesse. valores de k são aditivo e isto simplifica ainda mais análises. k-valores podem ser convertidos de volta para as taxas de mortalidade proporcional por 1 - e [-k].</li>
		</ol></li> <li>Estimar a mortalidade insubstituível como [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{falar - kvalue eu })]. 
		Nota: Isto dá a parte da mortalidade total de geracional que não poderia ser realizada se um fator de mortalidade específica foi removido. Por exemplo, quanto geracional mortalidade pode ser perdida se predação ou parasitismo foram removido por causa de um spray de inseticida? Insubstituível mortalidade estimada desta forma assume que não há nenhuma dependência de densidade na mortalidade.</li>
		Fatores <li>chave <ol><li>usam uma simples análise gráfica para plotar o valor de k para qualquer um estágio, ou qualquer um fator de mortalidade (ou um fator de mortalidade dentro de um estágio) contra o valor Total-K para a geração inteira (K Total = soma de todos os k-valores individuais). 
			Nota: O fator de mortalidade que mais estreitamente imita o padrão de Total-K o melhor é o factor chave, o fator que mais contribuem para mudanças na mortalidade geracional 35. Um método mais quantitativo regride k-valores individuais no Total-K e identifica o fator-chave como aquele com a maior inclinação valor 3.</li>
		</ol></li> <li>Teste de dependência de densidade por regressão-valores de k para fatores de interesse sobre o log natural de densidade de população de insetos medido de forma independente (por exemplo, 13). Uma inclinação positiva significativa sugere dependência direta de densidade e uma dependência inversa de inclinação negativa. 
		Nota: com informações de tabela de vida adicional no adulta sobrevivência e reprodução, muitos parâmetros adicionais (por exemplo, tempo de geração, taxa líquida de reprodução, instantâneas taxas de aumento, a expectativa de vida em uma determinada fase, etc.) e análises (matrix modelos e análises de elasticidade 36 , 37 podem ser conduzidos.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Normalmente, o desenvolvimento da vida tabelas para insetos multivoltine com amplamente sobreposição de gerações são restritas a uma abordagem vertical, onde uma população é amostrada várias vezes ao longo do tempo e várias técnicas gráficas e matemáticas são usados para estimar o recrutamento para as várias fases e inferir as taxas de mortalidade alterem as densidades da vida vários estágios2. A força da abordagem aqui é que ele navega esta limitação isolando um grupo de inse...

Tabelas de vida são uma ferramenta comum com uma longa história na ecologia1,2. Tabelas de vida são que essencialmente uma agenda dos nascimentos e mortes em uma população ao longo do tempo e esses dados pode ser usada para quantificar um número de parâmetros importantes para compreender e predizer a dinâmica populacional. Tabelas de vida podem também fornecer informações sobre as causas da morte que são importantes para a compreensão de interações tróficas e no desenvolvimento de estratégias de controle para gestão de pragas em sistemas agrícolas e naturais. Numerosas tabelas de vida baseada em campo foram construídas por insetos3,4,5, e análises forneceram importantes insights sobre a dinâmica, regulamento e previsão das populações de insectos em muitos gerenciado e sistemas naturais6,7,8,9,10,11,12,13,14. A tabela de vida do termo é também frequentemente usada para descrever estudos de laboratório com base que em grande parte, examinar programações de nascimentos e mortes, mas sob condições artificiais que não exponha o inseto para forças de mortalidade natural e realistas variáveis ambientais. Geralmente, o objetivo dos estudos de laboratório é estimar o potencial biótico comparativo de uma espécie. O foco dos métodos descritos aqui é para campo com base em investigações que definem perceberam o potencial relativo para o ambiente.
Tabelas de vida podem ser caracterizadas como horizontal, em que um grupo real de indivíduos de idade iguais são seguido desde o início de suas vidas até à morte, ou vertical, onde frequentes amostras através do tempo de uma população com uma estrutura de idade estável assumida e então taxas vitais são inferidas coortes matematicamente construído2,15. O tipo de tabela de vida que pode ser implantado depende da natureza do inseto. Tabelas de vida horizontal muitas vezes podem ser desenvolvidas para insetos univoltine (uma geração por ano), enquanto essa abordagem pode ser muito desafiador para um inseto multivoltine com múltiplos e amplamente sobreposição de gerações por ano. Uma série de métodos analíticos foram propostos e utilizados para o desenvolvimento de tabelas de vida vertical para as populações de insetos (ver Southwood2 para exemplos). A metodologia demonstrada aqui permite o desenvolvimento de tabelas de vida baseado em coorte, horizontal no campo para insetos multivoltine com características específicas de história de vida, nomeadamente, a presença de estágios de vida séssil. O método é demonstrado por uma praga chave no algodão como um sistema modelo.
A mosca branca, Bemisia tabaci biótipo B (= Bemisia argentifolii, Médio Oriente-Ásia menor 116) é uma praga global da agricultura que impacta negativamente o rendimento e a qualidade em muitas culturas agronômicas e horticultura, incluindo protegido por sistemas agrícolas em regiões temperadas17. Impactos ocorrem devido ao floema alimentação que interrompe o fluxo de nutrientes, distúrbios de etiologia desconhecida, causada por alimentação ninfal, transmissão de numerosos vírus de planta e efeitos de qualidade de colheita devido a deposição de melada18,19 . O inseto tem uma gama ampla de anfitrião e multivoltine, tendo até 12-13 gerações por ano, dependendo da região e alimentos disponíveis recursos20. Desafios de gerenciamento também são exacerbados por seu alto potencial reprodutivo, sua capacidade de dispersar e migrar dentro e entre sistemas agrícolas, a falta de uma fase quiescente (diapausa ou estivation) e sua disposição para desenvolver rapidamente a resistência aos inseticidas usadas para supressão21,22.
Progresso considerável tem sido feito no desenvolvimento de estratégias de protecção integrada de gestão (IPM) gerenciem eficazmente e economicamente as populações desta praga em culturas afetadas23,24,25. Estes sistemas de gestão foram baseados em uma sólida compreensão fundamental da dinâmica das populações de b. tabaci e tabelas de vida têm sido uma técnica de chave que permitiram esse entendimento. No Arizona, tabelas de vida permitiram a estimativa e identificação de mortalidade importantes forças de b. tabaci em várias culturas sistemas13,26, permitiram a medição da dinâmica de mortalidade relativo a estratégias de gestão, incluindo não-alvo os efeitos de inseticidas14, forneceram um meio de estimar potenciais efeitos funcionais do não-alvo de algodão transgênico produzem proteínas insecticidas27, apoiaram rigorosas avaliação de um programa de clássico controle biológico28 (Naranjo, dados não publicados) e ajudou a explorar os efeitos comparativos dos efeitos top-down e ascendente em pragas dinâmica29. Todas essas aplicações têm implantado a metodologia descrita aqui. A abordagem pode ser útil para o estudo da ecologia de população de insetos em um número de sistemas naturais e gerenciados.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Flagging tape</td>
			<td>Gempler, Janesville, Wisconsin USA</td>
			<td>52273</td>
			<td>Five colors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manila merchandise tags</td>
			<td>American Tag Company, Pico Rivera, California USA</td>
			<td>12-104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra fine point marker</td>
			<td>Sanford, Bellwood, Illinois, USA</td>
			<td>451898</td>
			<td>Available at Office Max, Amazon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peak Loupe 8X</td>
			<td>Adorama, New York, NY USA</td>
			<td>2018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peak Loupe 15X</td>
			<td>Adorama, New York, NY USA</td>
			<td>19621</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methodology for developing life tables for sessile insects in the field using the whitefly, bemisia tabaci, in cotton as a model system

Tabelas de vida fornecem um meio de medir as listas de nascimento e morte de populações ao longo do tempo. Eles também podem ser usados para quantificar as fontes e as taxas de mortalidade nas populações, que tem uma variedade de aplicações em ecologia, incluindo ecossistemas agrícolas. Horizontal, ou com base em coorte, vida tabelas fornecem para o método mais direto e preciso para quantificar taxas de população vital, porque eles seguem um grupo de indivíduos em uma população desde o nascimento até a morte. Aqui, os protocolos são apresentados para realização e análise de tabelas de vida baseada em coorte no campo que aproveita a natureza séssil das fases imaturas de vida de uma praga de insetos global, Bemisia tabaci. Insetos individuais estão localizados na parte inferior das folhas de algodão e são marcados por um pequeno círculo ao redor do inseto de desenho com uma caneta de tóxicos. Este inseto pode então ser observado repetidamente ao longo do tempo com o auxílio de lentes de mão para medir desenvolvimento de uma fase para a próxima e para identificar as causas específicas do estágio da morte associada com mortalidade natural e introduziu as forças. Análises explicam como medida corretamente mortalidade várias forças que atuam simultaneamente dentro de cada fase e como usar esses dados para fornecer métricas dinâmicas de população significativa. O método não conta diretamente para adulta sobrevivência e reprodução, o que limita a inferência a dinâmica dos estágios imaturos. Um exemplo é apresentado que focado em medir o impacto das (planta qualidade) de baixo para cima e de cima para baixo (inimigos naturais) efeitos sobre a dinâmica da mortalidade de b. tabaci no sistema de algodão.

Uma coorte de exemplo é apresentado na tabela 2 para mostrar uma apresentação típica e cálculo dos resultados de tabela de vida. Os dados mais úteis são capturados nas taxas de mortalidade marginal para cada fator dentro de cada estágio. Convertendo essas taxas a valores de k (protocolo seção 6), mortalidade fase específica sobre todos os factores e mortalidade de fator específico sobre todas as etapas podem ser facilmente estimados, como pode total mortalidad...

Watch this Scientific Journal Video about Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System at JoVE.com

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Tabelas de vida permitem a quantificação das fontes e as taxas de mortalidade nas populações de insetos e contribuam para a compreensão, previsão e manipulação dinâmica populacional em agroecossistemas. São apresentados métodos para realização e análise de tabelas de vida baseada em coorte no campo para um inseto com estágios de vida imatura séssil.

Metodologia para desenvolvimento de tabelas de vida para insetos sésseis no campo utilizando a mosca branca, Bemisia tabaci, em algodão como um modelo de sistema

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

methodology-for-developing-life-tables-for-sessile-insects-field

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Statistics

Environment

Unit 1

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Survival Analysis

SCIENTISTS IN ACTION

11.7K visualizações.  USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center. Tabelas de vida permitem a quantificação das fontes e as taxas de mortalidade nas populações de insetos e contribuam para a compreensão, previsão e manipulação dinâmica populacional em agroecossistemas. São apresentados métodos para realização e análise de tabelas de vida baseada em coorte no campo para um inseto com estágios de vida imatura séssil.

Vídeo: Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail millet. Recently, the 510 Mb genome of foxtail millet, S. italica, has been sequenced 1,2 and a 25x coverage genome sequence of the weedy relative S. viridis is in progress. S. viridis has a number of characteristics that make it a potentially excellent model genetic system including a rapid generation time, small stature, simple growth requirements, prolific seed production 3 and developed systems for both transient and stable transformation 4. However, the genetics of S. viridis is largely unexplored, in part, due to the lack of detailed methods for performing crosses. To date, no standard protocol has been adopted that will permit rapid production of seeds from controlled crosses.
The protocol presented here is optimized for performing genetic crosses in S. viridis, accession A10.1. We have employed a simple heat treatment with warm water for emasculation after pruning the panicle to retain 20-30 florets and labeling of flowers to eliminate seeds resulting from newly developed flowers after emasculation. After testing a series of heat treatments at permissive temperatures and varying the duration of dipping, we have established an optimum temperature and time range of 48 &deg;C for 3-6 min. By using this method, a minimum of 15 crosses can be performed by a single worker per day and an average of 3-5 outcross progeny per panicle can be recovered. Therefore, an average of 45-75 outcross progeny can be produced by one person in a single day. Broad implementation of this technique will facilitate the development of recombinant inbred line populations of S. viridis X S. viridis or S. viridis X S. italica, mapping mutations through bulk segregant analysis and creating higher order mutants for genetic analysis.

Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

We have developed a methodology for performing crosses in Setaria viridis (S. viridis). The method involves pruning the panicle prior to a hot water treatment to kill viable pollen. Crosses are performed following a well-controlled growth regime and typically result in the recovery of 1 to 7 cross-pollinated seed/s per panicle.

Métodos para a realização Cruzes em<em&gt; Setaria viridis</em&gt;, Um novo sistema de modelo para as gramíneas

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail ...

Ambiente

A Flow-through Exposure System for Evaluating Suspended Sediments Effects on Aquatic Life

This paper describes the Fish Larvae and Egg Exposure System (FLEES). The flow-through exposure system is used to investigate the effects of suspended sediment on various aquatic species and life stages in the laboratory by using pumps and automating delivery of sediment and water to simulate suspension of sediment. FLEES data are used to develop exposure-response curves between the effects on aquatic organisms and suspended sediment concentrations at the desired exposure duration. The effects data are used to evaluate management practices used to reduce the interactions between aquatic organisms and anthropogenic causes of suspended sediments. The FLEES is capable of generating total suspended solids (TSS) concentrations as low as 30 to as high as 800 mg/L, making this system an ideal choice for evaluating the effects of TSS resulting from many activities including simulating low ambient levels of TSS to evaluating sources of suspended sediments from dredging operations, vessel traffic, freshets, and storms.

A robust and flexible flow-through exposure system designed to maintain sediment in suspension is presented. The system is used to investigate the effects of suspended sediment on various aquatic species and life stages in the laboratory.

Um Sistema de Exposição Fluxo através de sedimentação de Efeitos Avaliando suspensos sobre a vida aquática

This paper describes the Fish Larvae and Egg Exposure System (FLEES). The flow-through exposure system is used to investigate the effects of suspended ...

Controlled-release of Chlorine Dioxide in a Perforated Packaging System to Extend the Storage Life and Improve the Safety of Grape Tomatoes

A controlled-release chlorine dioxide (ClO2) pouch was developed by sealing a slurry form of ClO2 into semipermeable polymer film; the release properties of the pouch were monitored in containers with or without fruit. The pouch was affixed to the inside of a perforated clamshell containing grape tomatoes, and the effect on microbial population, firmness, and weight loss was evaluated during a 14 day storage period at 20 &#176;C. Within 3 days, the ClO2 concentration in the clamshells reached 3.5 ppm and remained constant until day 10. Thereafter, it decreased to 2 ppm by day 14. The ClO2 pouch exhibited strong antimicrobial activity, reducing Escherichia coli populations by 3.08 log CFU/g and Alternaria alternata populations by 2.85 log CFU/g after 14 days of storage. The ClO2 treatment also reduced softening and weight loss and extended the overall shelf life of the tomatoes. Our results suggest that ClO2 treatment is useful for extending the shelf life and improving the microbial safety of tomatoes during storage without impairing their quality.

Here, we describe a protocol for the application of a novel, slow-release ClO2 product that reduces spoilage and extends the shelf life of fresh fruit. The slow-release ClO2 product was added to standard commercial grape tomato packaging and tested against Escherichia coli and Alternaria alternata.

A libertação controlada de dióxido de cloro em um sistema de embalagem perfurada para prolongar a vida de armazenamento e melhorar a segurança dos Tomates da uva

A controlled-release chlorine dioxide (ClO2) pouch was developed by sealing a slurry form of ClO2 into semipermeable polymer film; the release properties ...

Techniques for Investigating the Anatomy of the Ant Visual System

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye anatomy of insects. These include traditional histological techniques optimized for work on ant eyes and adapted to work in concert with other techniques such as transmission electron microscopy (TEM) and scanning electron microscopy (SEM). These techniques, although vastly useful, can be difficult for the novice microscopist, so great emphasis has been placed in this article on troubleshooting and optimization for different specimens. We provide information on imaging techniques for the entire specimen (photo-microscopy and SEM) and discuss their advantages and disadvantages. We highlight the technique used in determining lens diameters for the entire eye and discuss new techniques for improvement. Lastly, we discuss techniques involved in preparing samples for LM and TEM, sectioning, staining, and imaging these samples. We discuss the hurdles that one might come across when preparing samples and how best to navigate around them.

This article outlines a suite of techniques in light and electron microscopy to study the internal and external eye anatomy of insects. These include several traditional techniques optimized for work on ant eyes, detailed troubleshooting, and suggestions for optimization for different specimens and regions of interest.

Técnicas para investigar a anatomia do sistema Visual de formiga

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye ...

Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, and the majority of extant heteropterans retain this trophic strategy. Some heteropterans have transitioned to feeding on vertebrate blood (such as the kissing bugs, Triatominae; and bed bugs, Cimicidae) while others have reverted to feeding on plants (most Pentatomomorpha). However, with the exception of saliva used by kissing bugs to facilitate blood-feeding, little is known about heteropteran venoms compared to the venoms of spiders, scorpions and snakes.
One obstacle to the characterization of heteropteran venom toxins is the structure and function of the venom/labial glands, which are both morphologically complex and perform multiple biological roles (defense, prey capture, and extra-oral digestion). In this article, we describe three methods we have successfully used to collect heteropteran venoms. First, we present electrostimulation as a convenient way to collect venom that is often lethal when injected into prey animals, and which obviates contamination by glandular tissue. Second, we show that gentle harassment of animals is sufficient to produce venom extrusion from the proboscis and/or venom spitting in some groups of heteropterans. Third, we describe methods to harvest venom toxins by dissection of anaesthetized animals to obtain the venom glands. This method is complementary to other methods, as it may allow harvesting of toxins from taxa in which electrostimulation and harassment are ineffective. These protocols will enable researchers to harvest toxins from heteropteran insects for structure-function characterization and possible applications in medicine and agriculture.

Although many insects in the suborder Heteroptera (Insecta: Hemiptera) are venomous, their venom composition and the functions of their venom toxins are mostly unknown. This protocol describes methods to harvest heteropteran venoms for further characterization, using electrostimulation, harassment, and gland dissection.

Colheita de toxinas de veneno de barbeiros e outros insetos Heteropteran

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, ...

A Precise and Autonomous System for the Detection of Insect Emergence Patterns

Existing systems to measure insect emergence patterns have limitations; they are only partially automated and are limited in the maximum number of emerging insects they can detect. In order to obtain precise measurement of insect emergence, it is necessary for systems to be semi-automated and able to measure large numbers of emerging insects. We addressed these issues by designing and building a system that is automated and can measure emergence of up to 1200 insects. We modified the existing &#34;falling-ball&#34; system using Arduino microcontrollers to automate data collection and expand the sample size through multiple data channels. Multiple data channels enable the user to not only increase their sample size, but also allows for multiple treatments to be run simultaneously in a single experiment. Furthermore, we created an R script to automatically visualize the data as a bubble plot, while also calculating the median day and time of emergence. The current system was designed using 3D printing so the user can modify the system to be adjusted for different species of insects. The goal of this protocol is to investigate important questions in chronobiology and stress physiology, using this precise and automated system to measure insect emergence patterns.

Measurement of insect emergence patterns requires precision. Existing systems are only semi-automated and sample size is limited. We addressed these issues by designing a system using microcontrollers to precisely measure the time of emergence of large numbers of emerging insects.

Um sistema autónomo e preciso para a detecção de padrões de emergência de insetos

Existing systems to measure insect emergence patterns have limitations; they are only partially automated and are limited in the maximum number of ...

Visualizing Efficacy of Pesticides Against Disease Vector Mosquitoes in the Field

Efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects such as mosquitoes, sand flies, and filth-breeding flies is not uniform across ecological zones. To best protect public and veterinary health from these insects, the environmental limitations of pesticides need to be investigated to inform effective use of the most appropriate pesticide formulations and techniques. We have developed a research program to evaluate combinations of pesticides, pesticide application equipment, and application techniques in hot-arid desert, hot-humid tropical, warm and cool temperate, and urban locations to derive pesticide use guidelines specific to target insect and environment. To these ends we designed a system of protocols to support efficient, cost-effective, portable, and standardized evaluation of a diverse range of pesticides and equipment across multiple environments. At the core of these protocols is the use of an array of small cages with colony-reared sentinel mosquitoes (adults and immatures) and sand flies (adults), strategically arranged in natural habitats and exposed to pesticide spray. Spatial and temporal patterns of pesticide efficacy are derived from percent mortality in sentinel cages, then mapped and visualized in a geographic information system. Maps of sentinel mortality data may be statistically compared to evaluate relative efficacy of a pesticide across multiple environments, or to study multiple pesticides in a single environment. Protocols may be modified to accommodate a variety of scenarios, including, for example, the vertical orientation of sentinels in canopy habitats or simultaneous testing of ground and aerial application methods.

The efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects is not uniform across different ecological zones. Here we present a system of techniques using captive vector insects as sentinels for pesticide efficacy to derive electronic maps supporting the standard evaluation of pesticides across multiple environments.

Visualizando a eficácia de pesticidas contra mosquitos vetores de doenças no campo

Efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects such as mosquitoes, sand flies, and filth-breeding flies is not uniform ...

A Loop-mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many countries around the world. Severe yield losses are caused by direct feeding, and even more importantly, also by the transmission of more than 100 harmful plant pathogenic viruses. As for other invasive pests, increased international trade facilitates the dispersal of B. tabaci to areas beyond its native range. Inspections of plant import products at points of entry such as seaports and airports are, therefore, seen as an important prevention measure. However, this last line of defense against pest invasions is only effective if rapid identification methods for suspicious insect specimens are readily available. Because the morphological differentiation between the regulated B. tabaci and close relatives without quarantine status is difficult for non-taxonomists, a rapid molecular identification assay based on the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology has been developed. This publication reports the detailed protocol of the novel assay describing rapid DNA extraction, set-up of the LAMP reaction, as well as interpretation of its read-out, which allows identifying B. tabaci specimens within one hour. Compared to existing protocols for the detection of specific B. tabaci biotypes, the developed method targets the whole B. tabaci species complex in one assay. Moreover the assay is designed to be applied on-site by plant health inspectors with minimal laboratory training directly at points of entry. Thorough validation performed under laboratory and on-site conditions demonstrates that the reported LAMP assay is a rapid and reliable identification tool, improving the management of B. tabaci.

A Loop-mediated Isothermal Amplification LAMP Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

This paper reports the protocol for a rapid identification assay for Bemisia tabaci based on loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology. The protocol requires minimal laboratory training and can, therefore, be implemented on-site at points of entry for plant imports such as seaports and airports.

Um ensaio de amplificação isotérmica (lâmpada) mediada por Loop para identificação rápida de Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many ...

An Induction System for Clustered Stomata by Sugar Solution Immersion Treatment in Arabidopsis thaliana Seedlings

Stomatal movement mediates plant gas exchange, which is essential for photosynthesis and transpiration. Stomatal opening and closing are accomplished by a significant increase and decrease in guard cell volume, respectively. Because shuttle transport of ions and water occurs between guard cells and larger neighboring epidermal cells during stomatal movement, the spaced distribution of plant stomata is considered an optimal distribution for stomatal movement. Experimental systems for perturbing the spaced pattern of stomata are useful to examine the spacing pattern's significance. Several key genes associated with the spaced stomatal distribution have been identified, and clustered stomata can be experimentally induced by altering these genes. Alternatively, clustered stomata can be also induced by exogenous treatments without genetic modification. In this article, we describe a simple induction system for clustered stomata in Arabidopsis thaliana seedlings by immersion treatment with a sucrose-containing medium solution. Our method is easy and directly applicable to transgenic or mutant lines. Larger chloroplasts are presented as a cell biological hallmark of sucrose-induced clustered guard cells. In addition, a representative confocal microscopic image of cortical microtubules is shown as an example of intracellular observation of clustered guard cells. The radial orientation of cortical microtubules is maintained in clustered guard cells as in spaced guard cells in control conditions.

An Induction System for Clustered Stomata by Sugar Solution Immersion Treatment in Arabidopsis thaliana Seedlings

The goal of this protocol is to demonstrate how to induce clustered stomata in cotyledons of Arabidopsis thaliana seedlings by immersion treatment with a sugar-containing medium solution and how to observe intracellular structures such as chloroplasts and microtubules in the clustered guard cells using confocal laser microscopy.

Um sistema de indução de estomas agrupado por tratamento de imersão de solução de açúcar em plântulas de Arabidopsis thaliana

Stomatal movement mediates plant gas exchange, which is essential for photosynthesis and transpiration. Stomatal opening and closing are accomplished by a ...

A Gnotobiotic System for Studying Microbiome Assembly in the Phyllosphere and in Vegetable Fermentation

The phyllosphere, the above ground portion of the plant that can be colonized by microbes, is a useful model system to identify processes of microbial community assembly. This protocol outlines a system for studying microbial community dynamics in the phyllosphere of Napa cabbage plants. It describes how to grow germ-free plants in test tubes with a calcined clay and nutrient broth substrate. Inoculation of germ-free plants with specific microbial cultures provides opportunities to measure microbial growth and community dynamics in the phyllosphere. Through the use of sterile vegetable extract produced from cabbages shifts in microbial communities that occur during fermentation can also be assessed. This system is relatively simple and inexpensive to set up in the lab and can be used to address key ecological questions in microbial community assembly. It also provides opportunities to understand how phyllosphere community composition can impact the microbial diversity and quality of vegetable fermentations. This approach for developing gnotobiotic cabbage phyllosphere communities could be applied to other wild and agricultural plant species.

A method of growing germ-free Napa cabbages has been developed which enables researchers to evaluate how single microbial species or multispecies microbial communities interact on cabbage leaf surfaces. A sterile vegetable extract is also presented which can be used to measure shifts in community composition during vegetable fermentation.

Um sistema gnotobiótico para estudar a montagem do microbioma na Fistofera e na Fermentação Vegetal

The phyllosphere, the above ground portion of the plant that can be colonized by microbes, is a useful model system to identify processes of microbial ...