La cardiografía eléctrica in vivo es la única herramienta de diagnóstico para el fenotipado eléctrico en peces cebra vivos en estudios transversales y longitudinales. Nuestro enfoque es práctico, mínimamente invasivo y rentable porque reutilizamos un sistema de adquisición de datos para mamíferos. Hacemos hincapié en la estrategia de interpretación del ECG en tiempo real para la validación temprana de la calidad de los datos.
Debido a que los ECG de peces humanos y cebras son similares, la electrocardiografía in vivo facilita el uso de peces cebra en el modelado de la fisiología cardíaca humana, así como la detección de fármacos de alto rendimiento para las cardiotoxicidades, como la prolongación qt. El posicionamiento correcto del plomo es la clave del éxito. Debido a que la onda T normal del pez cebra es la más pequeña, priorice la optimización de su amplitud sobre las de las ondas P y R más grandes.
Estudie los patrones de ECG normales y patológicos para interpretar sus hallazgos de ECG usted mismo. No se base únicamente en la interpretación automática del software de análisis de ECG. El día del experimento, transporta el pez cebra del acuario al laboratorio.
Para configurar el sistema de grabación ECG in vivo, conecte las piezas esenciales del equipo e inserte los tres electrodos de acero inoxidable codificados por colores del ECG que conducen a los tres portales de acceso a color del amplificador. Para la inducción de la anestesia de nivel 4, sumergir un pez cebra adulto en un plato que contenga una solución de anestésicos a las concentraciones predeterminadas más bajas aprobadas por el comité institucional de cuidado y uso de animales. Una vez que el pez cebra haya mantenido la anestesia de nivel 4 durante tres segundos, utilice un par de fórceps contundentes para transferir inmediatamente el pez a una esponja húmeda con una hendidura, superficie ventral hacia arriba, para la colocación de los tres electrodos ECG.
Inserte suavemente el electrodo positivo en la línea media ventral a nivel del bulbo arterioso de uno a dos milímetros por encima de una línea imaginaria que conecta los dos bordes inferiores de los opérculos. Coloque el electrodo negativo caudalmente y 0,5 a un milímetro a la izquierda lateralmente al electrodo positivo a una distancia mayor que la longitud máxima del apicobasal del ventrículo adulto del pez cebra, luego coloque el electrodo de referencia caudalmente cerca de la región anal. Para la grabación de ECG, inicie el sistema y abra el programa de adquisición de datos ECG.
Seleccione un ajuste deseado en los menús desplegables para el rango, la pasada baja y la pasada alta. Para optimizar el posicionamiento del plomo para una relación señal-ruido máxima, pulse Para detener la grabación y revise el seguimiento poco después del primer intento de grabación para cada corazón.
Si se espera que el ECG sea normal, confirme que todas las formas de onda ECG son distintas y fácilmente visibles y que la onda P, el complejo QRS neto y la onda T son todos positivos. El paso más crítico es el posicionamiento del plomo para maximizar la relación señal-ruido. Aplique nuestros cuatro criterios de validación después del primer intento de grabación de ECG para que cada pez obtenga retroalimentación correctiva.
Si se espera un ECG normal, vuelva a colocar los electrodos según sea necesario hasta que se cumplan todos estos cuatro criterios de validación. Si se espera una onda T normal, pero la onda T es demasiado pequeña, vuelva a colocar los electrodos para maximizar la amplitud de la onda T. Reanude la grabación del ECG después de optimizar el posicionamiento del cliente potencial, guardando los barridos de ECG para su posterior análisis.
Al final de la sesión de grabación de ECG, retire cuidadosamente los electrodos sin herir a los peces. En estudios de supervivencia, transfiera el pescado a agua fresca y oxigenada de pescado libre de tricaína. Tenga en cuenta que, en este video, para facilitar la visualización de los lectores de la recuperación de peces de la anestesia, la oxigenación se interrumpe.
Para facilitar la recuperación de la anestesia en estudios de supervivencia, utilice una pipeta Pasteur para chorros vigorosamente de agua sobre las branquias hasta que el pez reanude el movimiento regular de las branquias o la natación, luego monitoree el pez para la recuperación completa de la anestesia antes de devolver el pez al acuario. El pez se considera totalmente recuperado de la anestesia cuando puede nadar en posición vertical durante al menos cinco segundos. Para definir la configuración de análisis, abra el programa de análisis de datos ECG y abra el archivo ECG de su interés para visualizar el seguimiento completo del ECG.
Utilice el ratón para arrastrar una sección de interés en el seguimiento de ECG para analizar. En el menú Análisis de ECG, seleccione Configuración de ECG para abrir un cuadro de diálogo para predefinir varios parámetros para el análisis automático del software. Analiza el ritmo y la frecuencia cardíacas y determina si el ritmo cardíaco es sinusal o no, regular o irregular.
Para determinar la frecuencia cardíaca, asegúrese de que el software identifique correctamente todas las ondas P y R porque la velocidad auricular y ventricular se basa en el intervalo PP y RR, respectivamente. Corrija cualquier error de identificación automática moviendo los cursores extraviados a las ondas P y R adecuadas. Para calcular intervalos y duraciones de onda, abra el análisis de ECG y la vista de promediación para concatenar varios ciclos cardíacos consecutivos en una sola señal promedio.
Asegúrese de que el software identifica correctamente el inicio y el final de la onda P, el complejo QRS y la onda T, luego mueva los cursores extraviados a las posiciones adecuadas para corregir cualquier error de identificación automática. Para exportar las mediciones de ECG, seleccione Vista de tabla para revisar todas las mediciones de ECG y copiar y pegar las medidas de interés en una hoja de cálculo para su posterior análisis. Para exportar un seguimiento de ECG, utilice la lupa para resaltar una sección de interés en el barrido de ECG y copie y pegue el barrido en el documento deseado.
En contrato con el corazón humano, que tiene dos aurículas y dos ventrículos, el corazón del pez cebra tiene sólo una aurícula y un ventrículo. A pesar de su aparente simplicidad anatómica, el corazón del pez cebra comparte varias características de ECG con el corazón humano. La colocación adecuada del plomo requiere alinear el cable con el supuesto eje principal cardíaco.
Cuando los electrodos se insertan demasiado superficialmente en la dermis, el plomo se considera indirecto y las señales de voltaje son pequeñas. Cuando los electrodos se insertan a la profundidad adecuada de un milímetro en la musculatura pectoral, el cable se vuelve semi-directo y las señales de voltaje aumentan. Si los electrodos se insertan más profundo de un milímetro en el ventrículo, sin embargo, el plomo se vuelve directo y las señales de voltaje aumentan aún más, con la amplitud de onda R aumentando en cuatro veces en comparación con cuando los electrodos se insertan a la profundidad adecuada.
El rastro de ECG a partir de electrodos demasiado insertados también revela nuevos signos de lesión en el miocardio ventricular, como una nueva depresión ST y una nueva inversión de onda T. Si los electrodos positivos y negativos se conmutan en su colocación, se observan inversiones inusuales de todas las formas de onda de ECG. Un nivel inapropiado de profundidad de sedación también puede afectar a la calidad de la grabación de ECG in vivo.
Recuerda anestesiar lo suficientemente profundamente como para inmovilizar a los peces sin matarlo. Coloque los electrodos para maximizar la relación señal-ruido y evitar la dependencia excesiva del análisis automático de software. Después de este procedimiento de supervivencia mínimamente invasivo, es posible realizar otros procedimientos como la ablación parcial, la resección del corazón o las investigaciones de ECG en serie en respuestas de fármacos o estudios longitudinales.
Las toxicidades sistémicas son posibles complicaciones de cualquier anestésico, incluyendo la tricaína. Estas toxicidades se pueden reducir capitalizando la sinergia de múltiples anestésicos para reducir la dosis de agentes individuales.
