Os autores agradecem a Olgica Beslac e Kay Nettelbeck pelo excelente apoio e assistência técnica durante a fase peri-operatória e a Alessandra Bergadano, DVM, PhD, pela supervisão dedicada da saúde animal a longo prazo.

Todos os cuidados veterinários foram realizados de acordo com as diretrizes institucionais (todos os experimentos foram aprovados pelo Comitê Local de Cuidados Com Animais do Cantão Bern, Suíça (BE 108/16)) e realizados sob supervisão de um anestesista veterinário certificado pelo conselho. As diretrizes de ARRIVE e os princípios 3R foram rigorosamente seguidos17,18.
NOTA: Abrigar todos os animais a uma temperatura ambiente de 22\u201224 Celsius (°C) e manter um ciclo claro/escuro de 12 horas.. Forneça acesso gratuito à dieta de água, pelotas e ad libitum hay todas as vezes. As análises estatísticas foram realizadas utilizando-se o teste não paramétrico Wilcoxon-Mann-Whitney-U. Considerou-se significativo um valor de probabilidade (p) de ≤ 0,05.
1. Fase pré-úrgica
<ol><li>Realize um exame clínico pré-operatório detalhado de todos os coelhos planejados para a cirurgia imediatamente próximo a uma sala de cirurgia tranquila e asséptica mantendo uma temperatura de 23 ± 3 °C.<ol>
<li>Registo o peso de cada animal, avalie macroscopicamente as membranas mucosas, o tempo de recarga capilar e a qualidade do pulso.</li>
		<li>Mais adiante, realize a auscultação cardíaca com estetoscópio e palpação abdominal.</li>
		<li>Com base nos achados clínicos, atribuem uma classificação da Sociedade Americana de Anestesiologistas (ASA) a cada coelho19. Inclua apenas animais com pontuação ASA I no estudo.</li>
		<li>Raspe ambas as orelhas externas com um barbeador elétrico e aplique creme prilocaine-lidocaína em artérias e veias auriculares.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sedar o coelho com uma combinação de 20 miligramas (mg)/killograma (kg) de cetamina, 100 mg/kg de dexmedetomidina e 0,3 mg/kg de metadona injetada subcutânea (SC) através de uma seringa.</li>
	<li>Deixe cada animal imperturbável por pelo menos 15 minutos.</li>
	<li>A partir daí, sob oxigenação suplementar com 3 litros (l) /minuto (min) através de uma máscara facial solta e monitoramento constante através de um oxímetro de pulso, coloque uma cânula de 22 G na artéria central auricular esquerda e outra cânula de 22 G na veia auricular do ouvido contralateral.</li>
	<li>Raspe o campo cirúrgico (pescoço) e injete 0,75% de ropivacaína peri-incisional intradermicamente. Em seguida, raspe a testa e prepare-se para colocar sensores eletroencefalográficos pediátricos (EEG).</li>
	<li>Induzir anestesia geral com propofol 1-2 mg/kg por via intravenosa (IV) para efeito. Em seguida, entuba imediatamente a traqueia de todos os coelhos com um tubo de silicone (3 milímetros (mm) de diâmetro interno sob controle capnográfico. Depois, transporte todos os coelhos para a sala de cirurgia, coloque-os em recumbência dorsal e conecte o tubo a um sistema de círculo pediátrico.</li>
	<li>Alcançar o aprofundamento e manutenção da anestesia através de isoflurano em oxigênio, visando uma concentração máxima de isoflurane de extremidade máxima de 1,3%.</li>
	<li>Garantir o monitoramento clínico e instrumental (oximetria de pulso, doppler e pressão arterial invasiva, eletrocardiograma de 3 chumbo, EEG, monitoramento da temperatura retal e gases inalados e expirados) até a extubação traqueal.</li>
	<li>Para manter a hidratação, forneça o lactato de Ringer a uma infusão de taxa contínua (CRI) de 5 ml/kg/h através do acesso venoso. Confirme sempre a anestesia adequada usando pinças do dedo do dedo em um intervalo de 10 minutos.</li>
	<li>Desinfete o campo cirúrgico usando iodo povidone do manúbrio sterni para ambos os ângulos da mandíbula. Agora, realize o draping estéril do campo cirúrgico.</li>
	<li>Durante a cirurgia, forneça analgesia com lidocaína a um CRI de 50 microgramas (μg)/kg/min e fentanil a 3\u201210 μg/kg/h. Aplique ventilação espontânea ou assistida, bem como hipercapnia permissiva. Realize a análise de gás arterial pelo menos uma vez durante a cirurgia.</li>
	<li>Tratar hipotensão relevante (pressão arterial média < 60 mmHg) com noradrenalina. Evite hipotermia (temperatura retal ≤ 38 °C) usando uma almofada de aquecimento ou um sistema de aquecimento forçado de aquecimento.</li>
</ol>2. Fase cirúrgica – Passo I
<ol><li>Inicie a cirurgia com uma incisão mediana da pele do manúbrio sterni ao nível dos ângulos da mandíbula/laringe. Dissecar bruscamente a pele e o tecido mole com um bisturi, tesoura cirúrgica e fórceps. Separe o subcutis e o bloco de gordura medialmente por dissecção sem cortes.</li>
	<li>Entre no cume superior anterior do músculo estenicleidomastoide mediadamente no lado esquerdo por dissecção contundente, usando micro fórceps e tesoura cirúrgica.</li>
	<li>Macroscopicamente, realize a preparação contundente e separe cuidadosamente a CCA esquerda do nervo vagal distally para evitar parese laríngea usando ainda mais micro fórceps e tesoura cirúrgica (Figura 2). Note-se que a bifurcação da CCA esquerda serve como marco intraoperatório (Figura 3 e Figura 4A). Para todas as etapas seguintes, use um espalhador de tecido mole para melhorar a visualização cirúrgica.</li>
	<li>Após a preparação bem sucedida e a liberação da CCA distal esquerda do nervo vagal, administre papaverina (40 mg/ml, 1:1 diluída em 0,9% solução isotônica de cloreto de sódio) localmente. Proteja continuamente todos os segmentos de embarcações com micro cotonetes seguidos de uma administração papaverina externamente. Coloque a CCA esquerda encharcada de papaverina abaixo do tecido muscular autólogo para proteger o vaso da secagem sob a luz do microscópio de operação.</li>
	<li>Mude de lado enquanto maximiza o conforto do cirurgião durante o procedimento cirúrgico. Repita o mesmo procedimento cirúrgico no lado direito. Disseque a CCA distral e proximally até os marcos predefinidos (bifurcação carótida ao nível dos ângulos da mandíbula/laringe e veia jugular interna; Figura 4A,B). Reinserir um espalhador e administrar micro cotonetes e papaverina como descrito anteriormente.</li>
	<li>Antes da ligadura do CCA proximal direito, injete heparina (500 unidades internacionais (UI)/kg) sistematicamente através de um cateter auditivo venoso.</li>
	<li>Use um microscópio cirúrgico de agora em diante. Primeiro, ligar a CCA proximal direita com uma sutura 4-0 não absorvível diretamente no final do marco proximal macroscopicamente visível para evitar qualquer tensão no vaso arterial.<ol>
<li>Em segundo lugar, aplique uma ligadura 6-0 não absorvível exatamente 4\u20125 mm distally usando um clipe de vaso para medição, considerando que após cortar distally da primeira ligadura 4-0, a bolsa arterial resultante será de comprimento padronizado de cerca de 3\u20124 mm em cada animal (Figura 5A,C).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Depois de apertar a ligadura 6-0, aperte a CCA direita o mais longe possível com um clipe de vaso temporário (como normalmente usado em cirurgia de aneurisma cerebral) para evitar qualquer dano endotelial e criar um longo segmento de vaso para irrigação, a fim de prevenir trombogênese (Figura 5B).</li>
	<li>Agora faça um corte distally para a ligadura 4-0 não absorvível. Para colher a bolsa arterial (Figura 5C), realize um segundo corte distally para a ligadura 6-0 não absorvível.</li>
	<li>Limpe a bolsa arterial meticulosamente de todo tecido mole e meça seu comprimento, largura e profundidade (Figura 5C) com um clipe de vaso. Se não for necessário mais modificações, mantenha o enxerto arterial autólogo em uma solução heparinizada (500 UI/100 ml em cloreto de sódio isotônico de 0,9%) à temperatura ambiente até uso posterior.</li>
</ol>3. Degradação da bolsa arterial
<ol><li>Se for necessária uma degradação da bolsa arterial, limpe-o meticulosamente do tecido mole e pré-insuse com 100 UI de elastase suína dissolvida em 5 ml de tris-tampão à temperatura ambiente no dia do experimento por 20 minutos. Não use uma técnica de escova. Incubar a bolsa arterial intra e extra-luminally usando um shaker.</li>
	<li>Antes de colocar a bolsa em uma solução heparinizada de cloreto de sódio isotônico de 0,9%, deslize-a três vezes por 3 minutos com fórceps anatômicos em 0,9% solução isotônica de cloreto de sódio para lavar o restante da descoramas porcina.</li>
	<li>Se necessário, mantenha o lúmen da bolsa arterial aberto com um microtubo feito de silicone; proteger meticulosamente a CCA esquerda e direita durante todo o procedimento cirúrgico com micro estofamentos molhados.</li>
</ol>4. Fase cirúrgica – Passo II
<ol><li>Para uma preparação adicional da CCA, coloque dois micro cotonetes redondos diretamente abaixo dela para mover a artéria de forma mais superficial. Agora, coloque um micro cotonete com um estofamento roxo sob a CCA esquerda no terço distal para melhor visualização da artéria.</li>
	<li>Lave a CCA proximal direita com uma solução de cloreto de sódio isotônico de 0,9% combinado com 500 UI de heparina dissolvida em 100 ml de cloreto de sódio isotônico de 0,9%. Para criar uma anastomose livre de tensão, coloque a CCA direita sob a musculatura de almofada de gordura/peritracheal usando uma tesoura cirúrgica para túnel para o lado esquerdo. Remova o tecido mole da artéria.<ol>
<li>Agora realize uma incisão bucal de 2 mm no lado proximal da CCA direita usando uma micro tesoura e fórceps.</li>
	</ol></li>
	<li>Mude o lado da mesa de operação. Corte a CCA distal esquerda com outro clipe temporário de vaso seguido pela CCA esquerda proximal com dois clipes temporários de vaso. Proteja todos os segmentos de vasos expostos de secar sob a luz cirúrgica usando micro cotonetes molhados.</li>
	<li>Liberte o terço distal da CCA esquerda completamente do tecido mole e realize uma arteriotomia. Use micro fórceps cirúrgicos e pegue delicadamente alguns tecidos moles. Agora eleve a artéria e incise a CCA distal esquerda lentamente com uma micro tesoura cirúrgica. Lave os segmentos de vasos com heparina (500 UI dissolvida em 100 ml de solução isotônica de cloreto de sódio 0,9%).</li>
	<li>Após a realização da arteriotomia com micro fórceps curvados e micro tesouras, amplie a arteriotomia localizada no terço distal da CCA esquerda, medindo cerca de 2 vezes do diâmetro da direita da artéria carótida e do enxerto autólogo. Isso permite o fluxo sanguíneo suficiente para a bolsa arterial.</li>
	<li>Tire a bolsa arterial da solução salina heparinizada. Coloque a bolsa no campo cirúrgico, onde a bifurcação está planejada. Comece a suturar a parte traseira da direita carótida sem corte, localizada com uma sutura 9-0 não absorvível, seguida de uma sutura no lado traseiro cranialmente localizado ao nível da incisão da boca do peixe. Finalize a costura da parte traseira do distal ao proximal por pontos únicos.</li>
	<li>Enquanto sutura, mantenha todas as bolsas pré-insubadas elas úmidas com irrigação contínua. Enquanto suturar a parede do vaso da bolsa, use micro fórceps cirúrgicos curvos para abrir suavemente o lúmen com sua ponta. Sempre que suturar partes da CCA direita esquerda ou proximal, use micro fórceps cirúrgicos retos. Depois, suturar a parte traseira horizontal.</li>
	<li>Em seguida, suturar o lado frontal horizontal, começando na cúpula do aneurisma movendo-se para sua base. Depois, comece com pontos individuais no lado da frente movendo-se caudally.<ol>
<li>Para todas as etapas 4.5\u20124.8 enquanto sutura a anastomose preste atenção apenas para pegar a parte do vaso perto da arteriotomia para evitar estenose iatrogênica. Além disso, umedeça continuamente todos os segmentos de vasos durante todo o procedimento cirúrgico extraluminal com uma seringa cheia de solução de cloreto de sódio heparinizado (500 UI dissol dissol em 100 ml de cloreto de sódio isotônico) e proteja-os com micro cotonetes molhados.</li>
		<li>Antes de terminar a anastomose, irrigar todo o complexo com solução de cloreto de sódio isotônico heparinizada de 0,9% intraluminal (500 UI dissol em 100 ml de cloreto de sódio isotônico) de 0,9%). Cuidado para que bolsas arteriais modificadas elastase devem ser costuradas o mais rápido possível devido à sua forte tendência de secar e trombose. Devido ao comportamento agressivo da concentração de elastase residual na bolsa em relação à digestão de vasos circunferenciais, proceda rapidamente com a cirurgia para reutilizar rapidamente o complexo do vaso.</li>
	</ol></li>
	<li>Remova todos os grampos vasculares temporários em sentido passo a passo.<ol>
<li>Remova o grampo distal da CCA esquerda. Aceite um sangramento menor e agite-o imprimindo suavemente micro cotonetes na anastomose. Em seguida, remova o grampo da CCA direita, pressione suavemente com micro swab e fórceps para evitar a formação de trombos.</li>
		<li>Se necessário, substitua os clipes vasculares temporários para fornecer coagulação suficiente. Depois, alivie os dois clipes do vaso do lado esquerdo proximally. Se necessário em qualquer etapa, substitua os clipes para permitir a coagulação ou para realizar a re-costura.</li>
	</ol></li>
	<li>Nesta fase realizam a angiografia da fluorescência do complexo vaso (Figura 6 e Figura 7). NOTA: A angiografia da fluorescência é realizada administrando 1 ml de fluoresceína IV, utilizando 2 filtros de bandpass, um smartphone com câmera de vídeo e um holofote de bicicleta. Este procedimento já foi descrito em outros lugares 20,21,22.</li>
	<li>Por último, feche o situs operacional. Readapt e sutura suavemente a almofada de gordura com uma sutura 3-0 resorbável com nódulos únicos para proteger a anastomose. Feche subcutis e pele da mesma forma.</li>
</ol>5. Fase pós-úrgica
<ol><li>Descontinuar a administração de isoflurane e analgesia sistêmica no final da cirurgia e fornecer extubação traqueal assim que o reflexo de engolir tiver retornado.</li>
	<li>Administrar 0,5 mg/kg de meloxicam IV, aspirina 10 mg/kg (ASS) IV, 100 μg de vitamina B12 SC e 20 mg/kg de clamoxyl IV.</li>
	<li>Fornecer oxigenação suplementar e aquecimento ativo até que os coelhos tenham recuperado espontaneamente a recumência severa.</li>
	<li>Realizar acompanhamento pós-operatório e cuidados com animais quatro vezes ao dia nos três primeiros dias, de acordo com as diretrizes para avaliação e manejo da dor em roedores e coelhos23,24.</li>
	<li>Administre analgesia pós-operatória através de um patch de fentanil (12 μg/h) aplicado no ouvido externo, meloxicam uma vez por dia SC por três dias e metadona como terapia de resgate SC, de acordo com a folha de pontuação para avaliação da dor. Administre 250 UI/kg de heparina de baixa molecular (LMH) subcutânea por três dias em todos os coelhos.</li>
</ol>

Este trabalho foi apoiado pelos fundos de pesquisa do Conselho de Pesquisa, Kantonsspital Aarau, Aarau, Suíça e da Fundação Nacional de Ciência snf (310030_182450). Os autores são os únicos responsáveis pelo desenho e conduta do estudo apresentado e não declaram interesses concorrentes.

Nosso estudo demonstra a viabilidade de criar um verdadeiro modelo de aneurisma de bifurcação com diferentes condições de parede em coelhos. No total, 14 coelhos brancos da Nova Zelândia com peso médio de 3,7 ± 0,09 kg e idade média de 112 ± 3 dias foram incluídos no estudo. 85,72% de todos os aneurismas permaneceram patenteados durante um seguimento aos 28 dias. Dois animais morreram prematuramente (12,5% de mortalidade).
Estudos anteriores sugeriram uma variedade de modelos de aneu...

Hemorragia subaracnóide resultante da ruptura do aneurisma intracraniano (IA) pode ser efetivamente controlada por técnicas de oclusão endovascular ou microcirúrgica 1,2,3,4. Diferentes terapias endovasculares, para superar a principal limitação da recidiva da IA após o enrolamento, ganharam importância nas últimas décadas gerando uma necessidade crescente de testar dispositivos endovasculares. Para testar essas novas abordagens de tratamento, modelos animais apropriados que respeitam as propriedades reológicas, as condições de hemodinâmica e aneurisma são altamente justificadas 5,6,7. Nesse contexto, estudos clínicos e pré-clínicos já revelaram o importante papel das condições da parede do aneurisma em relação à ruptura e recorrência do aneurisma após a oclusão, especialmente com foco na perda de células mural 7,8,9.
Até agora, aneurismas experimentais em coelhos têm sido mais frequentemente criados por tocos de artéria carótida comum (CCA) incubados por elastase ou por bolsas venosas suturadas em uma bifurcação cca artificial. 10,11,12,13,14,15,16 Assim, nunca foi descrito um verdadeiro modelo de bifurcação de bolsa arterial.
O objetivo deste estudo foi projetar uma técnica segura, rápida e padronizada para a criação microcirúrgica de aneurismas bifurcação com diferentes condições de parede em um modelo de coelho (Figura 1). Isso foi conseguido através da sutura de bolsas arteriais não modificadas e modificadas em uma bifurcação artificial criada de ambos os CCAs.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>3-0 resorbable suture</td>
			<td>Ethicon Inc., USA</td>
			<td>VCP428G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G0762563</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>C0766070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G1111140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adrenaline</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1445419</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amiodarone</td>
			<td>Helvepharm AG</td>
			<td>5078567</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirin</td>
			<td>Sanofi-Aventis (Suisse) SA</td>
			<td>622693</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine</td>
			<td>Labatec Pharma SA</td>
			<td>6577083</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter blue</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FD1B</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter green</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FGV9</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bicycle spotlight</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biemer vessel clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FD560R</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bispectral index (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood pressure cuff (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamoxyl</td>
			<td>GlaxoSmithKline AG</td>
			<td>758808</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexmedetomidine</td>
			<td>Ever Pharma</td>
			<td>136740-1</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocardiogram electrodes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastase</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45125</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ephedrine</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1435734</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Esmolol</td>
			<td>OrPha Swiss GmbH</td>
			<td>3284044</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (intravenous use)</td>
			<td>Janssen-Cilag AG</td>
			<td>98683</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (transdermal)</td>
			<td>Mepha Pharma AG</td>
			<td>4008286</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoresceine</td>
			<td>Curatis AG</td>
			<td>5030376</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fragmin</td>
			<td>Pfizer PFE Switzerland GmbH</td>
			<td>1906725</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glyco</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotonic sodium chloride solution (0.9%)</td>
			<td>Fresenius KABI</td>
			<td>336769</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>342261</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory shaker</td>
			<td>Stuart</td>
			<td>SRT6</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>747466</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Longuettes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metacam</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>P7626406</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methadone</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>1084546</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam</td>
			<td>Accord Healthcare AG</td>
			<td>7752484</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>O2-Face mask</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operation microscope</td>
			<td>Wild Heerbrugg</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Papaverine</td>
			<td>Bichsel</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prilocaine-lidocaine creme</td>
			<td>Emla</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Switzerland</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse oxymeter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectal temperature probe (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivacaine</td>
			<td>Aspen Pharma Schweiz GmbH</td>
			<td>1882249</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpell</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>210</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smartphone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue spreader</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel sponge bowls</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile micro swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stethoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery drape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes 1 ml, 2ml and 5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris-Buffer</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>93302</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clip applicator</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>FT495T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vein and arterial catheter 22 G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitarubin</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>6847559</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil titan standard clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FT242T</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit

O tratamento endovascular para aneurismas intracranianos ganhou importância nas últimas décadas, consequentemente há uma necessidade crescente de testar dispositivos endovasculares. Modelos animais respeitando as condições reológicas, hemodinâmicas e aneurismas são altamente justificados. Por isso, o objetivo do presente estudo foi projetar uma nova técnica cirúrgica padronizada e reprodutível para criar aneurismas de bifurcação de bolsa arterial autóloga com condições de parede não modificadas e modificadas em coelhos.
Os aneurismas de bifurcação foram criados por anastomose de ponta a ponta da direita na artéria carótida comum esquerda, ambas servindo como artérias parentais para a bolsa arterial, que foi microsurgicamente costurada. Os enxertos foram retirados da artéria carótida comum proximal direita, seja para o controle (n = 7, reimplicação autóloga imediata) ou modificada (n = 7, incubada com 100 unidades internacionais elastase por 20 minutos antes da re-implantação autóloga). A malote e a patência da artéria dos pais foram controladas pela angiografia da fluorescência imediatamente após a criação. No seguimento (28 dias), todos os coelhos foram submetidos à angiografia de ressonância magnética e angiografia de fluorescência, seguida de colheita de aneurisma, avaliação macroscópica e histológica.
Um total de 16 coelhos brancos da Nova Zelândia foram operados. Dois animais morreram prematuramente. No seguimento, 85,72% de todos os aneurismas permaneceram patente. Ambos os grupos revelaram um aumento no tamanho do aneurisma ao longo do tempo; isso foi mais pronunciado no grupo controle (6,48 ± 1,81 mm3 no momento da criação versus. 19,85 ± 6,40 mm3 no seguimento, p = 0,037) do que no grupo modificado (8,03 ± 1,08 mm3 no momento da criação contra 20,29 ± 6,16 mm3 no seguimento, p = 0,054).
Nossos achados demonstram a adequação desse novo modelo de coelho que permite a criação de aneurismas de bifurcação com diferentes condições de parede em uma abordagem microcirúrgica. Dada a excelente patency a longo prazo e a propriedade do crescimento do aneurisma ao longo do tempo, este modelo pode servir como uma importante ferramenta para avaliação pré-clínica de novas terapias endovasculares.

Após uma série piloto de sete animais, totalmente 16 animais foram incluídos no protocolo experimental. Dois animais morreram prematuramente e, portanto, foram excluídos da análise final (12,5% de mortalidade). Calculada em 14 animais, a taxa imediata de patência de aneurisma durante a angiografia da fluorescência foi de 71,43% em ambos, no grupo controle e modificado. Quatro aneurismas tiveram que ser reabertos com evacuação consecutiva de trombos e após uma repetida angiografia de fluorescência houve uma pat...

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Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

Desenvolver e testar dispositivos endovasculares para tratamento de aneurisma intracraniano ainda é de grande importância. A maioria dos modelos de aneurisma usados hoje sentem falta das características importantes de uma parede arterial degenerada ou da hemodinâmica de uma verdadeira bifurcação. Por isso, buscamos projetar um novo modelo de bifurcação de bolsa arterial em coelhos.

Modelo de Aneurisma de Bifurcação Microcirúrgica arterial no Coelho

Endovascular treatment for intracranial aneurysms gained importance over the past decades, consequently there is an increased need of testing endovascular ...

arterial-pouch-microsurgical-bifurcation-aneurysm-model-in-the-rabbit

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.3K visualizações.  Kantonsspital Aarau. Desenvolver e testar dispositivos endovasculares para tratamento de aneurisma intracraniano ainda é de grande importância. A maioria dos modelos de aneurisma usados hoje sentem falta das características importantes de uma parede arterial degenerada ou da hemodinâmica de uma verdadeira bifurcação. Por isso, buscamos projetar um novo modelo de bifurcação de bolsa arterial em coelhos.

Vídeo: Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer's Disease Mouse Model

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks of Alzheimer's disease. The central component of neuritic plaques is a small filamentous protein called amyloid &beta; protein (A&beta;)1, which is derived from sequential proteolytic cleavage of the beta-amyloid precursor protein (APP) by &beta;-secretase and &gamma;-secretase. The amyloid hypothesis entails that A&gamma;-containing plaques as the underlying toxic mechanism in AD pathology2. The postmortem analysis of the presence of neuritic plaque confirms the diagnosis of AD. To further our understanding of A&gamma; neurobiology in AD pathogenesis, various mouse strains expressing AD-related mutations in the human APP genes were generated. Depending on the severity of the disease, these mice will develop neuritic plaques at different ages. These mice serve as invaluable tools for studying the pathogenesis and drug development that could affect the APP processing pathway and neuritic plaque formation. In this protocol, we employ an immunohistochemical method for specific detection of neuritic plaques in AD model mice. We will specifically discuss the preparation from extracting the half brain, paraformaldehyde fixation, cryosectioning, and two methods to detect neurotic plaques in AD transgenic mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thiofalvin S staining method.

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer&#039;s Disease Mouse Model

One of the pathological characteristics of AD is the formation of Amyloid &#x03B2; protein positive neuritic plaques. In this protocol we describe two methods to detect neuritic plaques in transgenic AD model mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thioflavin S staining method.

Detecção de placas neuríticas no rato da doença de Alzheimer Modelo

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks ...

Neurociência

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualização de Propriocepção em<em&gt; Drosophila</em&gt; As larvas e pupas

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These neurotropic cancer cells have a unique ability to migrate unidirectionally along nerves towards the central nervous system (CNS). The dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model is a three dimensional (3D) in vitro model frequently used for studying the interaction between neural stroma and cancer cells. In this model, mouse or human cancer cell lines are grown in ECM adjacent to preparations of freshly dissociated cultured DRG. In this article, the DRG isolation protocol from mice, and implantation in petri dishes for co-culturing with pancreatic cancer cells are demonstrated. Five days after implantation, the cancer cells made contact with the DRG neurites. Later, these cells formed bridgeheads to facilitate more extensive polarized, neurotropic migration of cancer cells.

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

This video article shows the use of the dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model in pancreatic ductal adenocarcinoma.

In Vitro Modelagem de Cancerous Neural Invasion: o gânglio Modelo de raiz dorsal

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

The Use of Trace Eyeblink Classical Conditioning to Assess Hippocampal Dysfunction in a Rat Model of Fetal Alcohol Spectrum Disorders

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain undergoes rapid organizational change and is similar to accelerated brain changes that occur during the third trimester in humans. This model of fetal alcohol spectrum disorders (FASDs) produces severe brain damage, mimicking the amount and pattern of binge-drinking that occurs in some pregnant alcoholic mothers. We describe the use of trace eyeblink classical conditioning (ECC), a higher-order variant of associative learning, to assess long-term hippocampal dysfunction that is typically seen in alcohol-exposed adult offspring. At 90 days of age, rodents were surgically prepared with recording and stimulating electrodes, which measured electromyographic (EMG) blink activity from the left eyelid muscle and delivered mild shock posterior to the left eye, respectively. After a 5 day recovery period, they underwent 6 sessions of trace ECC to determine associative learning differences between alcohol-exposed and control rats. Trace ECC is one of many possible ECC procedures that can be easily modified using the same equipment and software, so that different neural systems can be assessed. ECC procedures in general, can be used as diagnostic tools for detecting neural pathology in different brain systems and different conditions that insult the brain.

Trace eyeblink classical conditioning (ECC) was used to assess hippocampal-dependent associative learning in adult rats that were administered a high concentration (11.9% v/v) of alcohol during early neonatal brain development. In general, ECC procedures are sound diagnostic tools for detecting brain dysfunction across many psychological and biomedical settings.

O uso do condicionamento de rastreamento Eyeblink clássico para avaliar disfunção Hippocampal em um modelo do rato de transtornos do espectro do álcool Fetal

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor determining patient outcome and is therefore frequently taken as a study endpoint. However, in small animal studies on SAH, quantification of cerebral vasospasm is a major challenge. Here, an ex vivo method is presented that allows quantification of volumes of entire vessel segments, which can be used as an objective measure to quantify cerebral vasospasm. In a first step, endovascular casting of the cerebral vasculature is performed using a radiopaque casting agent. Then, cross-sectional imaging data are acquired by micro computed tomography. The final step involves 3-dimensional reconstruction of the virtual vascular tree, followed by an algorithm to calculate center lines and volumes of the selected vessel segments. The method resulted in a highly accurate virtual reconstruction of the cerebrovascular tree shown by a diameter-based comparison of anatomical samples with their virtual reconstructions. Compared with vessel diameters alone, the vessel volumes highlight the differences between vasospastic and non-vasospastic vessels shown in a series of SAH and sham-operated mice.

The goal of this article is to present a method that allows a 3-dimensional reconstruction of the cerebrovascular tree in mice after micro computed tomography and determination of volumes of entire vessel segments that can be used to quantify cerebral vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage.

Um método volumétrico para quantificação de vasoespasmo Cerebral em um modelo murino de hemorragia subaracnoide

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and indocyanine green are used to enable the observation of blood flow and vessel perfusion status, respectively. The aim of this study is to apply FVA to verify real-time blood flow, vessel perfusion status and occlusion of aneurysms after induction of sidewall aneurysms in rabbits and rats, as well as to validate the procedure in these species.
Twenty sidewall aneurysms were created in 10 rabbits by suturing a decellularized arterial vessel pouch on the carotid artery of a donor rabbit. In addition, 48 microsurgical sidewall aneurysms were created in 48 rats. During follow-up at one month after creation, the parent artery/aneurysm complex was dissected and FVA was performed using an intravenous fluorescein (10%, 1 mL) injection via an ear vein catheterization in rabbits and a femoral vein catherization in rats. Aneurysms were then harvested, and patency was evaluated macroscopically.
Macroscopically, 14 out of 16 aneurysms in rabbits indicated no residual parent artery perfusion with totally occluded luminae, however 11 (79%) were detected by FVA. Four aneurysms were excluded due to technical problems. In rats, residual aneurysm perfusion was macroscopically observed in 25 out of 48 cases. Of the 23 without macroscopic evidence of perfusion, FVA confirmed the incidence of 22 aneurysms (96%). There were no adverse events associated with FVA. Fluorescein is easily applicable and no special equipment is needed. It is a safe and extremely effective method for evaluating parent artery integrity and aneurysm patency/residual perfusion in an experimental setting with rabbits and rats. FVA using fluorescein as a contrast agent appears to be effective in controlling patency of aneurysms and the underlying vessel and can even be adapted to bypass surgery.

We present a protocol to efficiently evaluate aneurysm perfusion and vessel patency of sidewall aneurysm in rats and rabbits, using fluorescein-based fluorescence video angiography (FVA). With a positive predictive value of 92.6%, it is a simple but very effective and economical method with no special equipment required.

Angiografia por fluorescência para avaliação da perfusão de aneurisma e patência da artéria parental em modelos de aneurisma de ratos e coelhos

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and ...

Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain death (BD) still represents the major source for solid transplants. Unfortunately, the irreversible loss of brain function is known to induce multiple pathophysiological changes, including hemodynamic as well as hormonal modifications, finally leading to a systemic inflammatory response. Models that allow a systematic investigation of these effects in vivo are scarce. We present a murine model of BD induction, which could aid investigations into the devastating effects of BD on allograft quality. After implementing intra-arterial blood pressure measurement via the common carotid artery and reliable ventilation via a tracheostomy, BD is induced by steadily increasing intracranial pressure using a balloon catheter. Four hours after BD induction, organs may be harvested for analysis or for further transplantation procedures. Our strategy enables the comprehensive analysis of donor BD in a murine model, therefore allowing an in-depth understanding of BD-related effects in solid organ transplantation and potentially paving the way to optimized organ preconditioning.

We present a murine model of brain death induction in order to evaluate the influence of its pathophysiological effects on organs as well as on consecutive grafts in the context of solid organ transplantation.

Indução de Morte Cerebral em Camundongos Usando Monitoramento e Ventilação intra-arterial da pressão arterial via traqueostomia

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

Entrega intra-arterial de células-tronco neurais ao cérebro de ratos e ratos: aplicação à isquemia cerebral

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% of the total stroke-related mortality with an important morbidity in terms of neurological outcome. A delayed cerebral vasospasm (CVS) may occur most often in association with a delayed cerebral ischemia. Different animal models of SAH are now being used including endovascular perforation and direct injection of blood into the cisterna magna or even the prechiasmatic cistern, each exhibiting distinct advantages and disadvantages. In this article, a standardized mouse model of SAH by double direct injection of determined volumes of autologous whole blood into the cisterna magna is presented. Briefly, mice were weighed and then anesthetized by isoflurane inhalation. Then, the animal was placed in a reclining position on a heated blanket maintaining a rectal temperature of 37 &#176;C and positioned in a stereotactic frame with a cervical bend of about 30&#176;. Once in place, the tip of an elongated glass micropipette filled with the homologous arterial blood taken from carotid artery of another mouse of the same age and gender (C57Bl/6J) was positioned at a right angle in contact with the atlanto-occipital membrane by means of a micromanipulator. Then 60 &#181;L of blood was injected in the cisterna magna followed by a 30&#176; downward tilt of the animal for 2 minutes. The second infusion of 30 &#181;L of blood into the cisterna magna was performed 24 h after the first one. The individual follow-up of each animal is carried out daily (careful evaluation of weight and well-being). This procedure allows a predictable and highly reproducible distribution of blood, likely accompanied by intracranial pressure elevation that can be mimicked by an equivalent injection of an artificial cerebral spinal fluid (CSF), and represents an acute to mild-model of SAH inducing low mortality.

We described in this protocol a standardized subarachnoid hemorrhage (SAH) mouse model by a double injection of autologous whole-blood into the cisterna magna. The high degree of standardization of the double-injection procedure represents a middle-to-acute model of SAH with relative safety regarding mortality.

Dupla injeção direta de sangue na Cisterna Magna como modelo de hemorragia subaracnóide

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% ...

A Rat Model of EcoHIV Brain Infection

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. Establishment of the EcoHIV infected rat model for studies of drug abuse and neurocognitive disorders, would be beneficial in the study of neuroHIV and HIV-1 associated neurocognitive disorders (HAND). In the present study, we demonstrate the successful creation of a rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV). First, the lentiviral construct of EcoHIV was packaged in cultured 293 FT cells for 48 hours. Then, the conditional medium was concentrated and titered. Next, we performed bilateral stereotaxic injections of the EcoHIV-EGFP into F344/N rat brain tissue. One week after infection, EGFP fluorescence signals were detected in the infected brain tissue, indicating that EcoHIV successfully induces an active HIV infection in rats. In addition, immunostaining for the microglial cell marker, Iba1, was performed. The results indicated that microglia were the predominant cell type harboring EcoHIV. Furthermore, EcoHIV rats exhibited alterations in temporal processing, a potential underlying neurobehavioral mechanism of HAND as well as synaptic dysfunction eight weeks after infection. Collectively, the present study extends the EcoHIV model of HIV-1 infection to the rat offering a valuable biological system to study HIV-1 viral reservoirs in the brain as well as HAND and associated comorbidities such as drug abuse.

Here, we present a protocol to establish a new rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV), which is critical for enhancing our understanding of HIV-1 viral reservoirs in the brain and offering a system to study HIV-associated neurocognitive disorders and associated comorbidities (i.e., drug abuse).

Um modelo de rato de infecção cerebral ecohiv

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. ...