Los autores agradecen a Olgica Beslac y Kay Nettelbeck por su excelente apoyo y asistencia técnica durante la fase perioperatoria y a Alessandra Bergadano, DVM, PhD, por la supervisión dedicada de la salud animal a largo plazo.

Toda la atención veterinaria se realizó de acuerdo con las directrices institucionales (todos los experimentos fueron aprobados por el Comité Local para el Cuidado de los Animales del Cantón de Berna, Suiza (BE 108/16)) y se llevó a cabo bajo la supervisión de un anestesiólogo veterinario certificado por la junta. Las directrices de ARRIVE y los principios de las 3R se siguieron estrictamente17,18.
NOTA: Aloje a todos los animales a una temperatura ambiente de 22 \ u201224 Celsius (° C) y mantenga un ciclo de luz / oscuridad de 12 horas (h). Proporcione acceso gratuito a la dieta de agua, pellets y heno ad libitum en todo momento. Los análisis estadísticos se realizaron mediante la prueba no paramétrica de Wilcoxon-Mann-Whitney-U. Se consideró significativo un valor de probabilidad (p) de ≤ 0,05.
1. Fase prequirúrgica
<ol><li>Realice un examen clínico preoperatorio detallado de todos los conejos planificados para la cirugía inmediatamente al lado de una sala de operaciones silenciosa y aséptica que mantenga una temperatura de 23 ± 3 ° C.<ol>
<li>Registre el peso de cada animal, evalúe macroscópicamente las membranas mucosas, el tiempo de recarga capilar y la calidad del pulso.</li>
		<li>Más adelante realizar auscultación cardíaca con estetoscopio y palpación abdominal.</li>
		<li>Sobre la base de los hallazgos clínicos, atribuir una clasificación de la Sociedad Americana de Anestesiólogos (ASA) a cada conejo19. Incluya solo animales con una puntuación ASA I en el estudio.</li>
		<li>Afeitar ambas orejas externas con una afeitadora eléctrica y aplicar crema de prilocaína-lidocaína en ambas arterias y venas auriculares.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sedar al conejo con una combinación de 20 miligramos (mg)/killograma (kg) de ketamina, 100 mg/kg de dexmedetomidina y 0,3 mg/kg de metadona inyectada por vía subcutánea (SC) a través de una jeringa.</li>
	<li>Deje a cada animal sin molestar durante al menos 15 minutos.</li>
	<li>A partir de entonces, bajo oxigenación suplementaria con 3 litros (l)/minuto (min) a través de una mascarilla suelta y monitorización constante a través de un pulsioxímetro, colocar una cánula de 22 G en la arteria central auricular izquierda y otra cánula de 22 G en la vena auricular del oído contralateral.</li>
	<li>Afeitarse el campo quirúrgico (cuello) e inyectar 0,75% de ropivacaína periincisional por vía intradérmica. A continuación, afeitarse la frente y prepararse para colocar sensores electroencefalográficos (EEG) pediátricos.</li>
	<li>Inducir anestesia general con propofol 1-2 mg/kg por vía intravenosa (IV) para que surta efecto. Luego intuba inmediatamente la tráquea de todos los conejos con un tubo de silicona (3 milímetros (mm) de diámetro interno) bajo control capnográfico. Después, transporta a todos los conejos a la sala de operaciones, colócalos en recostada dorsal y conecta el tubo a un sistema de círculo pediátrico.</li>
	<li>Lograr la profundización y el mantenimiento de la anestesia a través del isoflurano en oxígeno, apuntando a una concentración máxima de isoflurano de marea final del 1,3%.</li>
	<li>Asegurar la monitorización clínica e instrumental (oximetría de pulso, doppler y presión arterial invasiva, electrocardiograma de 3 derivaciones, EEG, monitorización de la temperatura rectal y gases inhalados y exhalados) hasta la extubación traqueal.</li>
	<li>Para mantener la hidratación, proporcione lactato de Ringer a una infusión de velocidad continua (CRI) de 5 ml/kg/h a través del acceso venoso. Siempre confirme la anestesia adecuada usando pellizcos en los dedos de los pies en un intervalo de 10 min.</li>
	<li>Desinfectar el campo quirúrgico con povidona yodada del manubrium sterni a ambos ángulos de la mandíbula. Ahora, realice un drapeado estéril del campo quirúrgico.</li>
	<li>Durante la cirugía, proporcione analgesia con lidocaína a un CRI de 50 microgramos (μg)/kg/min y fentanilo a 3\u201210 μg/kg/h. Aplicar ventilación espontánea o asistida así como hipercapnia permisiva. Realice un análisis de gases en sangre arterial al menos una vez durante la cirugía.</li>
	<li>Tratar la hipotensión relevante (presión arterial media < 60 mmHg) con noradrenalina. Prevenga la hipotermia (temperatura rectal ≤ 38 °C) utilizando una almohadilla térmica o un sistema de calentamiento de aire forzado de calefacción.</li>
</ol>2. Fase quirúrgica – Paso I
<ol><li>Comience la cirugía con una incisión mediana en la piel desde el manubrium sterni hasta el nivel de los ángulos de la mandíbula / laringe. Diseccionar bruscamente la piel y los tejidos blandos con un bisturí, tijeras quirúrgicas y fórceps. Separe el subcutis y la almohadilla de grasa medialmente mediante disección roma.</li>
	<li>Ingrese a la cresta superior anterior del músculo esternocleidomastoideo medialmente en el lado izquierdo mediante disección roma, utilizando micro pinzas y tijeras quirúrgicas.</li>
	<li>Macroscópicamente, realice una preparación contundente y separe cuidadosamente el CCA izquierdo del nervio vago distalmente para evitar la paresia laríngea mediante el uso de micro pinzas y tijeras quirúrgicas (Figura 2). Nótese que la bifurcación del CCA izquierdo sirve como punto de referencia intraoperatorio (Figura 3 y Figura 4A). Para todos los pasos siguientes, use un esparcidor de tejidos blandos para mejorar la visualización quirúrgica.</li>
	<li>Después de la preparación exitosa y la liberación del CCA distal izquierdo del nervio vago, administre papaverina (40 mg / ml, 1: 1 diluido en solución de cloruro de sodio isotónico al 0,9%) localmente. Proteja continuamente todos los segmentos de los vasos con micro hisopos seguidos de una administración adicional de papaverina externamente. Coloque el CCA izquierdo empapado de papaverina debajo del tejido muscular autólogo para proteger el vaso del secado bajo la luz del microscopio de operación.</li>
	<li>Cambie de lado mientras maximiza la comodidad del cirujano durante el procedimiento quirúrgico. Repita el mismo procedimiento quirúrgico en el lado derecho. Diseccionar el CCA distal y proximalmente hasta los puntos de referencia predefinidos (bifurcación carótida a nivel de los ángulos de la mandíbula/laringe y vena yugular interna; Figura 4A,B). Vuelva a insertar un esparcidor y administre micro hisopos y papaverina como se describió anteriormente.</li>
	<li>Antes de la ligadura del CCA proximal derecho, inyecte heparina (500 unidades internacionales [UI]/kg) sistémicamente a través de un catéter venoso para el oído.</li>
	<li>Use un microscopio quirúrgico de ahora en adelante. Primero, ligar el CCA proximal derecho con una sutura no absorbible 4-0 directamente al final del punto de referencia proximal macroscópicamente visible para evitar cualquier tensión en el vaso arterial.<ol>
<li>En segundo lugar, aplicar una ligadura no absorbible 6-0 exactamente 4\u20125 mm distalmente mediante el uso de un clip de vaso para la medición, considerando que después de cortar distalmente de la primera ligadura 4-0, la bolsa arterial resultante será de longitud estandarizada de aproximadamente 3\u20124 mm en cada animal (Figura 5A,C).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Después de apretar la ligadura 6-0, pinza el CCA derecho lo más distalmente posible con un clip de vaso temporal (como se usa normalmente en la cirugía de aneurisma cerebral) para evitar cualquier daño endotelial y crear un segmento de vaso largo para la irrigación con el fin de prevenir la trombogénesis (Figura 5B).</li>
	<li>Ahora realice un corte distal a la ligadura no absorbible 4-0. Para cosechar la bolsa arterial (Figura 5C), realice un segundo corte distal a la ligadura no absorbible 6-0.</li>
	<li>Limpie la bolsa arterial meticulosamente de todo el tejido blando y mida su longitud, anchura y profundidad (Figura 5C) con un clip de vaso. Si no se necesita ninguna modificación adicional, mantenga el injerto arterial autólogo en una solución heparinizada (500 UI/100 ml en cloruro de sodio isotónico al 0,9%) a temperatura ambiente hasta su uso posterior.</li>
</ol>3. Degradación de la bolsa arterial
<ol><li>Si se necesita una degradación de la bolsa arterial, límpiela meticulosamente de tejido blando y preincubarla con 100 UI de elastasa porcina disuelta en 5 ml de Tris-buffer a temperatura ambiente el día del experimento durante 20 min. No utilice una técnica de cepillo. Incubar la bolsa arterial intra y extraluminalmente mediante el uso de un agitador.</li>
	<li>Antes de colocar la bolsa en una solución heparinizada de cloruro de sodio isotónico al 0,9%, deslícela suavemente tres veces durante 3 minutos con fórceps anatómicos en una solución de cloruro de sodio isotónico al 0,9% para eliminar la elastasa porcina restante.</li>
	<li>Si es necesario, mantenga la luz de la bolsa arterial abierta con un microtubo hecho de silicona; proteja meticulosamente el CCA izquierdo y derecho durante todo el procedimiento quirúrgico con micro acolchados húmedos.</li>
</ol>4. Fase quirúrgica – Paso II
<ol><li>Para una mayor preparación del CCA, coloque dos micro hisopos redondos directamente debajo de él para mover la arteria más superficialmente. Ahora, coloque un micro hisopo con un acolchado púrpura debajo del CCA izquierdo en el tercio distal para una mejor visualización de la arteria.</li>
	<li>Enjuague el CCA proximal derecho con una solución de cloruro de sodio isotónico al 0,9% combinado con 500 UI de heparina disuelta en 100 ml de cloruro de sodio isotónico al 0,9%. Para crear una anastomosis libre de tensión, coloque el CCA derecho debajo de la almohadilla de grasa / musculatura peritraqueal mediante el uso de tijeras quirúrgicas para tunelizarlo hacia el lado izquierdo. Extirpar el tejido blando de la arteria.<ol>
<li>Ahora realice una incisión de boca de pez de 2 mm en el lado proximal del CCA derecho utilizando una micro tijera y fórceps.</li>
	</ol></li>
	<li>Cambie el lado de la mesa de operaciones. Recorte el CCA distal izquierdo con otro clip de vaso temporal seguido del CCA izquierdo proximal con dos clips de vaso temporales. Proteja todos los segmentos de los vasos expuestos de la desecación bajo la luz quirúrgica con microhisopos húmedos.</li>
	<li>Liberar completamente el tercio distal de la CCA izquierda del tejido blando y realizar una arteriotomía. Use micro pinzas quirúrgicas y agarre suavemente un poco de tejido blando. Ahora eleve la arteria e incite lentamente el CCA distal izquierdo con una micro tijera quirúrgica. Enjuague los segmentos de los vasos con heparina (500 UI disueltas en 100 ml de solución isotónica de cloruro de sodio al 0,9%).</li>
	<li>Después de realizar la arteriotomía con micro pinzas curvas y micro tijeras, agrandar la arteriotomía situada en el tercio distal del CCA izquierdo distalmente, midiendo aproximadamente 2 veces el diámetro del romo derecho de la arteria carótida y el injerto autólogo. Esto permite un flujo sanguíneo suficiente en la bolsa arterial.</li>
	<li>Saque la bolsa arterial de la solución salina heparinizada. Coloque la bolsa en el campo quirúrgico, donde se planea la bifurcación. Comience a suturar la parte posterior de la carada derecha roma ubicada caudalmente con una sutura 9-0 no absorbible, seguida de una sutura en el lado posterior ubicado cranealmente al nivel de la incisión de la boca del pez. Termina de coser la parte trasera de distal a proximal mediante puntadas simples.</li>
	<li>Durante la sutura, mantenga húmedas todas las bolsas preincutadas de elastasa con riego continuo. Mientras sutura la pared del vaso de la bolsa, use micro fórceps quirúrgicos curvos para abrir suavemente el lumen con su punta. Siempre que sutura partes del CCA izquierdo o proximal derecho, use micro pinzas quirúrgicas rectas. Después, sutura la parte posterior horizontal.</li>
	<li>A continuación, sutura el lado frontal horizontal, comenzando en la cúpula del aneurisma que se mueve hacia su base. Después, comience con puntos de sutura individuales distalmente en la parte frontal moviéndose caudalmente.<ol>
<li>Para todos los pasos 4.5\u20124.8 mientras se sutura la anastomosis, preste atención solo para agarrar la parte del vaso cerca de la arteriotomía para evitar la estenosis iatrogénica. Además, humedezca continuamente todos los segmentos de los vasos durante todo el procedimiento quirúrgico extraluminalmente con una jeringa llena de solución de cloruro de sodio heparinizada (500 UI disueltas en 100 ml de cloruro de sodio isotónico al 0,9%) y protéjalos con micro hisopos húmedos.</li>
		<li>Antes de terminar la anastomosis, irrigar todo el complejo con solución heparinizada de cloruro de sodio isotónico al 0,9% intraluminal (500 UI disueltas en 100 ml de cloruro de sodio isotónico al 0,9%). Tenga en cuenta que las bolsas arteriales modificadas con elastasa deben coserse lo más rápido posible debido a su fuerte tendencia a secarse y trombosarse. Debido al comportamiento agresivo de la concentración de elastasa residual en la bolsa con respecto a la digestión de los vasos circunferenciales, proceda rápidamente con la cirugía para volver a perfundir el complejo del vaso rápidamente.</li>
	</ol></li>
	<li>Retire todas las pinzas vasculares temporales por pasos.<ol>
<li>Retire la abrazadera distal del CCA izquierdo. Acepte un sangrado menor y manténgalo imprimiendo suavemente micro hisopos en la anastomosis. Después, retire la abrazadera del CCA derecho, presione suavemente con micro hisopo y fórceps para evitar la formación de trombos.</li>
		<li>Si es necesario, reemplace los clips vasculares temporales para proporcionar suficiente coagulación. Después, alivie ambos clips de vasos del lado izquierdo proximalmente. Si es necesario en cualquier paso, reemplace los clips para permitir la coagulación o para realizar una nueva costura.</li>
	</ol></li>
	<li>En esta etapa realizar angiografía por fluorescencia del complejo vascular (Figura 6 y Figura 7). NOTA: La angiografía por fluorescencia se realiza administrando 1 ml de fluoresceína IV, utilizando 2 filtros de paso de banda, un teléfono inteligente con cámara de video y un foco de bicicleta. Este procedimiento ya ha sido descrito en otra parte 20,21,22.</li>
	<li>Por último, cierre el situ operativo. Readapta y sutura suavemente la almohadilla de grasa con una sutura reabsorbible 3-0 con ganglios individuales para proteger la anastomosis. Cierre subcutis y piel de la misma manera.</li>
</ol>5. Fase postquirúrgica
<ol><li>Suspender la administración de isoflurano y analgesia sistémica al final de la cirugía y proporcionar extubación traqueal tan pronto como el reflejo de deglución haya regresado.</li>
	<li>Administrar 0,5 mg/kg de meloxicam IV, 10 mg/kg de aspirina (ASS) IV, 100 μg de vitamina B12 SC y 20 mg/kg de clamoxilo IV.</li>
	<li>Proporcionar oxigenación suplementaria y calentamiento activo hasta que los conejos hayan recuperado espontáneamente la reclinación esternal.</li>
	<li>Realizar seguimiento postoperatorio y cuidado de animales cuatro veces al día durante los tres primeros días, de acuerdo con las pautas para la evaluación y manejo del dolor en roedores y conejos23,24.</li>
	<li>Administrar analgesia postoperatoria a través de un parche de fentanilo (12 μg/h) aplicado en el oído externo, meloxicam una vez al día SC durante tres días y metadona como terapia de rescate SC, de acuerdo con la hoja de puntuación para la evaluación del dolor. Administrar 250 UI/kg de heparina de bajo peso molecular (HBPM) por vía subcutánea durante tres días en todos los conejos.</li>
</ol>

Este trabajo fue apoyado por los fondos de investigación del Consejo de Investigación, Kantonsspital Aarau, Aarau, Suiza y la fundación científica nacional suiza SNF (310030_182450). Los autores son los únicos responsables del diseño y la realización del estudio presentado y no declaran intereses contrapuestos.

Nuestro estudio demuestra la viabilidad de crear un verdadero modelo de aneurisma de bifurcación con diferentes condiciones de pared en conejos. En general, se incluyeron en el estudio 14 conejos blancos hembra de Nueva Zelanda con un peso medio de 3,7 ± 0,09 kg y una edad media de 112 ± 3 días. El 85,72% de todos los aneurismas permanecieron patentes durante un seguimiento a los 28 días. Dos animales murieron prematuramente (12,5% de mortalidad).
Estudios previos sugirieron una variedad ...

La hemorragia subaracnoidea resultante de la ruptura del aneurisma intracraneal (IA) puede controlarse eficazmente mediante técnicas de oclusión endovascular o microquirúrgica 1,2,3,4. Diferentes terapias endovasculares, para superar la principal limitación de la recurrencia de la IA después del enrollamiento, ganaron importancia en las últimas décadas generando una mayor necesidad de probar dispositivos endovasculares. Para probar estos nuevos enfoques de tratamiento, los modelos animales apropiados que respetan las propiedades reológicas, la hemodinámica y las condiciones de la pared del aneurisma están altamente justificados 5,6,7. En este contexto, tanto los estudios clínicos como preclínicos ya han revelado el importante papel de las afecciones de la pared del aneurisma con respecto a la ruptura y recurrencia del aneurisma después de la oclusión, centrándose especialmente en la pérdida de células murales 7,8,9.
Hasta ahora, los aneurismas experimentales en conejos se han creado con mayor frecuencia ya sea por tocones de arteria carótida común (CCA) incubados con elastasa o bolsas venosas suturadas en una bifurcación artificial de CCA. 10,11,12,13,14,15,16 Así, nunca se ha descrito un verdadero modelo de bifurcación de bolsa arterial.
El objetivo de este estudio fue diseñar una técnica segura, rápida y estandarizada para la creación microquirúrgica de aneurismas de bifurcación con diferentes condiciones de pared en un modelo de conejo (Figura 1). Esto se logró suturando bolsas arteriales no modificadas y modificadas en una bifurcación artificial creada de ambas CCA.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>3-0 resorbable suture</td>
			<td>Ethicon Inc., USA</td>
			<td>VCP428G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G0762563</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>C0766070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G1111140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adrenaline</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1445419</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amiodarone</td>
			<td>Helvepharm AG</td>
			<td>5078567</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirin</td>
			<td>Sanofi-Aventis (Suisse) SA</td>
			<td>622693</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine</td>
			<td>Labatec Pharma SA</td>
			<td>6577083</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter blue</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FD1B</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter green</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FGV9</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bicycle spotlight</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biemer vessel clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FD560R</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bispectral index (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood pressure cuff (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamoxyl</td>
			<td>GlaxoSmithKline AG</td>
			<td>758808</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexmedetomidine</td>
			<td>Ever Pharma</td>
			<td>136740-1</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocardiogram electrodes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastase</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45125</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ephedrine</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1435734</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Esmolol</td>
			<td>OrPha Swiss GmbH</td>
			<td>3284044</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (intravenous use)</td>
			<td>Janssen-Cilag AG</td>
			<td>98683</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (transdermal)</td>
			<td>Mepha Pharma AG</td>
			<td>4008286</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoresceine</td>
			<td>Curatis AG</td>
			<td>5030376</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fragmin</td>
			<td>Pfizer PFE Switzerland GmbH</td>
			<td>1906725</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glyco</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotonic sodium chloride solution (0.9%)</td>
			<td>Fresenius KABI</td>
			<td>336769</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>342261</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory shaker</td>
			<td>Stuart</td>
			<td>SRT6</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>747466</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Longuettes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metacam</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>P7626406</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methadone</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>1084546</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam</td>
			<td>Accord Healthcare AG</td>
			<td>7752484</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>O2-Face mask</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operation microscope</td>
			<td>Wild Heerbrugg</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Papaverine</td>
			<td>Bichsel</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prilocaine-lidocaine creme</td>
			<td>Emla</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Switzerland</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse oxymeter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectal temperature probe (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivacaine</td>
			<td>Aspen Pharma Schweiz GmbH</td>
			<td>1882249</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpell</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>210</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smartphone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue spreader</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel sponge bowls</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile micro swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stethoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery drape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes 1 ml, 2ml and 5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris-Buffer</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>93302</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clip applicator</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>FT495T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vein and arterial catheter 22 G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitarubin</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>6847559</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil titan standard clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FT242T</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit

El tratamiento endovascular para los aneurismas intracraneales ganó importancia en las últimas décadas, por lo que existe una mayor necesidad de probar dispositivos endovasculares. Los modelos animales que respetan las condiciones reológicas, hemodinámicas y de la pared del aneurisma están altamente justificados. Por lo tanto, el objetivo del presente estudio fue diseñar una nueva técnica quirúrgica estandarizada y reproducible para crear aneurismas de bifurcación de bolsa arterial autóloga con condiciones de pared no modificadas y modificadas en conejos.
Los aneurismas de bifurcación se crearon por anastomosis de extremo a lado de la arteria carótida común derecha en la izquierda, ambas sirviendo como arterias madre para la bolsa arterial, que fue cosida microquirúrgicamente. Se tomaron injertos de la arteria carótida común proximal derecha, ya sea para el grupo control (n = 7, reimplantación autóloga inmediata) o modificado (n = 7, incubado con 100 unidades internacionales de elastasa durante 20 minutos antes de la reimplantación autóloga). La permeabilidad de la bolsa y la arteria madre se controlaron mediante angiografía de fluorescencia inmediatamente después de la creación. En el seguimiento (28 días), todos los conejos se sometieron a angiografía por resonancia magnética mejorada con contraste y angiografía por fluorescencia seguida de recolección de aneurismas, evaluación macroscópica e histológica.
Un total de 16 hembras de conejos blancos de Nueva Zelanda fueron operados. Dos animales murieron prematuramente. En el seguimiento, el 85,72% de todos los aneurismas seguían siendo patentados. Ambos grupos revelaron un aumento en el tamaño del aneurisma con el tiempo; esto fue más pronunciado en el grupo control (6,48 ± 1,81 mm3 en el momento de la creación frente a 19,85 ± 6,40 mm3 en el seguimiento, p = 0,037) que en el grupo modificado (8,03 ± 1,08 mm3 en el momento de la creación frente a 20,29 ± 6,16 mm3 en el seguimiento, p = 0,054).
Nuestros hallazgos demuestran la idoneidad de este nuevo modelo de conejo que permite la creación de aneurismas de bifurcación con diferentes condiciones de pared en un enfoque microquirúrgico. Dada la excelente permeabilidad a largo plazo y la propiedad del crecimiento del aneurisma a lo largo del tiempo, este modelo puede servir como una herramienta importante para la evaluación preclínica de nuevas terapias endovasculares.

Después de una serie piloto de siete animales, se incluyeron un total de 16 animales en el protocolo experimental. Dos animales murieron prematuramente y, por lo tanto, fueron excluidos del análisis final (12,5% de mortalidad). Calculado en 14 animales, la tasa de permeabilidad inmediata del aneurisma durante la angiografía por fluorescencia fue del 71,43% tanto en el grupo control como en el modificado. Cuatro aneurismas tuvieron que ser reabiertos con evacuación consecutiva de trombos y después de una angiografía...

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Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

El desarrollo y la prueba de dispositivos endovasculares para el tratamiento del aneurisma intracraneal siguen siendo de gran importancia. La mayoría de los modelos de aneurisma utilizados hoy en día pasan por alto las características importantes de una pared arterial degenerada o la hemodinámica de una verdadera bifurcación. Por lo tanto, nuestro objetivo fue diseñar un nuevo modelo de bifurcación de bolsas arteriales en conejos.

Modelo de aneurisma de bifurcación microquirúrgica de bolsa arterial en el conejo

Endovascular treatment for intracranial aneurysms gained importance over the past decades, consequently there is an increased need of testing endovascular ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.3K vistas.  Kantonsspital Aarau. El desarrollo y la prueba de dispositivos endovasculares para el tratamiento del aneurisma intracraneal siguen siendo de gran importancia. La mayoría de los modelos de aneurisma utilizados hoy en día pasan por alto las características importantes de una pared arterial degenerada o la hemodinámica de una verdadera bifurcación. Por lo tanto, nuestro objetivo fue diseñar un nuevo modelo de bifurcación de bolsas arteriales en conejos.

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Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer's Disease Mouse Model

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks of Alzheimer's disease. The central component of neuritic plaques is a small filamentous protein called amyloid &beta; protein (A&beta;)1, which is derived from sequential proteolytic cleavage of the beta-amyloid precursor protein (APP) by &beta;-secretase and &gamma;-secretase. The amyloid hypothesis entails that A&gamma;-containing plaques as the underlying toxic mechanism in AD pathology2. The postmortem analysis of the presence of neuritic plaque confirms the diagnosis of AD. To further our understanding of A&gamma; neurobiology in AD pathogenesis, various mouse strains expressing AD-related mutations in the human APP genes were generated. Depending on the severity of the disease, these mice will develop neuritic plaques at different ages. These mice serve as invaluable tools for studying the pathogenesis and drug development that could affect the APP processing pathway and neuritic plaque formation. In this protocol, we employ an immunohistochemical method for specific detection of neuritic plaques in AD model mice. We will specifically discuss the preparation from extracting the half brain, paraformaldehyde fixation, cryosectioning, and two methods to detect neurotic plaques in AD transgenic mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thiofalvin S staining method.

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer&#039;s Disease Mouse Model

One of the pathological characteristics of AD is the formation of Amyloid &#x03B2; protein positive neuritic plaques. In this protocol we describe two methods to detect neuritic plaques in transgenic AD model mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thioflavin S staining method.

La detección de placas neuríticas en el modelo de la enfermedad de Alzheimer ratón

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks ...

Investigación

Neurociencias

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualización de los propioceptores<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas y pupas

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These neurotropic cancer cells have a unique ability to migrate unidirectionally along nerves towards the central nervous system (CNS). The dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model is a three dimensional (3D) in vitro model frequently used for studying the interaction between neural stroma and cancer cells. In this model, mouse or human cancer cell lines are grown in ECM adjacent to preparations of freshly dissociated cultured DRG. In this article, the DRG isolation protocol from mice, and implantation in petri dishes for co-culturing with pancreatic cancer cells are demonstrated. Five days after implantation, the cancer cells made contact with the DRG neurites. Later, these cells formed bridgeheads to facilitate more extensive polarized, neurotropic migration of cancer cells.

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

This video article shows the use of the dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model in pancreatic ductal adenocarcinoma.

En Vitro Modelado de canceroso Neural Invasion: Modelo del ganglio de la raíz dorsal

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

The Use of Trace Eyeblink Classical Conditioning to Assess Hippocampal Dysfunction in a Rat Model of Fetal Alcohol Spectrum Disorders

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain undergoes rapid organizational change and is similar to accelerated brain changes that occur during the third trimester in humans. This model of fetal alcohol spectrum disorders (FASDs) produces severe brain damage, mimicking the amount and pattern of binge-drinking that occurs in some pregnant alcoholic mothers. We describe the use of trace eyeblink classical conditioning (ECC), a higher-order variant of associative learning, to assess long-term hippocampal dysfunction that is typically seen in alcohol-exposed adult offspring. At 90 days of age, rodents were surgically prepared with recording and stimulating electrodes, which measured electromyographic (EMG) blink activity from the left eyelid muscle and delivered mild shock posterior to the left eye, respectively. After a 5 day recovery period, they underwent 6 sessions of trace ECC to determine associative learning differences between alcohol-exposed and control rats. Trace ECC is one of many possible ECC procedures that can be easily modified using the same equipment and software, so that different neural systems can be assessed. ECC procedures in general, can be used as diagnostic tools for detecting neural pathology in different brain systems and different conditions that insult the brain.

Trace eyeblink classical conditioning (ECC) was used to assess hippocampal-dependent associative learning in adult rats that were administered a high concentration (11.9% v/v) of alcohol during early neonatal brain development. In general, ECC procedures are sound diagnostic tools for detecting brain dysfunction across many psychological and biomedical settings.

El uso de condicionamiento de clásico de Eyeblink rastro para evaluar disfunción hipocampal en un modelo de rata de trastornos del espectro alcohólico Fetal

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor determining patient outcome and is therefore frequently taken as a study endpoint. However, in small animal studies on SAH, quantification of cerebral vasospasm is a major challenge. Here, an ex vivo method is presented that allows quantification of volumes of entire vessel segments, which can be used as an objective measure to quantify cerebral vasospasm. In a first step, endovascular casting of the cerebral vasculature is performed using a radiopaque casting agent. Then, cross-sectional imaging data are acquired by micro computed tomography. The final step involves 3-dimensional reconstruction of the virtual vascular tree, followed by an algorithm to calculate center lines and volumes of the selected vessel segments. The method resulted in a highly accurate virtual reconstruction of the cerebrovascular tree shown by a diameter-based comparison of anatomical samples with their virtual reconstructions. Compared with vessel diameters alone, the vessel volumes highlight the differences between vasospastic and non-vasospastic vessels shown in a series of SAH and sham-operated mice.

The goal of this article is to present a method that allows a 3-dimensional reconstruction of the cerebrovascular tree in mice after micro computed tomography and determination of volumes of entire vessel segments that can be used to quantify cerebral vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage.

Un método volumétrico para la cuantificación de vasoespasmo Cerebral en un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and indocyanine green are used to enable the observation of blood flow and vessel perfusion status, respectively. The aim of this study is to apply FVA to verify real-time blood flow, vessel perfusion status and occlusion of aneurysms after induction of sidewall aneurysms in rabbits and rats, as well as to validate the procedure in these species.
Twenty sidewall aneurysms were created in 10 rabbits by suturing a decellularized arterial vessel pouch on the carotid artery of a donor rabbit. In addition, 48 microsurgical sidewall aneurysms were created in 48 rats. During follow-up at one month after creation, the parent artery/aneurysm complex was dissected and FVA was performed using an intravenous fluorescein (10%, 1 mL) injection via an ear vein catheterization in rabbits and a femoral vein catherization in rats. Aneurysms were then harvested, and patency was evaluated macroscopically.
Macroscopically, 14 out of 16 aneurysms in rabbits indicated no residual parent artery perfusion with totally occluded luminae, however 11 (79%) were detected by FVA. Four aneurysms were excluded due to technical problems. In rats, residual aneurysm perfusion was macroscopically observed in 25 out of 48 cases. Of the 23 without macroscopic evidence of perfusion, FVA confirmed the incidence of 22 aneurysms (96%). There were no adverse events associated with FVA. Fluorescein is easily applicable and no special equipment is needed. It is a safe and extremely effective method for evaluating parent artery integrity and aneurysm patency/residual perfusion in an experimental setting with rabbits and rats. FVA using fluorescein as a contrast agent appears to be effective in controlling patency of aneurysms and the underlying vessel and can even be adapted to bypass surgery.

We present a protocol to efficiently evaluate aneurysm perfusion and vessel patency of sidewall aneurysm in rats and rabbits, using fluorescein-based fluorescence video angiography (FVA). With a positive predictive value of 92.6%, it is a simple but very effective and economical method with no special equipment required.

Angiografía por fluorescencia para la evaluación de la perfusión del aneurisma y la paciencia de la arteria parental en modelos de aneurisma de rata y conejo

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and ...

Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain death (BD) still represents the major source for solid transplants. Unfortunately, the irreversible loss of brain function is known to induce multiple pathophysiological changes, including hemodynamic as well as hormonal modifications, finally leading to a systemic inflammatory response. Models that allow a systematic investigation of these effects in vivo are scarce. We present a murine model of BD induction, which could aid investigations into the devastating effects of BD on allograft quality. After implementing intra-arterial blood pressure measurement via the common carotid artery and reliable ventilation via a tracheostomy, BD is induced by steadily increasing intracranial pressure using a balloon catheter. Four hours after BD induction, organs may be harvested for analysis or for further transplantation procedures. Our strategy enables the comprehensive analysis of donor BD in a murine model, therefore allowing an in-depth understanding of BD-related effects in solid organ transplantation and potentially paving the way to optimized organ preconditioning.

We present a murine model of brain death induction in order to evaluate the influence of its pathophysiological effects on organs as well as on consecutive grafts in the context of solid organ transplantation.

Inducción de la muerte cerebral en ratones que utilizan la monitorización y ventilación de la presión arterial intraarterial a través de la traqueotomía

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

Entrega intra-arterial de células madre neuronales a la rata y el cerebro del ratón: aplicación a la isquemia cerebral

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% of the total stroke-related mortality with an important morbidity in terms of neurological outcome. A delayed cerebral vasospasm (CVS) may occur most often in association with a delayed cerebral ischemia. Different animal models of SAH are now being used including endovascular perforation and direct injection of blood into the cisterna magna or even the prechiasmatic cistern, each exhibiting distinct advantages and disadvantages. In this article, a standardized mouse model of SAH by double direct injection of determined volumes of autologous whole blood into the cisterna magna is presented. Briefly, mice were weighed and then anesthetized by isoflurane inhalation. Then, the animal was placed in a reclining position on a heated blanket maintaining a rectal temperature of 37 &#176;C and positioned in a stereotactic frame with a cervical bend of about 30&#176;. Once in place, the tip of an elongated glass micropipette filled with the homologous arterial blood taken from carotid artery of another mouse of the same age and gender (C57Bl/6J) was positioned at a right angle in contact with the atlanto-occipital membrane by means of a micromanipulator. Then 60 &#181;L of blood was injected in the cisterna magna followed by a 30&#176; downward tilt of the animal for 2 minutes. The second infusion of 30 &#181;L of blood into the cisterna magna was performed 24 h after the first one. The individual follow-up of each animal is carried out daily (careful evaluation of weight and well-being). This procedure allows a predictable and highly reproducible distribution of blood, likely accompanied by intracranial pressure elevation that can be mimicked by an equivalent injection of an artificial cerebral spinal fluid (CSF), and represents an acute to mild-model of SAH inducing low mortality.

We described in this protocol a standardized subarachnoid hemorrhage (SAH) mouse model by a double injection of autologous whole-blood into the cisterna magna. The high degree of standardization of the double-injection procedure represents a middle-to-acute model of SAH with relative safety regarding mortality.

Doble inyección directa de sangre en la Cisterna Magna como modelo de hemorragia subaracnoidea

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% ...

A Rat Model of EcoHIV Brain Infection

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. Establishment of the EcoHIV infected rat model for studies of drug abuse and neurocognitive disorders, would be beneficial in the study of neuroHIV and HIV-1 associated neurocognitive disorders (HAND). In the present study, we demonstrate the successful creation of a rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV). First, the lentiviral construct of EcoHIV was packaged in cultured 293 FT cells for 48 hours. Then, the conditional medium was concentrated and titered. Next, we performed bilateral stereotaxic injections of the EcoHIV-EGFP into F344/N rat brain tissue. One week after infection, EGFP fluorescence signals were detected in the infected brain tissue, indicating that EcoHIV successfully induces an active HIV infection in rats. In addition, immunostaining for the microglial cell marker, Iba1, was performed. The results indicated that microglia were the predominant cell type harboring EcoHIV. Furthermore, EcoHIV rats exhibited alterations in temporal processing, a potential underlying neurobehavioral mechanism of HAND as well as synaptic dysfunction eight weeks after infection. Collectively, the present study extends the EcoHIV model of HIV-1 infection to the rat offering a valuable biological system to study HIV-1 viral reservoirs in the brain as well as HAND and associated comorbidities such as drug abuse.

Here, we present a protocol to establish a new rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV), which is critical for enhancing our understanding of HIV-1 viral reservoirs in the brain and offering a system to study HIV-associated neurocognitive disorders and associated comorbidities (i.e., drug abuse).

Un modelo de rata de la infección cerebral EcoHIV

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. ...