저자들은 수술 전 단계에서 탁월한 지원과 기술 지원을 해준 Olgica Beslac과 Kay Nettelbeck과 장기적인 동물 건강에 대한 헌신적 인 감독을 위해 Alessandra Bergadano, DVM, PhD에게 감사드립니다.

모든 수의학 치료는 제도적 지침 (모든 실험은 스위스 광저우 베른 동물 관리위원회 (BE 108/16)의 승인을 받음)에 따라 수행되었으며 이사회 인증 수의사 마취 전문의의 감독하에 수행되었습니다. ARRIVE 지침과 3R 원칙은17,18을 엄격히 준수했습니다.
참고 : 모든 동물을 섭씨 22 \u201224 ° C (°C)의 실온에 보관하고 12 시간 (h) 밝고 어두운 사이클을 유지하십시오. 매번 물, 펠릿 및 광고 리비툼 건초 다이어트에 무료로 액세스 할 수 있습니다. 통계적 분석은 비모수 Wilcoxon-Mann-Whitney-U 검정을 사용하여 수행되었다. 0.05의 확률 값(p)≤ 유의한 것으로 간주되었다.
1. 수술 전 단계
<ol><li>23 ± 3 °C의 온도를 유지하는 조용하고 무균 수술실 바로 옆에 수술을 계획한 모든 토끼에 대한 상세한 수술 전 임상 검사를 수행하십시오.<ol>
<li>각 동물의 무게를 기록하고, 점막, 모세관 리필 시간 및 펄스 품질을 거시적으로 평가하십시오.</li>
		<li>청진기와 복부 촉진으로 심장 청진을 추가로 수행하십시오.</li>
		<li>임상 연구 결과에 기초하여, 미국 마취 학자 협회 (ASA) 분류를 각 토끼19에 기인한다. ASA I 점수를 받은 동물만 연구에 포함시켰다.</li>
		<li>전기 면도기로 양쪽 귀를 면도하고 오줌 동맥과 정맥 모두에 prilocaine-lidocaine 크림을 바르십시오.</li>
	</ol>
</li>
	<li>토끼를 케타민 20 밀리그램 (mg) / 킬로그램 (kg), 덱스 메데토미딘 100 mg / kg 및 메타돈 0.3 mg / kg을 주사기를 통해 피하 주사 (SC)의 조합으로 진정시킵니다.</li>
	<li>각 동물을 적어도 15 분 동안 방해받지 않고 그대로 두십시오.</li>
	<li>그 후, 느슨한 얼굴 마스크를 통해 3 리터 (l) / 분 (분)으로 보충 산소를 공급하고 맥박 산소 측정기를 통한 꾸준한 모니터링하에 왼쪽 오줌 중앙 동맥에 22G 캐뉼라를 놓고 대측 귀의 오줌 정맥에 또 다른 22G 캐뉼라를 놓습니다.</li>
	<li>수술장(목)을 면도하고 0.75% 절개전 로피바카인을 피내 주사한다. 다음으로 이마를 면도하고 소아 뇌파 (EEG) 센서를 배치 할 준비를하십시오.</li>
	<li>프로포폴 1-2 mg / kg을 정맥 내 (IV)로 전신 마취를 유도하여 효과를 발휘하십시오. 그런 다음 즉시 모든 토끼의 기관을 캡노 그래피 제어하에 실리콘 튜브 (3 밀리미터 (mm) 내부 직경)로 삽관하십시오. 그런 다음 모든 토끼를 수술실로 운반하여 등쪽 쓰레기통에 놓고 튜브를 소아 서클 시스템에 연결하십시오.</li>
	<li>산소에서 이소플루란을 통해 마취 심화 및 유지를 달성하여 최대 말단 조수 이소플루란 농도 1.3%를 목표로 합니다.</li>
	<li>기관 삽관이 될 때까지 임상 및 도구 모니터링 (맥박 산소 측정, 도플러 및 침습적 혈압, 3 리드 심전도, EEG, 직장 온도 모니터링 및 흡입 및 내뿜는 가스)을 확인하십시오.</li>
	<li>수분 공급을 유지하려면 정맥 접근을 통해 링거의 젖산을 5 ml / kg / h의 연속 주입 (CRI)으로 제공하십시오. 항상 10 분 간격으로 발가락 핀치를 사용하여 적절한 마취를 확인하십시오.</li>
	<li>manubrium sterni에서 양쪽 턱 각도로 포비돈 요오드를 사용하여 수술 현장을 소독하십시오. 이제 수술 현장의 멸균 드레이핑을 수행하십시오.</li>
	<li>수술 중에 50 마이크로그램 (μg) / kg / min의 CRI에서 리도카인과 3 \u201210 μg / kg / h의 펜타닐로 진통제를 제공하십시오. 자발적 또는 보조 환기뿐만 아니라 허용 과다 캡니아를 적용하십시오. 수술 중 적어도 한 번 동맥 혈액 가스 분석을 수행하십시오.</li>
	<li>노르 아드레날린으로 관련 저혈압 (평균 동맥압 < 60 mmHg)을 치료하십시오. 가열 패드 또는 가열 강제 공기 온난화 시스템을 사용하여 저체온증 (직장 온도 ≤ 38 °C)을 예방하십시오.</li>
</ol>2. 수술 단계 – 단계 I
<ol><li>manubrium sterni에서 턱 각도 / 후두 수준까지 중간 피부 절개로 수술을 시작하십시오. 메스, 외과 용 가위 및 포셉으로 피부와 연조직을 날카롭게 해부하십시오. 무딘 해부로 subcutis와 뚱뚱한 패드를 중앙으로 분리하십시오.</li>
	<li>미세 포셉과 외과 용 가위를 사용하여 무딘 해부로 왼쪽에있는 흉쇄 유돌기 근육의 앞쪽 위 능선을 중앙으로 입력하십시오.</li>
	<li>거시적으로, 둔탁한 준비를 수행하고 미세 포셉과 외과 용 가위를 사용하여 후두 마비를 피하기 위해 왼쪽 CCA를 미주 신경에서 조심스럽게 분리하십시오 (그림 2). 좌측 CCA의 분기는 수술내 랜드마크로서 작용한다는 점에 유의한다(도 3 및 도 4A). 다음 모든 단계의 경우 연조직 스프레더를 사용하여 수술 시각화를 개선하십시오.</li>
	<li>미주 신경에서 왼쪽 원위 CCA를 성공적으로 준비하고 해방 한 후 papaverine (40 mg / ml, 0.9 % 등장성 염화나트륨 용액으로 희석 된 1 : 1)을 국부적으로 투여하십시오. 마이크로 면봉으로 모든 혈관 세그먼트를 지속적으로 보호한 후 외부 파파베린을 추가로 투여합니다. 파파베린에 담근 왼쪽 CCA를 자가 근육 조직 아래에 놓아 혈관이 조작 현미경의 빛으로 건조되지 않도록 보호하십시오.</li>
	<li>수술 과정에서 외과 의사의 편안함을 극대화하면서 측면을 전환하십시오. 오른쪽에서 동일한 수술 절차를 반복하십시오. CCA를 미리 정의 된 랜드 마크까지 원위 및 근접으로 해부합니다 (턱 각도 / 후두 및 내부 경정맥 수준에서 경동맥 분기; 그림 4A, B). 스프레더를 재삽입하고 앞서 설명한 대로 마이크로 면봉과 파파베린을 투여하십시오.</li>
	<li>오른쪽 근위 CCA의 결찰 전에 정맥 귀 카테터를 통해 헤파린 (500 국제 단위 (IU) / kg)을 전신적으로 주사하십시오.</li>
	<li>지금부터 수술 현미경을 사용하십시오. 먼저, 동맥 혈관의 긴장을 피하기 위해 거시경으로 보이는 근위 랜드 마크의 끝에 직접 4-0 비 흡수성 봉합사로 오른쪽 근위 CCA를 리게이트하십시오.<ol>
<li>둘째, 첫 번째 4-0 합자에서 원위적으로 절단 한 후 결과 동맥 파우치가 모든 동물에서 약 3 \ u20124 mm의 표준화 된 길이가 될 것이라는 점을 고려하여 측정을 위해 용기 클립을 사용하여 6-0 비 흡수성 합자를 정확하게 4 \ u20125 mm 원위 방향으로 적용하십시오 (그림 5A, C).</li>
	</ol>
</li>
	<li>6-0 합자를 조인 후, 내피 손상을 방지하고 혈전 발생을 방지하기 위해 임시 혈관 클립(뇌동맥류 수술에 일반적으로 사용됨)으로 오른쪽 CCA를 가능한 한 멀리 원위 방향으로 고정합니다(그림 5B).</li>
	<li>이제 4-0 비 흡수성 합자를 원위 적으로 절단하십시오. 동맥 파우치를 수확하기 위해(도 5C), 6-0 비흡수성 합자를 원위적으로 두 번째 절단을 수행한다.</li>
	<li>동맥 파우치를 모든 연조직에서 꼼꼼하게 청소하고 용기 클립으로 길이, 너비 및 깊이를 측정합니다 (그림 5C). 추가 변형이 필요하지 않은 경우, 자가 동맥 이식편을 추가로 사용할 때까지 실온에서 헤파린화 된 용액 (0.9 % 등장성 염화나트륨 중 500 IU / 100 ml)에 보관하십시오.</li>
</ol>3. 동맥 파우치 분해
<ol><li>동맥 파우치 분해가 필요한 경우, 연조직을 꼼꼼하게 닦고 실험 당일 실온에서 트리스 버퍼 5ml에 녹인 돼지 엘라스타제 100IU로 20분 동안 예비배양한다. 브러시 기술을 사용하지 마십시오. 동맥 파우치를 쉐이커를 사용하여 인트라- 및 엑스트라-발광적으로 인큐베이션한다.</li>
	<li>파우치를 0.9% 등장성 염화나트륨의 헤파린화된 용액에 넣기 전에, 0.9% 등장성 염화나트륨 용액에 해부학적 포셉으로 3분 동안 부드럽게 3번 살짝 밀어 남은 돼지 엘라스타제를 씻어낸다.</li>
	<li>필요한 경우 동맥 파우치의 내강을 실리콘으로 만든 마이크로 튜브로 열어 두십시오. 젖은 마이크로 패딩으로 전체 수술 과정에서 왼쪽 및 오른쪽 CCA를 꼼꼼하게 보호하십시오.</li>
</ol>4. 수술 단계 – 단계 II
<ol><li>CCA의 추가 준비를 위해, 동맥을보다 피상적으로 움직이기 위해 두 개의 둥근 마이크로 면봉을 그 바로 아래에 놓습니다. 이제 동맥의 더 나은 시각화를 위해 왼쪽 CCA 아래에 보라색 패딩이있는 마이크로 면봉 하나를 원위 세 번째 아래에 놓습니다.</li>
	<li>0.9% 등장성 염화나트륨 100ml에 용해된 헤파린 500IU와 결합된 0.9% 등장성 염화나트륨 용액으로 우근위 CCA를 플러시한다. 장력이없는 문합을 만들려면 오른쪽 CCA를 왼쪽으로 터널링하기 위해 외과 용 가위를 사용하여 뚱뚱한 패드 / 기관주 근육 조직 아래에 놓습니다. 동맥의 연조직을 제거하십시오.<ol>
<li>이제 마이크로 가위와 포셉을 사용하여 오른쪽 CCA의 근위 측에서 2mm 물고기 입 절개를 수행하십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>운영 테이블의 측면을 변경합니다. 왼쪽 원위 CCA를 다른 임시 용기 클립으로 클립한 다음 근위 왼쪽 CCA를 두 개의 임시 용기 클립으로 클립합니다. 젖은 마이크로 면봉을 사용하여 수술 광 아래에서 노출된 모든 용기 세그먼트가 건조되지 않도록 보호하십시오.</li>
	<li>왼쪽 CCA의 원위 세 번째를 연조직으로부터 완전히 해방시키고 동맥 절제술을 수행한다. 외과 용 마이크로 포셉을 사용하고 부드럽게 연조직을 잡으십시오. 이제 동맥을 상승시키고 외과 용 마이크로 가위로 왼쪽 원위 CCA를 천천히 절개하십시오. 혈관 세그먼트를 헤파린 (0.9 % 등장성 염화나트륨 용액 100ml에 용해 된 500 IU)으로 플러시하십시오.</li>
	<li>곡선형 마이크로 포셉 및 마이크로 가위로 동맥 절제술을 수행 한 후, 왼쪽 CCA의 원위 세 번째에 위치한 동맥 절제술을 원위 방향으로 확대하여 경동맥 및 자가 이식편의 오른쪽 둔기의 직경의 약 2 배를 측정합니다. 이것은 동맥 파우치로 충분한 혈류를 허용합니다.</li>
	<li>동맥 파우치를 헤파린화 된 식염수 용액에서 꺼내십시오. 파우치를 분기가 계획되어있는 수술 현장에 두십시오. 흡수성이 없는 9-0 봉합사로 우측 경동맥 둔탁의 후면을 교합하기 시작하고, 그 다음에 물고기 입 절개 수준에서 두개골로 위치한 뒤쪽에 봉합사를 가한다. 단일 바늘로 원위부터 근위까지 후면을 바느질하십시오.</li>
	<li>봉합하는 동안, 모든 엘라스타제 프리인큐베이션된 파우치를 지속적인 관개로 촉촉하게 유지하십시오. 파우치의 용기 벽을 봉합하는 동안 곡선 수술 용 마이크로 포셉을 사용하여 팁으로 루멘을 부드럽게 엽니 다. 왼쪽 또는 근위 오른쪽 CCA의 일부를 봉합 할 때마다 직선 수술 용 마이크로 포셉을 사용하십시오. 그런 다음 수평 뒷면을 봉합하십시오.</li>
	<li>다음으로 수평 앞면을 봉합하여 동맥류의 돔에서 시작하여 바닥으로 이동합니다. 그 후, 앞쪽에 원위 방향으로 움직이는 단일 스티치로 시작하십시오.<ol>
<li>모든 단계에서 4.5\u20124.8 해부학을 봉합하는 동안 의원 성 협착을 피하기 위해 동맥 절제술에 가까운 혈관의 일부를 잡기 위해주의를 기울이십시오. 또한, 전체 수술 과정 동안 모든 혈관 세그먼트를 헤파린화 된 염화나트륨 용액 (0.9 % 등장성 염화나트륨 100ml에 용해 된 500 IU)으로 채워진 주사기로 외발광으로 지속적으로 적시고 젖은 마이크로 면봉으로 보호하십시오.</li>
		<li>아나스토마증을 끝내기 전에 헤파린화 된 0.9 % 등장성 염화나트륨 용액 (0.9 % 등장성 염화나트륨 100ml에 용해 된 500 IU)으로 전체 복합체를 관개하십시오. 엘라스타아제 변형 동맥 파우치는 건조하고 트롬보스를 만드는 경향이 강하기 때문에 가능한 한 빨리 꿰매어야 한다는 점에 주의하세요. 소화 원주 혈관에 관한 파우치 내의 잔류 엘라스타제 농도의 공격적인 행동 때문에, 혈관 복합체를 신속하게 재관류시키는 수술을 빨리 진행한다.</li>
	</ol></li>
	<li>모든 임시 혈관 클램프를 단계적으로 제거하십시오.<ol>
<li>왼쪽 CCA에서 원위 클램프를 분리합니다. 경미한 출혈을 받아들이고 문합에 마이크로 면봉을 부드럽게 각인시켜 고정시킵니다. 그런 다음 오른쪽 CCA의 클램프를 제거하고 혈전 형성을 피하기 위해 마이크로 면봉과 포셉으로 부드럽게 누릅니다.</li>
		<li>필요한 경우 임시 혈관 클립을 교체하여 충분한 응고를 제공하십시오. 그런 다음 왼쪽에서 두 용기 클립을 인접 적으로 완화하십시오. 모든 단계에서 필요한 경우 클립을 교체하여 응고를 허용하거나 다시 바느질을 수행하십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>이 단계에서 혈관 복합체의 형광 혈관 조영술을 수행한다(도 6 및 도 7). 참고: 형광 혈관조영술은 2개의 대역통과 필터, 비디오 카메라가 장착된 스마트폰 및 자전거 스포트라이트를 사용하여 1ml의 플루오레세인 IV를 투여하여 수행됩니다. 이 절차는 이미 다른 곳(20,21,22)에서 설명되었다.</li>
	<li>마지막으로, 수술 좌석을 닫으십시오. 다시 적응하고 부드럽게 운동성 유방을 보호하기 위해 단일 노드가있는 3-0 재 흡수 가능한 봉합사로 지방 패드를 봉합하십시오. 같은 방식으로 subcutis와 피부를 닫습니다.</li>
</ol>5. 수술 후 단계
<ol><li>수술이 끝날 때 isoflurane 및 전신 진통 투여를 중단하고 삼키는 반사가 돌아 오자마자 기관 삽관을 제공하십시오.</li>
	<li>0.5 mg/kg의 멜록시캄 IV, 10 mg/kg 아스피린(ASS) IV, 100 μg의 비타민 B12 SC 및 20 mg/kg의 클라녹실 IV를 투여하십시오.</li>
	<li>토끼가 자발적으로 흉골 잔해를 회복 할 때까지 보충 산소와 적극적인 온난화를 제공하십시오.</li>
	<li>설치류와 토끼의 통증 평가 및 관리에 대한 지침에 따라 처음 3 일 동안 하루에 네 번 수술 후 추적 관찰 및 동물 관리를 수행하십시오23,24.</li>
	<li>통증 평가를위한 점수 시트에 따라 외이에 적용된 펜타닐 패치 (12 μg / h), 하루에 한 번 멜록시캄 SC 및 구조 요법 SC로 메타돈으로 수술 후 진통을 투여하십시오. 모든 토끼에서 3 일 동안 250 IU / kg 저분자 헤파린 (LMH)을 피하 투여하십시오.</li>
</ol>

이 연구는 연구위원회, Kantonsspital Aarau, Aarau, Switzerland 및 스위스 국립 과학 재단 SNF (310030_182450)의 연구 기금에 의해 지원되었습니다. 저자는 제시된 연구의 설계 및 수행에 대한 전적인 책임이 있으며 경쟁 이익을 선언하지 않습니다.

우리의 연구는 토끼의 벽 조건이 다른 진정한 분기 동맥류 모델을 만들 가능성을 보여줍니다. 전반적으로, 평균 체중이 3.7 ± 0.09kg이고 평균 연령이 112 ± 3 일인 14 마리의 암컷 뉴질랜드 흰 토끼가 연구에 포함되었습니다. 모든 동맥류의 85.72 %는 28 일 동안 추적 관찰 기간 동안 특허를 유지했습니다. 두 마리의 동물이 조기에 사망했습니다 (사망률 12.5 %).
이전의 연구는 혈관 내...

두개내 동맥류(IA) 파열로 인한 Subarachnoid 출혈은 혈관내 또는 미세외 과적 폐색 기술(1,2,3,4)에 의해 효과적으로 조절될 수 있다. 코일링 후 IA 재발의 주요 한계를 극복하기 위해 다른 혈관 내 치료법은 지난 수십 년 동안 혈관 내 장치 테스트의 필요성이 증가하면서 중요성을 얻었습니다. 이러한 새로운 치료 접근법을 테스트하기 위해 유변학 적 특성, 혈역학 및 동맥류 벽 상태를 존중하는 적절한 동물 모델은 5,6,7 개가 매우 보증됩니다. 이러한 맥락에서, 임상 및 전임상 연구는 이미 폐색 후 동맥류 파열 및 재발에 관한 동맥류 벽 조건의 중요한 역할을 밝혀 냈으며, 특히 벽화 세포 7,8,9의 손실에 초점을 맞추고 있습니다.
지금까지 토끼의 실험적 동맥류는 엘라스타제 배양된 일반적인 경동맥(CCA) 그루터기 또는 인공 CCA 분기로 봉합된 정맥 파우치에 의해 가장 자주 생성되었다. 10,11,12,13,14,15,16 따라서, 진정한 동맥 파우치 분기 모델은 결코 설명되지 않았다.
이 연구의 목적은 토끼 모델에서 서로 다른 벽 조건을 가진 분기 동맥류의 미세 외과 적 생성을위한 안전하고 빠르며 표준화 된 기술을 설계하는 것이 었습니다 (그림 1). 이것은 변형되지 않고 변형 된 동맥 파우치를 두 CCA의 인공 생성 된 분기로 봉합함으로써 달성되었습니다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>3-0 resorbable suture</td>
			<td>Ethicon Inc., USA</td>
			<td>VCP428G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G0762563</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>C0766070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G1111140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adrenaline</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1445419</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amiodarone</td>
			<td>Helvepharm AG</td>
			<td>5078567</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirin</td>
			<td>Sanofi-Aventis (Suisse) SA</td>
			<td>622693</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine</td>
			<td>Labatec Pharma SA</td>
			<td>6577083</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter blue</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FD1B</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter green</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FGV9</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bicycle spotlight</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biemer vessel clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FD560R</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bispectral index (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood pressure cuff (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamoxyl</td>
			<td>GlaxoSmithKline AG</td>
			<td>758808</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexmedetomidine</td>
			<td>Ever Pharma</td>
			<td>136740-1</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocardiogram electrodes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastase</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45125</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ephedrine</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1435734</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Esmolol</td>
			<td>OrPha Swiss GmbH</td>
			<td>3284044</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (intravenous use)</td>
			<td>Janssen-Cilag AG</td>
			<td>98683</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (transdermal)</td>
			<td>Mepha Pharma AG</td>
			<td>4008286</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoresceine</td>
			<td>Curatis AG</td>
			<td>5030376</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fragmin</td>
			<td>Pfizer PFE Switzerland GmbH</td>
			<td>1906725</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glyco</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotonic sodium chloride solution (0.9%)</td>
			<td>Fresenius KABI</td>
			<td>336769</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>342261</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory shaker</td>
			<td>Stuart</td>
			<td>SRT6</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>747466</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Longuettes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metacam</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>P7626406</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methadone</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>1084546</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam</td>
			<td>Accord Healthcare AG</td>
			<td>7752484</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>O2-Face mask</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operation microscope</td>
			<td>Wild Heerbrugg</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Papaverine</td>
			<td>Bichsel</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prilocaine-lidocaine creme</td>
			<td>Emla</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Switzerland</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse oxymeter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectal temperature probe (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivacaine</td>
			<td>Aspen Pharma Schweiz GmbH</td>
			<td>1882249</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpell</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>210</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smartphone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue spreader</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel sponge bowls</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile micro swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stethoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery drape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes 1 ml, 2ml and 5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris-Buffer</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>93302</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clip applicator</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>FT495T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vein and arterial catheter 22 G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitarubin</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>6847559</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil titan standard clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FT242T</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit

두개내 동맥류에 대한 혈관 내 치료는 지난 수십 년 동안 중요성을 얻었고, 결과적으로 혈관 내 장치를 검사해야 할 필요성이 증가하고 있습니다. 류학적, 혈역학적 및 동맥류 벽 조건을 존중하는 동물 모델은 매우 보증됩니다. 따라서, 본 연구의 목적은 토끼에서 변형되지 않고 변형되지 않은 벽 조건을 갖는 자가 동맥류 분기 동맥류를 만들기 위해 신규한 표준화되고 재현 가능한 수술 기술을 설계하는 것이었다.
Bifurcation 동맥류는 좌측 일반적인 경동맥의 우측 해부학에 의해 생성되었으며, 둘 다 미세 외과 적으로 봉제 된 동맥 파우치의 부모 동맥 역할을합니다. 이식편을 근위 우측 공통 경동맥으로부터 취하고, 대조군(n=7, 즉각적인 자가 재이식) 또는 변형(n=7, 자가 재이식 전에 20분 동안 100개의 국제 단위 엘라스타제와 함께 인큐베이션)하기 위해 취하였다. 파우치 및 모동맥 개통은 생성 직후 형광 혈관조영술에 의해 조절되었다. 추적 관찰 (28 일)에서 모든 토끼는 대조 강화 자기 공명 혈관 조영술 및 형광 혈관 조영술을 거친 다음 동맥류 수확, 거시적 및 조직 학적 평가를 받았다.
총 16 마리의 암컷 뉴질랜드 흰 토끼가 수술을 받았다. 두 마리의 동물이 조기에 사망했습니다. 후속 조치에서 모든 동맥류의 85.72 %가 특허를 유지했습니다. 두 그룹 모두 시간이 지남에 따라 동맥류 크기의 증가를 나타냈다. 이것은 대조군(생성 시의 6.48 ± 1.81 mm3 대 추적 관찰시 19.85 ± 6.40 mm3, p = 0.037)에서 변형된 그룹(생성 시 8.03 ± 1.08 mm3 대 후속± 6.16mm3, p = 0.054)에서 더 두드러졌다.
우리의 발견은 미세 외과 적 접근법에서 다른 벽 조건을 가진 분기 동맥류를 만들 수있는이 새로운 토끼 모델의 적절성을 보여줍니다. 시간이 지남에 따라 동맥류 성장의 우수한 장기 개통성과 특성을 감안할 때,이 모델은 새로운 혈관 내 요법의 전임상 평가를위한 중요한 도구로 작용할 수 있습니다.

일곱 마리의 동물로 구성된 파일럿 시리즈에 이어 완전히 16 마리의 동물이 실험 프로토콜에 포함되었습니다. 두 마리의 동물이 조기에 사망하여 최종 분석에서 제외되었습니다 (사망률 12.5 %). 14마리의 동물에 대해 계산하여, 형광 혈관조영술 동안 즉각적인 동맥류 개통률은 대조군 및 변형군 모두에서 71.43%였다. 네 개의 동맥류는 연속적인 혈전 대피로 다시 열어야했으며 반복적 인 형광 혈관 조...

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Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

두개내 동맥류 치료를 위한 혈관 내 장치를 개발하고 테스트하는 것은 여전히 매우 중요합니다. 오늘날 사용되는 대부분의 동맥류 모델은 동맥 퇴화 벽의 중요한 특성이나 진정한 분기의 혈역학을 놓치고 있습니다. 따라서 우리는 토끼에서 새로운 동맥 파우치 분기 모델을 설계하는 것을 목표로했습니다.

토끼의 동맥 파우치 미세 외과 분기 동맥류 모델

Endovascular treatment for intracranial aneurysms gained importance over the past decades, consequently there is an increased need of testing endovascular ...

arterial-pouch-microsurgical-bifurcation-aneurysm-model-in-the-rabbit

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.3K 조회수.  Kantonsspital Aarau. 두개내 동맥류 치료를 위한 혈관 내 장치를 개발하고 테스트하는 것은 여전히 매우 중요합니다. 오늘날 사용되는 대부분의 동맥류 모델은 동맥 퇴화 벽의 중요한 특성이나 진정한 분기의 혈역학을 놓치고 있습니다. 따라서 우리는 토끼에서 새로운 동맥 파우치 분기 모델을 설계하는 것을 목표로했습니다.

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Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer's Disease Mouse Model

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks of Alzheimer's disease. The central component of neuritic plaques is a small filamentous protein called amyloid &beta; protein (A&beta;)1, which is derived from sequential proteolytic cleavage of the beta-amyloid precursor protein (APP) by &beta;-secretase and &gamma;-secretase. The amyloid hypothesis entails that A&gamma;-containing plaques as the underlying toxic mechanism in AD pathology2. The postmortem analysis of the presence of neuritic plaque confirms the diagnosis of AD. To further our understanding of A&gamma; neurobiology in AD pathogenesis, various mouse strains expressing AD-related mutations in the human APP genes were generated. Depending on the severity of the disease, these mice will develop neuritic plaques at different ages. These mice serve as invaluable tools for studying the pathogenesis and drug development that could affect the APP processing pathway and neuritic plaque formation. In this protocol, we employ an immunohistochemical method for specific detection of neuritic plaques in AD model mice. We will specifically discuss the preparation from extracting the half brain, paraformaldehyde fixation, cryosectioning, and two methods to detect neurotic plaques in AD transgenic mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thiofalvin S staining method.

One of the pathological characteristics of AD is the formation of Amyloid &#x03B2; protein positive neuritic plaques. In this protocol we describe two methods to detect neuritic plaques in transgenic AD model mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thioflavin S staining method.

알츠하이머 질병 마우스 모델에서 Neuritic Plaques의 감지

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks ...

연구

신경과학

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

의 Proprioceptors의 시각화<em&gt; Drosophila</em&gt; 애벌레와 Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These neurotropic cancer cells have a unique ability to migrate unidirectionally along nerves towards the central nervous system (CNS). The dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model is a three dimensional (3D) in vitro model frequently used for studying the interaction between neural stroma and cancer cells. In this model, mouse or human cancer cell lines are grown in ECM adjacent to preparations of freshly dissociated cultured DRG. In this article, the DRG isolation protocol from mice, and implantation in petri dishes for co-culturing with pancreatic cancer cells are demonstrated. Five days after implantation, the cancer cells made contact with the DRG neurites. Later, these cells formed bridgeheads to facilitate more extensive polarized, neurotropic migration of cancer cells.

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

This video article shows the use of the dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model in pancreatic ductal adenocarcinoma.

등쪽 뿌리 신경절 모델 : 암성 신경 침략의 생체 외 모델링에서

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

The Use of Trace Eyeblink Classical Conditioning to Assess Hippocampal Dysfunction in a Rat Model of Fetal Alcohol Spectrum Disorders

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain undergoes rapid organizational change and is similar to accelerated brain changes that occur during the third trimester in humans. This model of fetal alcohol spectrum disorders (FASDs) produces severe brain damage, mimicking the amount and pattern of binge-drinking that occurs in some pregnant alcoholic mothers. We describe the use of trace eyeblink classical conditioning (ECC), a higher-order variant of associative learning, to assess long-term hippocampal dysfunction that is typically seen in alcohol-exposed adult offspring. At 90 days of age, rodents were surgically prepared with recording and stimulating electrodes, which measured electromyographic (EMG) blink activity from the left eyelid muscle and delivered mild shock posterior to the left eye, respectively. After a 5 day recovery period, they underwent 6 sessions of trace ECC to determine associative learning differences between alcohol-exposed and control rats. Trace ECC is one of many possible ECC procedures that can be easily modified using the same equipment and software, so that different neural systems can be assessed. ECC procedures in general, can be used as diagnostic tools for detecting neural pathology in different brain systems and different conditions that insult the brain.

Trace eyeblink classical conditioning (ECC) was used to assess hippocampal-dependent associative learning in adult rats that were administered a high concentration (11.9% v/v) of alcohol during early neonatal brain development. In general, ECC procedures are sound diagnostic tools for detecting brain dysfunction across many psychological and biomedical settings.

태아 알코올 스펙트럼 장애의 쥐 모델에서 Hippocampal 기능 장애를 평가 하기 위해 추적 Eyeblink 클래식 컨디셔닝의 사용

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor determining patient outcome and is therefore frequently taken as a study endpoint. However, in small animal studies on SAH, quantification of cerebral vasospasm is a major challenge. Here, an ex vivo method is presented that allows quantification of volumes of entire vessel segments, which can be used as an objective measure to quantify cerebral vasospasm. In a first step, endovascular casting of the cerebral vasculature is performed using a radiopaque casting agent. Then, cross-sectional imaging data are acquired by micro computed tomography. The final step involves 3-dimensional reconstruction of the virtual vascular tree, followed by an algorithm to calculate center lines and volumes of the selected vessel segments. The method resulted in a highly accurate virtual reconstruction of the cerebrovascular tree shown by a diameter-based comparison of anatomical samples with their virtual reconstructions. Compared with vessel diameters alone, the vessel volumes highlight the differences between vasospastic and non-vasospastic vessels shown in a series of SAH and sham-operated mice.

The goal of this article is to present a method that allows a 3-dimensional reconstruction of the cerebrovascular tree in mice after micro computed tomography and determination of volumes of entire vessel segments that can be used to quantify cerebral vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage.

거미 막 밑 출혈의 Murine 모델에 대뇌 Vasospasm의 정량화에 대 한 체적 메서드

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and indocyanine green are used to enable the observation of blood flow and vessel perfusion status, respectively. The aim of this study is to apply FVA to verify real-time blood flow, vessel perfusion status and occlusion of aneurysms after induction of sidewall aneurysms in rabbits and rats, as well as to validate the procedure in these species.
Twenty sidewall aneurysms were created in 10 rabbits by suturing a decellularized arterial vessel pouch on the carotid artery of a donor rabbit. In addition, 48 microsurgical sidewall aneurysms were created in 48 rats. During follow-up at one month after creation, the parent artery/aneurysm complex was dissected and FVA was performed using an intravenous fluorescein (10%, 1 mL) injection via an ear vein catheterization in rabbits and a femoral vein catherization in rats. Aneurysms were then harvested, and patency was evaluated macroscopically.
Macroscopically, 14 out of 16 aneurysms in rabbits indicated no residual parent artery perfusion with totally occluded luminae, however 11 (79%) were detected by FVA. Four aneurysms were excluded due to technical problems. In rats, residual aneurysm perfusion was macroscopically observed in 25 out of 48 cases. Of the 23 without macroscopic evidence of perfusion, FVA confirmed the incidence of 22 aneurysms (96%). There were no adverse events associated with FVA. Fluorescein is easily applicable and no special equipment is needed. It is a safe and extremely effective method for evaluating parent artery integrity and aneurysm patency/residual perfusion in an experimental setting with rabbits and rats. FVA using fluorescein as a contrast agent appears to be effective in controlling patency of aneurysms and the underlying vessel and can even be adapted to bypass surgery.

We present a protocol to efficiently evaluate aneurysm perfusion and vessel patency of sidewall aneurysm in rats and rabbits, using fluorescein-based fluorescence video angiography (FVA). With a positive predictive value of 92.6%, it is a simple but very effective and economical method with no special equipment required.

쥐와 토끼 동맥류 모형에 있는 동맥류 관류 그리고 부모 동맥 Patency의 평가를 위한 형광 혈관 조영술

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and ...

Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain death (BD) still represents the major source for solid transplants. Unfortunately, the irreversible loss of brain function is known to induce multiple pathophysiological changes, including hemodynamic as well as hormonal modifications, finally leading to a systemic inflammatory response. Models that allow a systematic investigation of these effects in vivo are scarce. We present a murine model of BD induction, which could aid investigations into the devastating effects of BD on allograft quality. After implementing intra-arterial blood pressure measurement via the common carotid artery and reliable ventilation via a tracheostomy, BD is induced by steadily increasing intracranial pressure using a balloon catheter. Four hours after BD induction, organs may be harvested for analysis or for further transplantation procedures. Our strategy enables the comprehensive analysis of donor BD in a murine model, therefore allowing an in-depth understanding of BD-related effects in solid organ transplantation and potentially paving the way to optimized organ preconditioning.

We present a murine model of brain death induction in order to evaluate the influence of its pathophysiological effects on organs as well as on consecutive grafts in the context of solid organ transplantation.

기관 절제술을 통해 동맥 내 혈압 모니터링 및 환기를 사용하여 마우스에서 뇌 사멸 유도

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

쥐와 마우스 두뇌에 신경 줄기 세포의 동맥 내 납품: 대뇌 허혈에 응용 프로그램

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% of the total stroke-related mortality with an important morbidity in terms of neurological outcome. A delayed cerebral vasospasm (CVS) may occur most often in association with a delayed cerebral ischemia. Different animal models of SAH are now being used including endovascular perforation and direct injection of blood into the cisterna magna or even the prechiasmatic cistern, each exhibiting distinct advantages and disadvantages. In this article, a standardized mouse model of SAH by double direct injection of determined volumes of autologous whole blood into the cisterna magna is presented. Briefly, mice were weighed and then anesthetized by isoflurane inhalation. Then, the animal was placed in a reclining position on a heated blanket maintaining a rectal temperature of 37 &#176;C and positioned in a stereotactic frame with a cervical bend of about 30&#176;. Once in place, the tip of an elongated glass micropipette filled with the homologous arterial blood taken from carotid artery of another mouse of the same age and gender (C57Bl/6J) was positioned at a right angle in contact with the atlanto-occipital membrane by means of a micromanipulator. Then 60 &#181;L of blood was injected in the cisterna magna followed by a 30&#176; downward tilt of the animal for 2 minutes. The second infusion of 30 &#181;L of blood into the cisterna magna was performed 24 h after the first one. The individual follow-up of each animal is carried out daily (careful evaluation of weight and well-being). This procedure allows a predictable and highly reproducible distribution of blood, likely accompanied by intracranial pressure elevation that can be mimicked by an equivalent injection of an artificial cerebral spinal fluid (CSF), and represents an acute to mild-model of SAH inducing low mortality.

We described in this protocol a standardized subarachnoid hemorrhage (SAH) mouse model by a double injection of autologous whole-blood into the cisterna magna. The high degree of standardization of the double-injection procedure represents a middle-to-acute model of SAH with relative safety regarding mortality.

수브라크누드 출혈의 모델로 시스테나 마그나에 혈액을 이중 직접 주입

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% ...

A Rat Model of EcoHIV Brain Infection

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. Establishment of the EcoHIV infected rat model for studies of drug abuse and neurocognitive disorders, would be beneficial in the study of neuroHIV and HIV-1 associated neurocognitive disorders (HAND). In the present study, we demonstrate the successful creation of a rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV). First, the lentiviral construct of EcoHIV was packaged in cultured 293 FT cells for 48 hours. Then, the conditional medium was concentrated and titered. Next, we performed bilateral stereotaxic injections of the EcoHIV-EGFP into F344/N rat brain tissue. One week after infection, EGFP fluorescence signals were detected in the infected brain tissue, indicating that EcoHIV successfully induces an active HIV infection in rats. In addition, immunostaining for the microglial cell marker, Iba1, was performed. The results indicated that microglia were the predominant cell type harboring EcoHIV. Furthermore, EcoHIV rats exhibited alterations in temporal processing, a potential underlying neurobehavioral mechanism of HAND as well as synaptic dysfunction eight weeks after infection. Collectively, the present study extends the EcoHIV model of HIV-1 infection to the rat offering a valuable biological system to study HIV-1 viral reservoirs in the brain as well as HAND and associated comorbidities such as drug abuse.

Here, we present a protocol to establish a new rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV), which is critical for enhancing our understanding of HIV-1 viral reservoirs in the brain and offering a system to study HIV-associated neurocognitive disorders and associated comorbidities (i.e., drug abuse).

에코HIV 뇌 감염의 쥐 모델

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. ...