Die Autoren danken Olgica Beslac und Kay Nettelbeck für ihre hervorragende Unterstützung und technische Unterstützung während der perioperativen Phase und Alessandra Bergadano, DVM, PhD, für die engagierte Überwachung der langfristigen Tiergesundheit.

Die gesamte tierärztliche Versorgung wurde in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien durchgeführt (alle Versuche wurden vom Lokalen Komitee für Tierpflege des Kantons Bern, Schweiz (BE 108/16) genehmigt und unter Aufsicht eines zertifizierten Tierarztes Anästhesisten durchgeführt. Die ARRIVE-Richtlinien und die 3R-Prinzipien wurden strikt befolgt17,18.
HINWEIS: Unterbringen Sie alle Tiere bei einer Raumtemperatur von 22\u201224 Celsius (°C) und halten Sie einen Hell-Dunkel-Zyklus von 12 Stunden (h) aufrecht. Bieten Sie jedes Mal freien Zugang zu Wasser, Pellets und Ad-libitum-Heudiät. Statistische Analysen wurden mit dem nicht-parametrischen Wilcoxon-Mann-Whitney-U-Test durchgeführt. Ein Wahrscheinlichkeitswert (p) von ≤ 0,05 wurde als signifikant eingestuft.
1. Prächirurgische Phase
<ol><li>Führen Sie eine detaillierte präoperative klinische Untersuchung aller Kaninchen durch, die für eine Operation geplant sind, unmittelbar neben einem ruhigen, aseptischen Operationssaal mit einer Temperatur von 23 ± 3 ° C.<ol>
<li>Erfassen Sie das Gewicht jedes Tieres, bewerten Sie makroskopisch die Schleimhäute, die Kapillarnachfüllzeit und die Pulsqualität.</li>
		<li>Führen Sie weiterhin eine kardiale Auskultation mit einem Stethoskop und einer Bauchpalpation durch.</li>
		<li>Basierend auf den klinischen Befunden weisen Sie jedem Kaninchen19 eine Klassifizierung der American Society of Anesthesiologists (ASA) zu. Schließen Sie nur Tiere mit einem ASA I-Score in die Studie ein.</li>
		<li>Rasieren Sie beide Außenohren mit einem Elektrorasierer und tragen Sie Prilocain-Lidocain-Creme auf beide Ohrmuscheln und Venen auf.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Das Kaninchen mit einer Kombination aus 20 Milligramm (mg)/Killogramm (kg) Ketamin, 100 mg/kg Dexmedetomidin und 0,3 mg/kg Methadon, subkutan (SC) über eine Spritze injiziert, sedieren.</li>
	<li>Lassen Sie jedes Tier mindestens 15 Minuten lang ungestört.</li>
	<li>Danach legen Sie unter zusätzlicher Sauerstoffversorgung mit 3 Liter (l) / Minute (min) durch eine lose Gesichtsmaske und einer stetigen Überwachung durch ein Pulsoximeter eine 22-G-Kanüle in die linke Ohrenzentralarterie und eine weitere 22-G-Kanüle in die Ohrvene des kontralateralen Ohres.</li>
	<li>Rasieren Sie das Operationsfeld (Hals) und injizieren Sie intradermal 0,75% peri-inzisionelles Ropivacacain. Als nächstes rasieren Sie die Stirn und bereiten Sie sich darauf vor, pädiatrische elektroenzephalografische (EEG) Sensoren zu platzieren.</li>
	<li>Bewirken Sie eine Vollnarkose mit Propofol 1-2 mg/kg intravenös (IV). Intubieren Sie dann sofort die Luftröhre aller Kaninchen mit einem Silikonschlauch (3 Millimeter (mm) Innendurchmesser) unter kapnographischer Kontrolle. Anschließend transportieren Sie alle Kaninchen in den Operationssaal, legen sie in die dorsale Liege und verbinden den Schlauch mit einem pädiatrischen Kreissystem.</li>
	<li>Erreichen Sie eine Vertiefung und Aufrechterhaltung der Anästhesie durch Isofluran in Sauerstoff, wobei eine maximale End-Tidal-Isofluran-Konzentration von 1,3% angestrebt wird.</li>
	<li>Stellen Sie die klinische und instrumentelle Überwachung (Pulsoximetrie, Doppler und invasiver Blutdruck, 3-Kanal-Elektrokardiogramm, EEG, rektale Temperaturüberwachung und ein- und ausgeatmete Gase) bis zur Trachealextubation sicher.</li>
	<li>Um die Hydratation aufrechtzuerhalten, geben Sie Ringer-Laktat mit einer kontinuierlichen Injektionsrate (CRI) von 5 ml / kg / h durch den venösen Zugang ab. Bestätigen Sie immer die richtige Anästhesie mit Zehenkneifen im Abstand von 10 min.</li>
	<li>Desinfizieren Sie das Operationsfeld mit Povidonjod aus dem Manubrium sterni in beide Kieferwinkel. Führen Sie nun eine sterile Drapierung des Operationsfeldes durch.</li>
	<li>Während der Operation Analgesie mit Lidocain bei einem CRI von 50 Mikrogramm (μg) / kg / min und Fentanyl bei 3 \ u201210 μg / kg / h. Wenden Sie spontane oder assistierte Beatmung sowie permissive Hyperkapnie an. Führen Sie während der Operation mindestens einmal eine arterielle Blutgasanalyse durch.</li>
	<li>Behandeln Sie relevante Hypotonie (mittlerer arterieller Druck < 60 mmHg) mit Noradrenalin. Verhindern Sie Unterkühlung (Rektaltemperatur ≤ 38 °C) mit einem Heizkissen oder einem Heizsystem zur Erwärmung der Luft.</li>
</ol>2. Chirurgische Phase – Schritt I
<ol><li>Beginnen Sie die Operation mit einem medianen Hautschnitt vom Manubrium sterni bis zur Höhe der Kieferwinkel / des Kehlkopfes. Scharfe Sezierung der Haut und des Weichgewebes mit einem Skalpell, einer chirurgischen Schere und einer Pinzette. Trennen Sie die Unterhaut und das Fettpolster medial durch stumpfe Dissektion.</li>
	<li>Betreten Sie den vorderen oberen Kamm des Musculus sternocleidomastoideus medial auf der linken Seite durch stumpfe Dissektion mit Mikrozange und chirurgischer Schere.</li>
	<li>Führen Sie makroskopisch eine stumpfe Vorbereitung durch und trennen Sie die linke CCA vorsichtig vom Vagusnerv, um eine Kehlkopfparese zu vermeiden, indem Sie eine Mikrozange und eine chirurgische Schere verwenden (Abbildung 2). Beachten Sie, dass die Verzweigung der linken CCA als intraoperativer Meilenstein dient (Abbildung 3 und Abbildung 4A). Verwenden Sie für alle folgenden Schritte einen Weichteilstreuer, um die chirurgische Visualisierung zu verbessern.</li>
	<li>Nach erfolgreicher Präparation und Befreiung des linken distalen CCA aus dem Vagusnerv Papaverin (40 mg/ml, 1:1 verdünnt in 0,9%iger isotonischer Natriumchloridlösung) lokal verabreichen. Schützen Sie kontinuierlich alle Gefäßsegmente mit Mikroabstrichen, gefolgt von einer weiteren Papaverin-Verabreichung nach außen. Legen Sie die mit Papaverin getränkte linke CCA unter das autologe Muskelgewebe, um das Gefäß vor dem Austrocknen unter dem Licht des Operationsmikroskops zu schützen.</li>
	<li>Wechseln Sie die Seiten und maximieren Sie gleichzeitig den Komfort des Chirurgen während des operativen Eingriffs. Wiederholen Sie den gleichen chirurgischen Vorgang auf der rechten Seite. Sezieren Sie die CCA distal und proximal bis zu den vordefinierten Landmarken (Carotis-Bifurkation auf Höhe der Kieferwinkel/Kehlkopf und der Vena jugularis interna; Abbildung 4A,B). Setzen Sie einen Streuer wieder ein und verabreichen Sie Mikroabstriche und Papaverin wie zuvor beschrieben.</li>
	<li>Vor der Ligatur der richtigen proximalen CCA Heparin (500 internationale Einheiten (IE)/kg) systemisch über einen Venenohrkatheter injizieren.</li>
	<li>Verwenden Sie ab sofort ein Operationsmikroskop. Ligiieren Sie zuerst den rechten proximalen CCA mit einer 4-0 nicht resorbierbaren Naht direkt am Ende der makroskopisch sichtbaren proximalen Landmarkierung, um eine Spannung auf dem arteriellen Gefäß zu vermeiden.<ol>
<li>Zweitens, wenden Sie eine nicht resorbierbare 6-0-Ligatur genau 4 \ u20125 mm distal an, indem Sie einen Gefäßclip zur Messung verwenden, wobei zu berücksichtigen ist, dass nach dem distalen Schneiden der ersten 4-0-Ligatur der resultierende arterielle Beutel bei jedem Tier eine standardisierte Länge von etwa 3 \ u20124 mm hat (Abbildung 5A ,C).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Nach dem Anziehen der 6-0-Ligatur klemmen Sie die rechte CCA so weit wie möglich mit einem temporären Gefäßclip (wie normalerweise bei der Hirnaneurysmachirurgie verwendet) ein, um endotheliale Schäden zu vermeiden und ein langes Gefäßsegment für die Bewässerung zu schaffen, um eine Thrombogenese zu verhindern (Abbildung 5B).</li>
	<li>Führen Sie nun einen Schnitt distal auf die 4-0 nicht resorbierbare Ligatur durch. Um den arteriellen Beutel zu ernten (Abbildung 5C), führen Sie einen zweiten Schnitt distal auf die nicht resorbierbare Ligatur 6-0 durch.</li>
	<li>Reinigen Sie den arteriellen Beutel sorgfältig von allen Weichteilen und messen Sie seine Länge, Breite und Tiefe (Abbildung 5C) mit einem Gefäßclip. Wenn keine weitere Modifikation erforderlich ist, bewahren Sie das autologe arterielle Transplantat in einer heparinisierten Lösung (500 I.E./100 ml in 0,9% isotonischem Natriumchlorid) bei Raumtemperatur bis zur weiteren Verwendung auf.</li>
</ol>3. Abbau des arteriellen Beutels
<ol><li>Wenn ein arterieller Beutelabbau erforderlich ist, reinigen Sie ihn akribisch von Weichgewebe und präinkubieren Sie ihn mit 100 IE Schweineelastase, gelöst in 5 ml Tris-Puffer bei Raumtemperatur am Tag des Experiments für 20 min. Verwenden Sie keine Pinseltechnik. Inkubieren Sie den arteriellen Beutel intra- und extraluminal mit einem Shaker.</li>
	<li>Bevor Sie den Beutel in eine heparinisierte Lösung von 0,9% isotonischem Natriumchlorid geben, streichen Sie ihn vorsichtig dreimal für 3 Minuten mit anatomischer Pinzette in 0,9% isotonischer Natriumchloridlösung, um die verbleibende Schweineelalastase auszuwaschen.</li>
	<li>Halten Sie bei Bedarf das Lumen des arteriellen Beutels mit einem Mikroröhrchen aus Silikon geöffnet; Schützen Sie den linken und rechten CCA während des gesamten chirurgischen Eingriffs sorgfältig mit nassen Mikropolstern.</li>
</ol>4. Chirurgische Phase – Schritt II
<ol><li>Zur weiteren Vorbereitung des CCA legen Sie zwei runde Mikrotupfer direkt darunter, um die Arterie oberflächlicher zu bewegen. Legen Sie nun einen Mikrotupfer mit einer violetten Polsterung unter die linke CCA am distalen Drittel, um die Arterie besser sichtbar zu machen.</li>
	<li>Spülen Sie die richtige proximale CCA mit einer Lösung von 0,9% isotonischem Natriumchlorid in Kombination mit 500 IE Heparin, gelöst in 100 ml 0,9% isotonischem Natriumchlorid. Um eine spannungsfreie Anastomose zu erzeugen, legen Sie die rechte CCA unter die Fettpolster- / Peritrachealmuskulatur und verwenden Sie eine chirurgische Schere, um sie auf die linke Seite zu tunneln. Entfernen Sie das Weichgewebe der Arterie.<ol>
<li>Führen Sie nun einen 2 mm Fischmaulschnitt auf der proximalen Seite des rechten CCA mit einer Mikroschere und einer Pinzette durch.</li>
	</ol></li>
	<li>Wechseln Sie die Seite auf dem Operationstisch. Beschneiden Sie den linken distalen CCA mit einem weiteren temporären Gefäßclip, gefolgt vom proximalen linken CCA mit zwei temporären Gefäßclips. Schützen Sie alle exponierten Gefäßsegmente vor dem Austrocknen unter dem OP-Licht mit feuchten Mikrotupfern.</li>
	<li>Befreien Sie das distale Drittel des linken CCA vollständig aus dem Weichgewebe und führen Sie eine Arteriotomie durch. Verwenden Sie eine chirurgische Mikrozange und greifen Sie vorsichtig nach etwas Weichgewebe. Heben Sie nun die Arterie an und schneiden Sie die linke distale CCA langsam mit einer chirurgischen Mikroschere ein. Spülen Sie die Gefäßsegmente mit Heparin (500 IE gelöst in 100 ml 0,9%iger isotonischer Natriumchloridlösung).</li>
	<li>Nachdem Sie die Arteriotomie mit einer gekrümmten Mikrozange und einer Mikroschere durchgeführt haben, vergrößern Sie die Arteriotomie, die sich am distalen Drittel der linken CCA distal befindet, und messen Sie etwa das 2-fache des Durchmessers der rechten stumpfen Halsschlagader und des autologen Transplantats. Dies ermöglicht einen ausreichenden Blutfluss in den arteriellen Beutel.</li>
	<li>Nehmen Sie den arteriellen Beutel aus der heparinisierten Kochsalzlösung. Legen Sie den Beutel in das Operationsfeld, wo die Gabelung geplant ist. Beginnen Sie mit dem Nähen der Rückseite der rechten Halsschlagader, die sich kaudal befindet, mit einer nicht resorbierbaren 9-0-Naht, gefolgt von einer Naht auf der schädelförmig gelegenen Rückseite auf Höhe des Fischmundschnitts. Nähen Sie das Heck von distal zu proximal durch einzelne Stiche.</li>
	<li>Halten Sie während des Nähens alle vorinkubierten Elastasebeutel feucht mit kontinuierlicher Bewässerung. Während Sie die Gefäßwand des Beutels nähen, verwenden Sie eine gekrümmte chirurgische Mikropinzette, um das Lumen mit seiner Spitze sanft zu öffnen. Wenn Sie Teile der linken oder proximalen rechten CCA nähen, verwenden Sie gerade chirurgische Mikrozangen. Nähen Sie anschließend die horizontale Rückseite.</li>
	<li>Als nächstes nähen Sie die horizontale Vorderseite, beginnend an der Kuppel des Aneurysmas, die sich zu ihrer Basis bewegt. Beginnen Sie anschließend mit einzelnen Stichen, die sich distal auf der Vorderseite bewegen.<ol>
<li>Für alle Schritte 4.5 \ u20124.8 beim Nähen der Anastomose achten Sie darauf, nur den Teil des Gefäßes in der Nähe der Arteriotomie zu greifen, um eine iatrogene Stenose zu vermeiden. Befeuchten Sie außerdem kontinuierlich alle Gefäßsegmente während des gesamten chirurgischen Eingriffs extraluminal mit einer Spritze, die mit heparinisierter Natriumchloridlösung (500 IE gelöst in 100 ml 0,9% isotonischem Natriumchlorid) gefüllt ist, und schützen Sie sie mit feuchten Mikrotupfern.</li>
		<li>Bevor Sie die Anastomose beenden, bewässern Sie den gesamten Komplex mit einer heparinisierten 0,9% igen isotonischen Natriumchloridlösung intraluminal (500 IE gelöst in 100 ml 0,9% isotonischem Natriumchlorid). Beachten Sie, dass elastasmodifizierte arterielle Beutel wegen ihrer starken Neigung zum Austrocknen und zur Thrombose so schnell wie möglich aufgenäht werden müssen. Aufgrund des aggressiven Verhaltens der Restelastasekonzentration im Beutel in Bezug auf die Verdauung von umlaufenden Gefäßen, fahren Sie schnell mit der Operation fort, um den Gefäßkomplex schnell wieder zu durchbluten.</li>
	</ol></li>
	<li>Entfernen Sie schrittweise alle temporären Gefäßklemmen.<ol>
<li>Entfernen Sie die distale Klemme aus der linken CCA. Akzeptieren Sie geringfügige Blutungen und halten Sie sie fest, indem Sie sanft Mikrotupfer auf die Anastomose prägen. Entfernen Sie anschließend die Klemme des rechten CCA, drücken Sie vorsichtig mit Mikrotupfer und Pinzette, um Thrombusbildung zu vermeiden.</li>
		<li>Ersetzen Sie bei Bedarf die temporären Gefäßclips, um eine ausreichende Koagulation zu gewährleisten. Danach entlasten Sie beide Gefäßclips von der linken Seite in unmittelbarer Nähe. Ersetzen Sie bei Bedarf in einem beliebigen Schritt Clips, um eine Koagulation zu ermöglichen oder eine erneute Vernähung durchzuführen.</li>
	</ol></li>
	<li>In diesem Stadium führen Sie eine Fluoreszenzangiographie des Gefäßkomplexes durch (Abbildung 6 und Abbildung 7). HINWEIS: Die Fluoreszenzangiographie wird durch Verabreichung von 1 ml Fluorescein IV unter Verwendung von 2 Bandpassfiltern, einem Smartphone mit Videokamera und einem Fahrradscheinwerfer durchgeführt. Dieses Verfahren wurde bereits an anderer Stellebeschrieben 20,21,22.</li>
	<li>Schließen Sie schließlich die operativen Situs. Passen Sie das Fettpolster wieder an und nähen Sie es vorsichtig mit einer 3-0 resorbierbaren Naht mit einzelnen Knoten, um die Anastomose zu schützen. Schließen Sie Subcutis und Haut auf die gleiche Weise.</li>
</ol>5. Postoperative Phase
<ol><li>Brechen Sie die Verabreichung von Isofluran und systemischer Analgesie am Ende der Operation ab und führen Sie eine Trachealextubation durch, sobald der Schluckreflex zurückgekehrt ist.</li>
	<li>0,5 mg/kg Meloxicam IV, 10 mg/kg Aspirin (ASS) IV, 100 μg Vitamin B12 SC und 20 mg/kg Clamoxyl IV verabreichen.</li>
	<li>Sorgen Sie für zusätzliche Sauerstoffversorgung und aktive Erwärmung, bis die Kaninchen spontan die sternale Liege wiedererlangt haben.</li>
	<li>Durchführung einer postoperativen Nachsorge und Tierpflege viermal täglich in den ersten drei Tagen gemäß den Richtlinien für die Beurteilung und Behandlung von Schmerzen bei Nagetieren und Kaninchen23,24.</li>
	<li>Verabreichen Sie postoperative Analgesie über ein Fentanylpflaster (12 μg / h), das auf das Außenohr aufgetragen wird, Meloxicam einmal täglich SC für drei Tage und Methadon als Rettungstherapie SC, gemäß dem Scoresheet zur Schmerzbewertung. Verabreichen Sie 250 IE/kg niedermolekulares Heparin (LMH) subkutan für drei Tage bei allen Kaninchen.</li>
</ol>

Diese Arbeit wurde durch die Forschungsmittel des Forschungsrates, des Kantonsspitals Aarau, der Schweiz und des Schweizerischen Nationalfonds SNF (310030_182450) unterstützt. Die Autoren sind für die Gestaltung und Durchführung der vorgestellten Studie allein verantwortlich und erklären keine konkurrierenden Interessen.

Unsere Studie zeigt die Machbarkeit der Erstellung eines echten Bifurkationsaneurysmamodells mit unterschiedlichen Wandbedingungen bei Kaninchen. Insgesamt wurden 14 weibliche neuseeländische weiße Kaninchen mit einem Durchschnittsgewicht von 3,7 ± 0,09 kg und einem Durchschnittsalter von 112 ± 3 Tagen in die Studie eingeschlossen. 85,72% aller Aneurysmen blieben während eines Follow-ups nach 28 Tagen offen. Zwei Tiere starben vorzeitig (12,5% Mortalität).
Frühere Studien schlugen eine ...

Subarachnoidalblutungen infolge einer intrakraniellen Aneurysma (IA)-Ruptur können entweder durch endovaskuläre oder mikrochirurgische Okklusionstechniken wirksam kontrolliertwerden 1,2,3,4. Verschiedene endovaskuläre Therapien, um die Haupteinschränkung des IA-Rezidivs nach dem Aufwickeln zu überwinden, gewannen in den letzten Jahrzehnten an Bedeutung, was zu einem erhöhten Bedarf an Tests endovaskulärer Geräte führte. Um diese neuartigen Behandlungsansätze zu testen, sind geeignete Tiermodelle, die rheologische Eigenschaften, Hämodynamik und Aneurysmawandbedingungen berücksichtigen, sehr gut gerechtfertigt 5,6,7. In diesem Zusammenhang haben sowohl klinische als auch präklinische Studien bereits die wichtige Rolle von Aneurysmawanderkrankungen in Bezug auf Aneurysmaruptur und Rezidiv nach Okklusion aufgezeigt, insbesondere mit Schwerpunkt auf dem Verlust von Wandzellen 7,8,9.
Bisher wurden experimentelle Aneurysmen bei Kaninchen am häufigsten entweder durch Elastase-inkubierte Stümpfe der gemeinsamen Halsschlagader (CCA) oder venöse Beutel erzeugt, die zu einer künstlichen CCA-Bifurkation vernäht wurden. 10,11,12,13,14,15,16 Somit wurde nie ein echtes Modell der Verzweigung des arteriellen Beutels beschrieben.
Ziel dieser Studie war es, eine sichere, schnelle und standardisierte Technik zur mikrochirurgischen Erzeugung von Bifurkationsaneurysmen mit unterschiedlichen Wandbedingungen in einem Kaninchenmodell zu entwerfen (Abbildung 1). Dies wurde erreicht, indem nicht modifizierte und modifizierte arterielle Beutel zu einer künstlich erzeugten Verzweigung beider CCAs genäht wurden.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>3-0 resorbable suture</td>
			<td>Ethicon Inc., USA</td>
			<td>VCP428G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G0762563</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>C0766070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G1111140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adrenaline</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1445419</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amiodarone</td>
			<td>Helvepharm AG</td>
			<td>5078567</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirin</td>
			<td>Sanofi-Aventis (Suisse) SA</td>
			<td>622693</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine</td>
			<td>Labatec Pharma SA</td>
			<td>6577083</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter blue</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FD1B</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter green</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FGV9</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bicycle spotlight</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biemer vessel clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FD560R</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bispectral index (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood pressure cuff (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamoxyl</td>
			<td>GlaxoSmithKline AG</td>
			<td>758808</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexmedetomidine</td>
			<td>Ever Pharma</td>
			<td>136740-1</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocardiogram electrodes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastase</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45125</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ephedrine</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1435734</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Esmolol</td>
			<td>OrPha Swiss GmbH</td>
			<td>3284044</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (intravenous use)</td>
			<td>Janssen-Cilag AG</td>
			<td>98683</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (transdermal)</td>
			<td>Mepha Pharma AG</td>
			<td>4008286</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoresceine</td>
			<td>Curatis AG</td>
			<td>5030376</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fragmin</td>
			<td>Pfizer PFE Switzerland GmbH</td>
			<td>1906725</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glyco</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotonic sodium chloride solution (0.9%)</td>
			<td>Fresenius KABI</td>
			<td>336769</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>342261</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory shaker</td>
			<td>Stuart</td>
			<td>SRT6</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>747466</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Longuettes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metacam</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>P7626406</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methadone</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>1084546</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam</td>
			<td>Accord Healthcare AG</td>
			<td>7752484</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>O2-Face mask</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operation microscope</td>
			<td>Wild Heerbrugg</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Papaverine</td>
			<td>Bichsel</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prilocaine-lidocaine creme</td>
			<td>Emla</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Switzerland</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse oxymeter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectal temperature probe (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivacaine</td>
			<td>Aspen Pharma Schweiz GmbH</td>
			<td>1882249</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpell</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>210</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smartphone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue spreader</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel sponge bowls</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile micro swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stethoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery drape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes 1 ml, 2ml and 5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris-Buffer</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>93302</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clip applicator</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>FT495T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vein and arterial catheter 22 G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitarubin</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>6847559</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil titan standard clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FT242T</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit

Die endovaskuläre Behandlung von intrakraniellen Aneurysmen hat in den letzten Jahrzehnten an Bedeutung gewonnen, so dass ein erhöhter Bedarf an der Prüfung endovaskulärer Geräte besteht. Tiermodelle, die rheologische, hämodynamische und Aneurysmawandbedingungen berücksichtigen, sind sehr gerechtfertigt. Ziel der vorliegenden Studie war es daher, eine neuartige standardisierte und reproduzierbare Operationstechnik zu entwickeln, um autologe Aneurysmen zur Verzweigung des arteriellen Beutels mit nicht modifizierten und modifizierten Wandbedingungen bei Kaninchen zu erzeugen.
Bifurkationsaneurysmen wurden durch eine End-to-Side-Anastomose der rechten auf der linken gemeinsamen Halsschlagader erzeugt, die beide als Elternarterien für den arteriellen Beutel dienten, der mikrochirurgisch aufgenäht wurde. Die Transplantate wurden aus der proximalen rechten gemeinsamen Halsschlagader entnommen, entweder für die Kontrollgruppe (n = 7, sofortige autologe Reimplantation) oder modifiziert (n = 7, inkubiert mit 100 internationalen Einheiten Elastase für 20 Minuten vor der autologen Reimplantation). Die Durchgängigkeit von Beutel und Elternarterie wurde unmittelbar nach der Entstehung durch Fluoreszenzangiographie kontrolliert. Bei der Nachuntersuchung (28 Tage) wurden alle Kaninchen einer kontrastverstärkten Magnetresonanzangiographie und Fluoreszenzangiographie unterzogen, gefolgt von einer Aneurysmaernte, makroskopischen und histologischen Untersuchungen.
Insgesamt wurden 16 weibliche neuseeländische weiße Kaninchen operiert. Zwei Tiere starben vorzeitig. Bei der Nachbeobachtung blieben 85,72% aller Aneurysmen patent. Beide Gruppen zeigten eine Zunahme der Aneurysmagröße im Laufe der Zeit; Dies war in der Kontrollgruppe (6,48 ±1,81 mm 3 zum Zeitpunkt der Erstellung gegenüber 19,85 ± 6,40 mm 3 bei der Nachbeobachtung, p = 0,037) ausgeprägter als in der modifizierten Gruppe (8,03 ± 1,08 mm 3 zum Zeitpunkt der Erstellung gegenüber 20,29 ± 6,16 mm3 bei der Nachbeobachtung, p =0,054 ).
Unsere Ergebnisse zeigen die Angemessenheit dieses neuen Kaninchenmodells, das die Bildung von Bifurkationsaneurysmen mit unterschiedlichen Wandbedingungen in einem mikrochirurgischen Ansatz ermöglicht. Angesichts der ausgezeichneten Langzeitdurchgängigkeit und der Eigenschaft des Aneurysmawachstums im Laufe der Zeit kann dieses Modell als wichtiges Instrument für die präklinische Bewertung neuartiger endovaskulärer Therapien dienen.

Nach einer Pilotserie von sieben Tieren wurden insgesamt 16 Tiere in das Versuchsprotokoll aufgenommen. Zwei Tiere starben vorzeitig und wurden daher von der endgültigen Analyse ausgeschlossen (12,5% Mortalität). Berechnet an 14 Tieren betrug die sofortige Aneurysma-Durchgängigkeitsrate während der Fluoreszenzangiographie sowohl in der Kontroll- als auch in der modifizierten Gruppe 71,43%. Vier Aneurysmen mussten mit aufeinanderfolgender Thrombusevakuierung wieder geöffnet werden und nach einer wiederholten Fluoresz...

Watch this Scientific Journal Video about Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit at JoVE.com

Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

Die Entwicklung und Erprobung endovaskulärer Geräte zur intrakraniellen Aneurysmabehandlung ist nach wie vor von großer Bedeutung. Die meisten Aneurysmamodelle, die heute verwendet werden, übersehen entweder die wichtigen Eigenschaften einer arteriellen degenerierten Wand oder die Hämodynamik einer echten Bifurkation. Daher wollten wir ein neuartiges Modell zur Verzweigung des arteriellen Beutels bei Kaninchen entwerfen.

Arterieller Beutel Mikrochirurgisches Bifurkationsaneurysma-Modell im Kaninchen

Endovascular treatment for intracranial aneurysms gained importance over the past decades, consequently there is an increased need of testing endovascular ...

arterial-pouch-microsurgical-bifurcation-aneurysm-model-in-the-rabbit

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.3K Aufrufe.  Kantonsspital Aarau. Die Entwicklung und Erprobung endovaskulärer Geräte zur intrakraniellen Aneurysmabehandlung ist nach wie vor von großer Bedeutung. Die meisten Aneurysmamodelle, die heute verwendet werden, übersehen entweder die wichtigen Eigenschaften einer arteriellen degenerierten Wand oder die Hämodynamik einer echten Bifurkation. Daher wollten wir ein neuartiges Modell zur Verzweigung des arteriellen Beutels bei Kaninchen entwerfen.

Serie: Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer's Disease Mouse Model

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks of Alzheimer's disease. The central component of neuritic plaques is a small filamentous protein called amyloid &beta; protein (A&beta;)1, which is derived from sequential proteolytic cleavage of the beta-amyloid precursor protein (APP) by &beta;-secretase and &gamma;-secretase. The amyloid hypothesis entails that A&gamma;-containing plaques as the underlying toxic mechanism in AD pathology2. The postmortem analysis of the presence of neuritic plaque confirms the diagnosis of AD. To further our understanding of A&gamma; neurobiology in AD pathogenesis, various mouse strains expressing AD-related mutations in the human APP genes were generated. Depending on the severity of the disease, these mice will develop neuritic plaques at different ages. These mice serve as invaluable tools for studying the pathogenesis and drug development that could affect the APP processing pathway and neuritic plaque formation. In this protocol, we employ an immunohistochemical method for specific detection of neuritic plaques in AD model mice. We will specifically discuss the preparation from extracting the half brain, paraformaldehyde fixation, cryosectioning, and two methods to detect neurotic plaques in AD transgenic mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thiofalvin S staining method.

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer&#039;s Disease Mouse Model

One of the pathological characteristics of AD is the formation of Amyloid &#x03B2; protein positive neuritic plaques. In this protocol we describe two methods to detect neuritic plaques in transgenic AD model mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thioflavin S staining method.

Nachweis von neuritischen Plaques bei Alzheimer-Maus-Modell

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks ...

Forschung

Neurowissenschaften

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualisierung von Propriozeptoren in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven und Puppen

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These neurotropic cancer cells have a unique ability to migrate unidirectionally along nerves towards the central nervous system (CNS). The dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model is a three dimensional (3D) in vitro model frequently used for studying the interaction between neural stroma and cancer cells. In this model, mouse or human cancer cell lines are grown in ECM adjacent to preparations of freshly dissociated cultured DRG. In this article, the DRG isolation protocol from mice, and implantation in petri dishes for co-culturing with pancreatic cancer cells are demonstrated. Five days after implantation, the cancer cells made contact with the DRG neurites. Later, these cells formed bridgeheads to facilitate more extensive polarized, neurotropic migration of cancer cells.

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

This video article shows the use of the dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model in pancreatic ductal adenocarcinoma.

In - vitro - Modellierung von Cancerous Neural Invasion: The Dorsalwurzelganglion Modell

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

The Use of Trace Eyeblink Classical Conditioning to Assess Hippocampal Dysfunction in a Rat Model of Fetal Alcohol Spectrum Disorders

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain undergoes rapid organizational change and is similar to accelerated brain changes that occur during the third trimester in humans. This model of fetal alcohol spectrum disorders (FASDs) produces severe brain damage, mimicking the amount and pattern of binge-drinking that occurs in some pregnant alcoholic mothers. We describe the use of trace eyeblink classical conditioning (ECC), a higher-order variant of associative learning, to assess long-term hippocampal dysfunction that is typically seen in alcohol-exposed adult offspring. At 90 days of age, rodents were surgically prepared with recording and stimulating electrodes, which measured electromyographic (EMG) blink activity from the left eyelid muscle and delivered mild shock posterior to the left eye, respectively. After a 5 day recovery period, they underwent 6 sessions of trace ECC to determine associative learning differences between alcohol-exposed and control rats. Trace ECC is one of many possible ECC procedures that can be easily modified using the same equipment and software, so that different neural systems can be assessed. ECC procedures in general, can be used as diagnostic tools for detecting neural pathology in different brain systems and different conditions that insult the brain.

Trace eyeblink classical conditioning (ECC) was used to assess hippocampal-dependent associative learning in adult rats that were administered a high concentration (11.9% v/v) of alcohol during early neonatal brain development. In general, ECC procedures are sound diagnostic tools for detecting brain dysfunction across many psychological and biomedical settings.

Die Verwendung von Trace Eyeblink klassische Konditionierung hippocampale Funktionsstörung in einem Rattenmodell der Fetal Alcohol Spectrum Disorders bewerten

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor determining patient outcome and is therefore frequently taken as a study endpoint. However, in small animal studies on SAH, quantification of cerebral vasospasm is a major challenge. Here, an ex vivo method is presented that allows quantification of volumes of entire vessel segments, which can be used as an objective measure to quantify cerebral vasospasm. In a first step, endovascular casting of the cerebral vasculature is performed using a radiopaque casting agent. Then, cross-sectional imaging data are acquired by micro computed tomography. The final step involves 3-dimensional reconstruction of the virtual vascular tree, followed by an algorithm to calculate center lines and volumes of the selected vessel segments. The method resulted in a highly accurate virtual reconstruction of the cerebrovascular tree shown by a diameter-based comparison of anatomical samples with their virtual reconstructions. Compared with vessel diameters alone, the vessel volumes highlight the differences between vasospastic and non-vasospastic vessels shown in a series of SAH and sham-operated mice.

The goal of this article is to present a method that allows a 3-dimensional reconstruction of the cerebrovascular tree in mice after micro computed tomography and determination of volumes of entire vessel segments that can be used to quantify cerebral vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage.

Eine Volumetrische Methode zur Quantifizierung der zerebralen Vasospasmus in einem Mausmodell der Subarachnoidalblutung

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and indocyanine green are used to enable the observation of blood flow and vessel perfusion status, respectively. The aim of this study is to apply FVA to verify real-time blood flow, vessel perfusion status and occlusion of aneurysms after induction of sidewall aneurysms in rabbits and rats, as well as to validate the procedure in these species.
Twenty sidewall aneurysms were created in 10 rabbits by suturing a decellularized arterial vessel pouch on the carotid artery of a donor rabbit. In addition, 48 microsurgical sidewall aneurysms were created in 48 rats. During follow-up at one month after creation, the parent artery/aneurysm complex was dissected and FVA was performed using an intravenous fluorescein (10%, 1 mL) injection via an ear vein catheterization in rabbits and a femoral vein catherization in rats. Aneurysms were then harvested, and patency was evaluated macroscopically.
Macroscopically, 14 out of 16 aneurysms in rabbits indicated no residual parent artery perfusion with totally occluded luminae, however 11 (79%) were detected by FVA. Four aneurysms were excluded due to technical problems. In rats, residual aneurysm perfusion was macroscopically observed in 25 out of 48 cases. Of the 23 without macroscopic evidence of perfusion, FVA confirmed the incidence of 22 aneurysms (96%). There were no adverse events associated with FVA. Fluorescein is easily applicable and no special equipment is needed. It is a safe and extremely effective method for evaluating parent artery integrity and aneurysm patency/residual perfusion in an experimental setting with rabbits and rats. FVA using fluorescein as a contrast agent appears to be effective in controlling patency of aneurysms and the underlying vessel and can even be adapted to bypass surgery.

We present a protocol to efficiently evaluate aneurysm perfusion and vessel patency of sidewall aneurysm in rats and rabbits, using fluorescein-based fluorescence video angiography (FVA). With a positive predictive value of 92.6%, it is a simple but very effective and economical method with no special equipment required.

Fluoreszenz-Angiographie zur Bewertung von Aneurysmperfusion und Elternarterienpatenz in Ratten- und Kaninchen-Aneurysmus-Modellen

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and ...

Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain death (BD) still represents the major source for solid transplants. Unfortunately, the irreversible loss of brain function is known to induce multiple pathophysiological changes, including hemodynamic as well as hormonal modifications, finally leading to a systemic inflammatory response. Models that allow a systematic investigation of these effects in vivo are scarce. We present a murine model of BD induction, which could aid investigations into the devastating effects of BD on allograft quality. After implementing intra-arterial blood pressure measurement via the common carotid artery and reliable ventilation via a tracheostomy, BD is induced by steadily increasing intracranial pressure using a balloon catheter. Four hours after BD induction, organs may be harvested for analysis or for further transplantation procedures. Our strategy enables the comprehensive analysis of donor BD in a murine model, therefore allowing an in-depth understanding of BD-related effects in solid organ transplantation and potentially paving the way to optimized organ preconditioning.

We present a murine model of brain death induction in order to evaluate the influence of its pathophysiological effects on organs as well as on consecutive grafts in the context of solid organ transplantation.

Hirntodinduktion bei Mäusen mit intraarterieller Blutdrucküberwachung und -beatmung mittels Tracheostomie

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

Intra-arterielle Lieferung von neuronalen Stammzellen an das Ratten- und Maushirn: Anwendung auf zerebrale Ischämie

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% of the total stroke-related mortality with an important morbidity in terms of neurological outcome. A delayed cerebral vasospasm (CVS) may occur most often in association with a delayed cerebral ischemia. Different animal models of SAH are now being used including endovascular perforation and direct injection of blood into the cisterna magna or even the prechiasmatic cistern, each exhibiting distinct advantages and disadvantages. In this article, a standardized mouse model of SAH by double direct injection of determined volumes of autologous whole blood into the cisterna magna is presented. Briefly, mice were weighed and then anesthetized by isoflurane inhalation. Then, the animal was placed in a reclining position on a heated blanket maintaining a rectal temperature of 37 &#176;C and positioned in a stereotactic frame with a cervical bend of about 30&#176;. Once in place, the tip of an elongated glass micropipette filled with the homologous arterial blood taken from carotid artery of another mouse of the same age and gender (C57Bl/6J) was positioned at a right angle in contact with the atlanto-occipital membrane by means of a micromanipulator. Then 60 &#181;L of blood was injected in the cisterna magna followed by a 30&#176; downward tilt of the animal for 2 minutes. The second infusion of 30 &#181;L of blood into the cisterna magna was performed 24 h after the first one. The individual follow-up of each animal is carried out daily (careful evaluation of weight and well-being). This procedure allows a predictable and highly reproducible distribution of blood, likely accompanied by intracranial pressure elevation that can be mimicked by an equivalent injection of an artificial cerebral spinal fluid (CSF), and represents an acute to mild-model of SAH inducing low mortality.

We described in this protocol a standardized subarachnoid hemorrhage (SAH) mouse model by a double injection of autologous whole-blood into the cisterna magna. The high degree of standardization of the double-injection procedure represents a middle-to-acute model of SAH with relative safety regarding mortality.

Doppelte Direkteinspritzung von Blut in die Cisterna Magna als Modell der subarachnoiden Blutung

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% ...

A Rat Model of EcoHIV Brain Infection

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. Establishment of the EcoHIV infected rat model for studies of drug abuse and neurocognitive disorders, would be beneficial in the study of neuroHIV and HIV-1 associated neurocognitive disorders (HAND). In the present study, we demonstrate the successful creation of a rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV). First, the lentiviral construct of EcoHIV was packaged in cultured 293 FT cells for 48 hours. Then, the conditional medium was concentrated and titered. Next, we performed bilateral stereotaxic injections of the EcoHIV-EGFP into F344/N rat brain tissue. One week after infection, EGFP fluorescence signals were detected in the infected brain tissue, indicating that EcoHIV successfully induces an active HIV infection in rats. In addition, immunostaining for the microglial cell marker, Iba1, was performed. The results indicated that microglia were the predominant cell type harboring EcoHIV. Furthermore, EcoHIV rats exhibited alterations in temporal processing, a potential underlying neurobehavioral mechanism of HAND as well as synaptic dysfunction eight weeks after infection. Collectively, the present study extends the EcoHIV model of HIV-1 infection to the rat offering a valuable biological system to study HIV-1 viral reservoirs in the brain as well as HAND and associated comorbidities such as drug abuse.

Here, we present a protocol to establish a new rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV), which is critical for enhancing our understanding of HIV-1 viral reservoirs in the brain and offering a system to study HIV-associated neurocognitive disorders and associated comorbidities (i.e., drug abuse).

Ein Rattenmodell der EcoHIV-Gehirninfektion

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. ...