Agradecemos a Atsushi Miyawaki y Hiroshi Hama para su asesoramiento en los experimentos de elAbSca, Charles Yokoyama para la edición del manuscrito, Eriko Ohshima y Miyuki Kishino su asistencia técnica. Este trabajo fue apoyado por fondos de investigación de RIKEN T.H. y subvenciones para la investigación científica desde el Ministerio de educación, cultura, deportes, ciencia y tecnología (MEXT) de Japón a T.H. (áreas innovadoras "Mesoscópica Neurocircuitry"; 22115004) y S.S. (25890023).

Todos los procedimientos experimentales fueron aprobados por el RIKEN Wako Animal experimentos Comité y Comité de seguridad de RIKEN genética recombinante experimento y realizados según los lineamientos institucionales de las instalaciones de la ciencia del cerebro RIKEN Instituto.
1. preparación de imágenes de cámaras
<ol><li>
Proyección de imagen de cámara19
	<ol>
<li>Hojas de goma de silicona, preparar una cámara con un espesor de aproximadamente 5 mm y piso placas de diferentes espesores. Además, preparan platos de Petri con y sin un fondo de cristal (figura 1A).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Espaciador de la rebanada
	<ol>
<li>Preparar los espaciadores para muestras, uso de láminas de caucho de silicona con un espesor de 0,5 mm (figura 1).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. trazador inyección
Nota: Hacer las inyecciones en el colículo superior (2.2) o puente de Varolio (2.1). Inyección en las neuronas de proyección secundario-cerebral etiqueta de pons en una región del cerebro amplia incluyendo las áreas visuales y motoras, mientras que la inyección en las neuronas de proyección cerebral el colículo superior etiquetas en el área visual. Para los experimentos de control, inyectar solución salina en lugar de subunidad de la toxina de cólera marcada con fluorescencia B. Para el mantenimiento de condiciones de esterilidad utilizar equipo esterilizado y guantes de plástico limpiadas con etanol.
<ol><li>
Realizar las inyecciones en el puente de Varolio de ratones adultos.
	<ol>
<li>Dibujar 1 μl de subunidad de la toxina de cólera marcada con fluorescencia B (25 μg/μl de PBS) en una jeringa Hamilton G 26.</li>
		<li>Colocar una bomba inyector de la jeringa.</li>
		<li>Coloque la jeringa y la bomba en el soporte de herramienta de un manipulador a un instrumento estereotáxicas. Incline el manipulador 12° posteriorly en el eje vertical.</li>
		<li>Anestesiar un ratón adulto hombre o mujer (C57BL/6J o Tlx3-cre/Ai9) mediante la inyección intraperitoneal de pentobarbital sódico (60 mg/kg de peso corporal) o mediante la administración de isoflurano (2 – 3%). Espere hasta que el ratón no hace ninguna respuesta cuando la cola se quede enganchada con pinzas, lo que indica que el ratón está totalmente anestesiado.</li>
		<li>Coloque el ratón sobre el instrumento estereotáxicas.</li>
		<li>Retire con cuidado el pelo usando una cuchilla de afeitar para prevenir infección y corte 10 mm del cuero cabelludo para que el bregma y lambda son visibles. Administrar 0,1 mL de lidocaína 1% con ayuda de una pipeta. Ajuste el ángulo de la cabeza mediante el ajuste de la posición vertical de la boquilla del instrumento estereotáctica para que el bregma y lambda tienen el mismo nivel de z.</li>
		<li>Ajustar la posición del manipulador deslizando el instrumento estereotáctica para que la punta de la jeringa está cerca de la bregma y registrar la posición del manipulador. Retire la jeringa moviendo el portaherramientas en el manipulador.</li>
		<li>Mover el manipulador 5,4 mm posteriorly y 0,4 mm lateralmente. Avanzar la jeringa para que la punta está cerca del punto de entrada en el cráneo. Retraiga la jeringa y marcar el punto de entrada.</li>
		<li>En la posición marcada, perfore un orificio de aproximadamente 1 mm de diámetro.</li>
		<li>Inserte la punta de la jeringa por el orificio para que la profundidad de la punta es 6,9 mm más medido en el bregma.</li>
		<li>Inyectar 1 μl de marcadores utilizando la bomba a 0,2 μl/min.</li>
		<li>Retire la jeringa del cerebro.</li>
		<li>Si es necesario, cubrir el cerebro expuesto con pequeños fragmentos de microfibrillar pinza y pegamento instantáneo.</li>
		<li>Enjuague el cerebro expuesto con solución salina con una pipeta para prevenir infecciones y se sutura el cuero cabelludo.</li>
		<li>Quitar el mouse del instrumento estereotáxicas. Permitir que el ratón para recuperar de la anestesia en una incubadora a 30 ° c, típicamente de 1 h. No descuide el ratón hasta que ha recuperado la conciencia suficiente para mantener el recumbency esternal. Volver el ratón a la compañía de otros animales después de que ha recuperado completamente.</li>
		<li>Mantenga el ratón para 3 a 7 días.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Realizar las inyecciones en el colículo superior de ratones adultos.
	<ol>
<li>Preparar una pipeta de vidrio con un diámetro de punta de 30-50 μm.</li>
		<li>Conectar la pipeta de cristal con una jeringa Hamilton a través de un tubo de plástico (figura 2A).</li>
		<li>Llenar la pipeta de vidrio, tubo de plástico y Hamilton jeringa con el líquido de la parafina.</li>
		<li>Colocar una bomba inyector de la jeringa.</li>
		<li>Coloque la pipeta de vidrio en el manipulador e incline el manipulador 60° posteriorly en el eje vertical (figura 2B).</li>
		<li>Realizar 2.1.4–2.1.9. La posición del manipulador es posterior, 1.4 mm 0,5 mm lateral a la lambda.</li>
		<li>Colocar una película de parafina plástico pequeño en el cráneo, luego poner aproximadamente 1 μl de la solución del trazador en él. Rápidamente avanzar la pipeta de vidrio y llenarlo con por lo menos 0,5 μl de la solución del trazador.</li>
		<li>Insertar la pipeta de cristal para que la profundidad de la punta es de 3,0 mm de la superficie del cerebro.</li>
		<li>Inyectar 0,5 μl de marcadores utilizando la bomba a 0,2 μl/min.</li>
		<li>Retire la pipeta de cristal del cerebro.</li>
		<li>Realizar 2.1.13–2.1.16.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. fijación y ajuste
<ol><li>Inyecte pentobarbital sódico (60 mg/kg de peso corporal) por vía intraperitoneal en ratón (C57BL/6J o Tlx3-cre/Ai9, con o sin la inyección del trazador como se describe en el paso 2. Espere hasta que el ratón no hace ninguna respuesta cuando la cola se quede enganchada con pinzas, lo que indica que el ratón está totalmente anestesiado.</li>
	<li>Eutanasia el ratón humanamente por perfundiendo el ratón transcardially20 con solución salina al 0.9%.</li>
	<li>Fijar el ratón20 perfundiendo 4% paraformaldehido (PFA) en tampón de fosfato de 0,1 M (pH 7.5).</li>
	<li>
Cortar el cuero cabelludo utilizando un par de tijeras para exponer el cráneo descrito20.
	<ol>
<li>Corte de la línea media del cráneo expuesto mediante un par de tijeras. Quitar el cráneo con unas pinzas.</li>
		<li>Si es necesario marcar la posición de bregma y lambda, primero retire un hemisferio del cráneo. Insertar agujas finas de tungsteno en el cerebro en las posiciones de la bregma y lambda en el cráneo en el cerebro y luego retire el resto del cráneo. Nota: El cerebro puede almacenarse en PBS a 4 ° c.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Para realizar la tinción de anticuerpos de neuronas inhibidoras, cortar las muestras de cerebro.
	<ol>
<li>Coloque la muestra de cerebro en un vibratome.</li>
		<li>Cortar láminas hasta 500 μm de espesor en PBS a temperatura ambiente y proceder al paso 5 (el método AbScale).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Si anticuerpos es necesario, ajuste la muestra de cerebro bloquea (hasta 3 mm de espesor) utilizando una hoja de afeitar (figura 3) y vaya al paso 4 (método SeeDB). Nota: El cerebro puede almacenarse en PBS a 4 ° C después de corte o recorte. El método SeeDB es preferible cuando los anticuerpos no es necesario porque requiere menos tiempo que el método de elAbSca.</li>
</ol>4. claro sin anticuerpo tinción (el SeeDB)
<ol><li>Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de α-thioglycerol 0,5% y 20% (p/v) fructosa e incubar durante 4 h con agitación suave a temperatura ambiente.</li>
	<li>Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de 0.5% α-thioglycerol y fructosa 40% (w/v) e incubar durante 4 h con agitación suave a temperatura ambiente.</li>
	<li>Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de α-thioglycerol 0,5% y 60% (w/v) fructosa e incubar durante 4 h con agitación suave a temperatura ambiente.</li>
	<li>Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de α-thioglycerol 0,5% y 80% (w/v) fructosa e incubar durante 12 h con agitación suave a temperatura ambiente.</li>
	<li>Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de 0.5% α-thioglycerol y fructosa 100% (w/v) e incubar durante 12 h con agitación suave a temperatura ambiente.</li>
	<li>Transferir la muestra con una espátula a un tubo de plástico de 50 mL que contenga 20 mL de α-thioglycerol 0,5% y 80.2% (w/w) fructosa e incubar durante 24 h con agitación suave a temperatura ambiente. Nota: Manipule la muestra cuidadosamente para mantener las deformaciones tan pequeño como sea posible. No incubar muestras más de lo indicado, como muestras pueden convertirse rápidamente en opacas.</li>
	<li>Embeber la muestra en una cámara de proyección de imagen con la solución de fructosa de 80.2% (figura 1B). Si es necesario, fijar la muestra poniendo pequeños trozos de adhesivo caucho. Si la cámara es demasiado profunda, poner una placa de piso de la cámara antes de colocar las muestras.</li>
	<li>Coloque el plato Petri con una cubierta de cristal de la sala de proyección de imagen y poner agua en el plato y la imagen mediante microscopía confocal o dos fotones con una inmersión en agua durante mucho tiempo de trabajo objetivo de distancia. Longitudes de onda de excitación y emisión filtros se describen en la tabla 1. Si es necesario, use una etapa motorizada.</li>
</ol>5. despejando con el anticuerpo de tinción (el AbScale)
<ol><li>Preparar los reactivos como se describe en la tabla 2.</li>
	<li>Transferir las rebanadas con una espátula a un tubo de plástico de 5 mL que contiene 4 mL de solución de Sca/eS0 e incúbelos durante 12 horas con agitación suave a 37 ° C (Figura 4B).</li>
	<li>Quitar la solución del tubo con una pipeta, añadir 4 mL de solución de Sca/eA2 e incubar las rebanadas por 36 h con agitación suave a 37 ° C.</li>
	<li>Retirar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de solución de Sca/eB4 e incubar las rebanadas durante 24 h con agitación suave a 37 ° C.</li>
	<li>Quitar la solución del tubo con una pipeta, añadir 4 mL de solución de Sca/eA2 e incubar las rebanadas por 12 h con agitación suave a 37 ° C.</li>
	<li>Retirar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de PBS e incubar las rebanadas durante 6 h con agitación suave a temperatura ambiente.</li>
	<li>Retire con cuidado las rodajas a un tubo de plástico de 2 mL con una espátula.</li>
	<li>Incubar con anticuerpos primarios (tabla 3) en 1 mL de AbScale solución de 48-72 h a 37 ° C (figura 4) con agitación suave.</li>
	<li>Retire con cuidado las rodajas a un tubo de plástico de 5 mL con una espátula.</li>
	<li>Incubar en 4 mL de solución de AbScale h 2 2 veces a temperatura ambiente con agitación suave.</li>
	<li>Retire con cuidado las rodajas a un tubo de plástico de 2 mL con una espátula.</li>
	<li>Incubar con anticuerpos secundarios marcados con fluorescencia (Tabla de materiales, 1: 100) en 1 mL de solución de AbScale durante 48 h a 37 ° C con agitación suave.</li>
	<li>Cuidadosamente retire las rebanadas con una espátula a un tubo de plástico de 5 mL que contiene 4 mL de la solución AbScale e incubar las rebanadas durante 6 h con agitación suave a temperatura ambiente.</li>
	<li>Retirar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de la solución AbScale incubar las rebanadas durante 2 h. 2 veces con agitación suave a temperatura ambiente.</li>
	<li>Retirar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de 4% PFA e incubar las rebanadas durante 1 h con agitación suave a temperatura ambiente.</li>
	<li>Retirar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de PBS e incubar las rebanadas durante 1 h con agitación suave a temperatura ambiente.</li>
	<li>Quitar la solución del tubo con una pipeta y añadir 4 mL de la solución de Sca/eS4 e incubar las rebanadas por 12 h con agitación suave a 37 ° C.</li>
	<li>Coloque al espaciador en un portaobjetos de vidrio y coloque las rebanadas en el espaciador y sumerja las rebanadas con la solución de Sca/eS4. Sello a separador con una cubierta de vidrio (figura 1).</li>
	<li>Poner agua en la cubierta de vidrio y la imagen mediante microscopía confocal o dos fotones con una inmersión en agua durante mucho tiempo de trabajo objetivo de distancia. Si es necesario, use una etapa motorizada. Nota: Compruebe si las partes profundas de la muestra están marcadas de manera similar a las partes superficiales para confirmar la ausencia de un importante sesgo etiquetado. Nota: Penetración de los anticuerpos prueba se describe en la tabla 3.</li>
</ol>6. determinación de la posición de la célula
<ol><li>Para cada posición en las imágenes escaneadas, calcular los valores de correlación mediante una imagen tridimensional filtro14 (figura 5A-5D).</li>
	<li>Determinar las posiciones de los picos del valor de correlación (figura 5).</li>
	<li>Investigar imágenes alrededor de los picos para localizar las células (figura 5E).</li>
</ol>

<ol>
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Los autores no tienen nada que revelar.

Hemos presentado los procedimientos para obtener imágenes tridimensionales a gran escala de la organización de tipo específico de célula los principales tipos de células en capa neocortical ratón 5. En comparación con la tinción de corte convencional, el método es más útil en la determinación de la organización tridimensional del neocórtex. El método permite la adquisición de la imagen de la más amplia y las regiones más profundas del cerebro en comparación con el típico en vivo 2-fotón micr...

El Neocórtex mamífero se compone de un gran número de tipos celulares, cada uno con los patrones de expresión de genes específicos, propiedades electrofisiológicas y bioquímicas, conexiones sinápticas, y en vivo funciona1,2 ,3,4,5,6,7. Si estos tipos de células están organizados en estructuras repetidas ha sido claro. Columnas corticales, incluyendo columnas de orientación visual y somatosensoriales barriles, han repetido las estructuras, pero su organización celular permanece confuso8,9. Estos están presentes en las áreas corticales específicas y no son un sistema de todo el cerebro.
En la capa neocortical 5, la gran mayoría de las neuronas se clasifica en cuatro tipos principales. Un tipo importante de neuronas excitatorias, las neuronas de proyección el cerebral, proyecta axones a blancos subcorticales incluyendo el puente de Varolio, médula espinal y colículo superior y, por lo tanto, representa la principal salida cortical vía10. Las neuronas de proyección cortical, otro tipo importante de neuronas excitatorias, inervan la corteza10. Neuronas inhibitorias también contienen dos clases principales: las células expresan parvalbúmina y expresión de somatostatina11.
Análisis recientes indican que los tipos de cuatro células se organizan en estructuras repetidas12,13,14. Las neuronas de proyección sub-cerebral12,13,14 y proyección cortical neuronas14 organizan en microcolumns específicas tipo de celular con un diámetro de 1 – 2 células. Las células expresan parvalbúmina y expresión de somatostatina alinean específicamente con microcolumns de neuronas de proyección el cerebral pero no con microcolumns de proyección cortical neuronas14. Microcolumns se alinee periódicamente para formar un hexagonal enrejado matriz14 y están presentes en múltiples áreas corticales incluyendo áreas visuales, somatosensoriales y motor de12,de cerebro de ratón14 y el lenguaje áreas del cerebro humano13. Las neuronas en la microcolumna individual exhiben actividad sincronizada y tienen respuestas sensoriales similares14. Estas observaciones indican que tipos de células de la capa 5 se organizan en una estructura de enrejado microcolumna que representa la primera organización conocida de todo el cerebro de repetición de módulos funcionales.
Microcolumns tienen un radio de aproximadamente 10 μm y tienen una periodicidad espacial de aproximadamente 40 μm. Además, la orientación de microcolumns es paralela a sus dendritas apicales y cambia dependiendo de su posición en la corteza14. Por lo tanto, el sistema de la microcolumna es difícil analizar el láminas corticales convencionales con un espesor típico de unas decenas de micrómetros. Además, el análisis de la periodicidad requiere datos tridimensionales de una amplia gama de áreas del cerebro y, por tanto, la zona típica imagen de microscopía confocal o en vivo 2-fotón proyección de imagen es demasiado estrecho.
Recientemente, se han desarrollado técnicas para limpiar tejidos gruesos de15,16. Aquí se describe la aplicación de estos métodos para obtener imágenes tridimensionales, a gran escala los principales tipos de células en capa neocortical ratón 5 que integran el sistema de la microcolumna. Las neuronas de proyección subcerebral están marcadas por el etiquetado retrógrada o por la expresión de la proteína fluorescente verde mejorada en Crym-egfp ratones transgénicos12y proyección cortical neuronas están marcadas por la retrógrada etiquetado o por la expresión tdTomato en Tlx3-cre/Ai9 ratones17. Las células expresan parvalbúmina y expresión de somatostatina están marcadas por immunohistochemistry. El método (escala de anticuerpo S) AbScale del18 se utiliza para el anticuerpo tinción experimentos, mientras que el método de SeeDB (ver cerebral profunda)19 se utiliza para otros experimentos. Estos métodos de superar las dificultades antes mencionadas de los métodos por imágenes convencionales y revelan la exacta organización celular de la capa 514.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Crym-egfp transgenic mice</td>
			<td>MMRRC</td>
			<td>012003-UCD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tlx3-cre transgenic mice</td>
			<td>MMRRC</td>
			<td>36547-UCD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ROSA-CAG-flox-tdTomato mice</td>
			<td>Jackson Laboratory</td>
			<td>JAX #7909</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone rubber sheet</td>
			<td>AS ONE</td>
			<td>6-611-01</td>
			<td>0.5 mm thickness</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone rubber sheet</td>
			<td>AS ONE</td>
			<td>6-611-02</td>
			<td>1.0 mm thickness</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone rubber sheet</td>
			<td>AS ONE</td>
			<td>6-611-05</td>
			<td>3.0 mm thickness</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>351008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover glass</td>
			<td>Matsunami</td>
			<td>C022241</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholera toxin subunit B (recombinant), Alexa Fluor 488 conjugate</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>C22841</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholera toxin subunit B (recombinant), Alexa Fluor 555 conjugate</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>C22843</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholera toxin subunit B (recombinant), Alexa Fluor 594 conjugate</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>C22842</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholera toxin subunit B (recombinant), Alexa Fluor 647 conjugate</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>C34778</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26G Hamilton syringe</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>701N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injector pump</td>
			<td>KD Scientific</td>
			<td>KDS 310</td>
			<td>Pons injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injector pump</td>
			<td>KD Scientific</td>
			<td>KDS 100</td>
			<td>Superior colliculus injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manipulator</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>SM-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium pentobarbital</td>
			<td>Kyoritsu Seiyaku</td>
			<td>Somnopentyl</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine</td>
			<td>AstraZeneca</td>
			<td>Xylocaine injection 1% with epinephrine</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill</td>
			<td>Toyo Associates</td>
			<td>HP-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Avitene microfibrillar hemostat</td>
			<td>Davol Inc</td>
			<td>1010090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alonalfa</td>
			<td>Daiichi-Sankyo</td>
			<td>Alonalpha A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical silk</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>K881H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator</td>
			<td>UVP</td>
			<td>HB-1000 Hybridizer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass pipette</td>
			<td>Drummond Scientific Company</td>
			<td>2-000-075</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode puller</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin Liquid, light</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>26132-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Otsuka</td>
			<td>1326</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>26126-54</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten needle</td>
			<td>Inter medical</td>
			<td>&#934;0.1 *L200 mm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibratome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>VT1000S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL plastic tube</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>352070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;-thioglycerol</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>33709-62</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D(-) Fructose</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>16315-55</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BluTack</td>
			<td>Bostik</td>
			<td>CKBT-450000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Two-photon microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>A1RMP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water-immersion long working distance objectives</td>
			<td>Nikon</td>
			<td colspan="2">CFI Apo LWD 25XW, NA 1.1, WD 2 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water-immersion long working distance objectives</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>CFI LWD 16XW, NA 0.8, WD 3 mm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motorized stage</td>
			<td>COMS</td>
			<td>PT100C-50XY</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-492/SP-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF03-525/50-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF03-575/25-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-629/56</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>D605/55m</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL plastic tube</td>
			<td>AS ONE</td>
			<td>VIO-5B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL plastic tube</td>
			<td>Eppendorf&#160;</td>
			<td>0030120094</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urea</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>35905-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>35501-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glyserol</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>191612</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D(-)-sorbitol</td>
			<td>Wako</td>
			<td>191-14735</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl-&#946;-cyclodextrin</td>
			<td>Tokyo chemical industry</td>
			<td>M1356</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#947;-Cyclodextrin</td>
			<td>Wako</td>
			<td>037-10643</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-acetyl-L-hydroxyproline</td>
			<td>Skin Essential Actives</td>
			<td>33996-33-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>13445-45</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>A7906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween-20 (1.1 g/mL)</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>35624-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 555</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A21422</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 555</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A21428</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A21235</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-Mouse IgG (H+L) Highly CrossAdsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A11029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Highly CrossAdsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A21206</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>FV1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water-immersion long working distance objectives</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>XLUMPLFLN 20XW, NA 1.0, WD 2 mm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-NeuN</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>MAB377</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-NeuN</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>ABN78</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-CTIP2</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab18465</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Statb2</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab51502</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-GAD67</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>MAB5406</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-GABA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A2052</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Parvalbumin</td>
			<td>Swant</td>
			<td>235</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Parvalbumin</td>
			<td>Frontier Institute</td>
			<td>PV-Go-Af460</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Parvalbumin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P3088</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Parvalbumin</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab11427</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Somatostatin</td>
			<td>Peninsula Laboratories</td>
			<td>T-4103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-c-Fos</td>
			<td>CalbioChem</td>
			<td>PC38</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

large-scale three-dimensional imaging of cellular organization in the mouse neocortex

El Neocórtex mamífero se compone de muchos tipos de neuronas inhibitorias y excitatorias, cada uno con propiedades electrofisiológicas y bioquímicas específicas, conexiones sinápticas, y en vivo funciona, pero básicas funcionales y anatómicas Organización de celular a escala de red es mal entendida. Aquí se describe un método para la proyección de imagen tridimensional de marcada con fluorescencia de neuronas a través de grandes áreas del cerebro para la investigación de la organización celular cortical. Tipos específicos de neuronas están marcados por la inyección de trazadores neuronales retrógrados fluorescentes o la expresión de proteínas fluorescentes en ratones transgénicos. Muestras de cerebro de bloque, por ejemplo, un hemisferio, son preparadas después de la fijación, hechas transparentes con tejido claro métodos y sometidas a inmunomarcación fluorescente de los tipos celulares específicos. Grandes áreas se analizan utilizando microscopios confocales o dos fotones equipados con objetivos de distancia de trabajo grande y etapas motorizadas. Este método puede resolver la organización periódica de los módulos funcionales de la microcolumna tipo-específicas de la célula en el neocortex de ratón. El procedimiento puede ser útil para el estudio de arquitectura celular tridimensional en las áreas diversas del cerebro y otros tejidos complejos.

Etiquetado como las neuronas de proyección cortical por la expresión de tdTomato en Tlx3-creratones transgénicos /Ai9 y visualizar las neuronas de proyección el cerebral mediante la inyección del trazador retrógrado CTB488 en el puente de Varolio. El hemisferio izquierdo del cerebro fue sometido al método SeeDB y analizados utilizando un microscopio de dos fotones, equipado con una inmersión en agua durante mucho tiempo de trabajo objetivo de distancia (25 X, N.A...

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Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

Proyección de imagen tridimensional a gran escala de la organización celular en el Neocortex de ratón

Aquí describimos un procedimiento para tejido claro etiquetado fluorescente y a gran escala imagen de tejido de cerebro de ratón que, por lo tanto, permite la visualización de la organización tridimensional de tipos celulares en el neocortex.

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical ...

large-scale-three-dimensional-imaging-cellular-organization-mouse

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.3K vistas.  RIKEN Brain Science Institute. Aquí describimos un procedimiento para tejido claro etiquetado fluorescente y a gran escala imagen de tejido de cerebro de ratón que, por lo tanto, permite la visualización de la organización tridimensional de tipos celulares en el neocortex.

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Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

Múltiples imágenes del ratón neuroanatómicos de Resonancia Magnética

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

Investigación

Neurociencias

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of behaviors from the spiking activity of its neurons. One of the most effective methods to monitor spiking activity from a large number of neurons in multiple local neuronal circuits simultaneously is by using silicon electrode arrays1-3.
Action potentials produce large transmembrane voltage changes in the vicinity of cell somata. These output signals can be measured by placing a conductor in close proximity of a neuron. If there are many active (spiking) neurons in the vicinity of the tip, the electrode records combined signal from all of them, where contribution of a single neuron is weighted by its 'electrical distance'. Silicon probes are ideal recording electrodes to monitor multiple neurons because of a large number of recording sites (+64) and a small volume. Furthermore, multiple sites can be arranged over a distance of millimeters, thus allowing for the simultaneous recordings of neuronal activity in the various cortical layers or in multiple cortical columns (Fig. 1). Importantly, the geometrically precise distribution of the recording sites also allows for the determination of the spatial relationship of the isolated single neurons4. Here, we describe an acute, large-scale neuronal recording from the left and right forelimb somatosensory cortex simultaneously in an anesthetized rat with silicon probes (Fig. 2).

Extracellular recordings of neuronal activity using silicon probes in the anesthetized rat will be described. This technique allows information to be obtained across multiple brain areas from more than 100 neurons simultaneously. It provides information with single cell resolution about neuronal ensembles dynamics in multiple local circuits.

Grabación a gran escala conjuntos neuronales con sondas de silicona en la rata anestesiada

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

A gran escala de grabación de las neuronas por medio de sondas de silicio móviles en comportarse roedores

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

Time-lapse de imágenes de Migración neuroblasto en rodajas agudas del cerebro anterior ratón adulto

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

Two-photon Imaging of Cellular Dynamics in the Mouse Spinal Cord

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for live-cell imaging in the murine spinal cord. This technique is uniquely suited to analyze neural precursor cell (NPC) dynamics following transplantation into spinal cords undergoing neuroinflammatory demyelinating disorders. NPCs migrate to sites of axonal damage, proliferate, differentiate into oligodendrocytes, and participate in direct remyelination. NPCs are thereby a promising therapeutic treatment to ameliorate chronic demyelinating diseases. Because transplanted NPCs migrate to the damaged areas on the ventral side of the spinal cord, traditional intravital 2P imaging is impossible, and only information on static interactions was previously available using histochemical staining approaches. Although this method was generated to image transplanted NPCs in the ventral spinal cord, it can be applied to numerous studies of transplanted and endogenous cells throughout the entire spinal cord. In this article, we demonstrate the preparation and imaging of a spinal cord with enhanced yellow fluorescent protein-expressing axons and enhanced green fluorescent protein-expressing transplanted NPCs.

A new ex vivo preparation for imaging the mouse spinal cord. This protocol allows for two-photon imaging of live cellular interactions throughout the spinal cord.

De dos fotones de imágenes de Dinámica Celular en la médula espinal de ratón

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for ...

Imaging Ca2+ Dynamics in Cone Photoreceptor Axon Terminals of the Mouse Retina

Retinal cone photoreceptors (cones) serve daylight vision and are the basis of color discrimination. They are subject to degeneration, often leading to blindness in many retinal diseases. Calcium (Ca2+), a key second messenger in photoreceptor signaling and metabolism, has been proposed to be indirectly linked with photoreceptor degeneration in various animal models. Systematically studying these aspects of cone physiology and pathophysiology has been hampered by the difficulties of electrically recording from these small cells, in particular in the mouse where the retina is dominated by rod photoreceptors. To circumvent this issue, we established a two-photon Ca2+ imaging protocol using a transgenic mouse line that expresses the genetically encoded Ca2+ biosensor TN-XL exclusively in cones and can be crossbred with mouse models for photoreceptor degeneration. The protocol described here involves preparing vertical sections (&#8220;slices&#8221;) of retinas from mice and optical imaging of light stimulus-evoked changes in cone Ca2+ level. The protocol also allows &#8220;in-slice measurement&#8221; of absolute Ca2+ concentrations; as the recordings can be followed by calibration. This protocol enables studies into functional cone properties and is expected to contribute to the understanding of cone Ca2+ signaling as well as the potential involvement of Ca2+ in photoreceptor death and retinal degeneration.

Imaging Ca2+ Dynamics in Cone Photoreceptor Axon Terminals of the Mouse Retina

We describe a protocol to monitor Ca2+ dynamics in the axon terminals of cone photoreceptors using an ex-vivo&#160;slice preparation of the mouse retina. This protocol allows comprehensive studies of cone Ca2+ signaling in an important mammalian model system, the mouse.

Imagen Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Dinámica de Terminales cono fotorreceptor axón de la retina del ratón

Retinal cone photoreceptors (cones) serve daylight vision and are the basis of color discrimination. They are subject to degeneration, often leading to ...

Protocol for Three-dimensional Confocal Morphometric Analysis of Astrocytes

As glial cells in the brain, astrocytes have diverse functional roles in the central nervous system. In the presence of harmful stimuli, astrocytes modify their functional and structural properties, a condition called reactive astrogliosis. Here, a protocol for assessment of the morphological properties of astrocytes is presented. This protocol includes quantification of 12 different parameters i.e. the surface area and volume of the tissue covered by an astrocyte (astrocyte territory), the entire astrocyte including branches, cell body, and nucleus, as well as total length and number of branches, the intensity of fluorescence immunoreactivity of antibodies used for astrocyte detection, and astrocyte density (number/1,000 &#181;m2). For this purpose three-dimensional (3D) confocal microscopic images were created, and 3D image analysis software such as Volocity 6.3 was used for measurements. Rat brain tissue exposed to amyloid beta1-40 (A&#946;1-40) with or without a therapeutic&#160;intervention was used to present the method. This protocol can also be used for 3D morphometric analysis of other cells from either in vivo or in vitro conditions.

Astrocytes in the CNS change their functional and structural properties in response to harmful stimuli. This report presents a protocol for assessment of three-dimensional astrocyte morphology in diseased conditions or after therapeutic interventions.

Protocolo para tridimensional confocal morfométrico Análisis de astrocitos

As glial cells in the brain, astrocytes have diverse functional roles in the central nervous system. In the presence of harmful stimuli, astrocytes modify ...

Three-dimensional Imaging and Analysis of Mitochondria within Human Intraepidermal Nerve Fibers

The goal of this protocol is to study mitochondria within intraepidermal nerve fibers. Therefore, 3D imaging and analysis techniques were developed to isolate nerve-specific mitochondria and evaluate disease-induced alterations of mitochondria in the distal tip of sensory nerves. The protocol combines fluorescence immunohistochemistry, confocal microscopy and 3D image analysis techniques to visualize and quantify nerve-specific mitochondria. Detailed parameters are defined throughout the procedures in order to provide a concrete example of how to use these techniques to isolate nerve-specific mitochondria. Antibodies were used to label nerve and mitochondrial signals within tissue sections of skin punch biopsies, which was followed by indirect immunofluorescence to visualize nerves and mitochondria with a green and red fluorescent signal respectively. Z-series images were acquired with confocal microscopy and 3D analysis software was used to process and analyze the signals. It is not necessary to follow the exact parameters described within, but it is important to be consistent with the ones chosen throughout the staining, acquisition and analysis steps. The strength of this protocol is that it is applicable to a wide variety of circumstances where one fluorescent signal is used to isolate other signals that would otherwise be impossible to study alone.

This protocol uses three-dimensional (3D) imaging and analysis techniques to visualize and quantify nerve-specific mitochondria. The techniques are applicable to other situations where one fluorescent signal is used to isolate a subset of data from another fluorescent signal.

Proyección de imagen tridimensional y análisis de las mitocondrias en las fibras de nervio humano Intraepidermal

The goal of this protocol is to study mitochondria within intraepidermal nerve fibers. Therefore, 3D imaging and analysis techniques were developed to ...

Three-Dimensional Motor Nerve Organoid Generation

A fascicle of axons is one of the major structural motifs observed in the nervous system. Disruption of axon fascicles could cause developmental and neurodegenerative diseases. Although numerous studies of axons have been conducted, our understanding of formation and dysfunction of axon fascicles is still limited due to the lack of robust three-dimensional in vitro models. Here, we describe a step-by-step protocol for the rapid generation of a motor nerve organoid (MNO) from human induced pluripotent stem (iPS) cells in a microfluidic-based tissue culture chip. First, fabrication of chips used for the method is described. From human iPS cells, a motor neuron spheroid (MNS) is formed. Next, the differentiated MNS is transferred into the chip. Thereafter, axons spontaneously grow out of the spheroid and assemble into a fascicle within a microchannel equipped in the chip, which generates an MNO tissue carrying a bundle of axons extended from the spheroid. For the downstream analysis, MNOs can be taken out of the chip to be fixed for morphological analyses or dissected for biochemical analyses, as well as calcium imaging and multi-electrode array recordings. MNOs generated with this protocol can facilitate drug testing and screening and can contribute to understanding of mechanisms underlying development and diseases of axon fascicles.

This protocol provides a comprehensive procedure to fabricate human iPS cell-derived motor nerve organoid through spontaneous assembly of a robust bundle of axons extended from a spheroid in a tissue culture chip.

Generación de organoides nerviosos motores tridimensionales

A fascicle of axons is one of the major structural motifs observed in the nervous system. Disruption of axon fascicles could cause developmental and ...

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

Microglia, the only immune cells resident in the brain, actively participate in neural circuit maintenance by modifying synapses and neuronal excitability. Recent studies have revealed the differential gene expression and functional heterogeneity of microglia in different brain regions. The unique functions of the hippocampal neural network in learning and memory may be associated with the active roles of microglia in synapse remodeling. However, inflammatory responses induced by surgical procedures have been problematic in the two-photon microscopic analysis of hippocampal microglia. Here, a method is presented that enables the chronic observation of microglia in all layers of the hippocampal CA1 through an imaging window. This method allows the analysis of morphological changes in microglial processes for more than 1 month. Long-term and high-resolution imaging of the resting microglia requires minimally invasive surgical procedures, appropriate objective lens selection, and optimized imaging techniques. The transient inflammatory response of hippocampal microglia may prevent imaging immediately after surgery, but the microglia restore their quiescent morphology within a few weeks. Furthermore, imaging neurons simultaneously with microglia allows us to analyze the interactions of multiple cell types in the hippocampus. This technique may provide essential information about microglial function in the hippocampus.

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

This paper describes a method for chronic in vivo observation of the resting microglia in the mouse hippocampal CA1 using precisely controlled surgery and two-photon microscopy.

Proyección de imagen tridimensional a gran escala de la organización celular en el Neocortex de ratón

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