Les auteurs remercient Olgica Beslac et Kay Nettelbeck pour leur excellent soutien et assistance technique pendant la phase périopératoire et Alessandra Bergadano, DVM, PhD, pour la supervision dédiée de la santé animale à long terme.

Tous les soins vétérinaires ont été effectués conformément aux directives institutionnelles (toutes les expériences ont été approuvées par le Comité local pour les soins aux animaux du canton de Berne, Suisse (BE 108/16)) et menées sous la supervision d’un anesthésiste vétérinaire certifié. Les directives ARRIVE et les principes 3R ont été strictement suivis17,18.
REMARQUE: Hébergez tous les animaux à une température ambiante de 22 \ u201224 Celsius (°C) et maintenez un cycle lumière / obscurité de 12 heures (h). Fournir un accès gratuit à l’eau, aux granulés et au régime de foin ad libitum à chaque fois. Des analyses statistiques ont été effectuées à l’aide du test non paramétrique de Wilcoxon-Mann-Whitney-U. Une valeur de probabilité (p) de ≤ 0,05 a été jugée significative.
1. Phase préchirurgicale
<ol><li>Effectuer un examen clinique préopératoire détaillé de tous les lapins prévus pour la chirurgie immédiatement à côté d’une salle d’opération silencieuse et aseptique en maintenant une température de 23 ± 3 ° C.<ol>
<li>Enregistrer le poids de chaque animal, évaluer macroscopiquement les muqueuses, le temps de remplissage capillaire et la qualité du pouls.</li>
		<li>Plus loin, effectuer une auscultation cardiaque avec un stéthoscope et une palpation abdominale.</li>
		<li>Sur la base des résultats cliniques, attribuez une classification de l’American Society of Anesthesiologists (ASA) à chaque lapin19. N’incluez que les animaux avec un score ASA I dans l’étude.</li>
		<li>Rasez les deux oreilles externes avec un rasoir électrique et appliquez une crème prilocaïne-lidocaïne sur les artères et les veines auriculaires.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sédez le lapin avec une combinaison de 20 milligrammes (mg) / killogramme (kg) de kétamine, 100 mg / kg de dexmédétomidine et 0,3 mg / kg de méthadone injectée par voie sous-cutanée (SC) via une seringue.</li>
	<li>Laissez chaque animal intact pendant au moins 15 min.</li>
	<li>Par la suite, sous oxygénation supplémentaire avec 3 litres (l) / minute (min) à travers un masque facial lâche et une surveillance constante à travers un oxymètre de pouls, placez une canule de 22 G dans l’artère centrale auriculaire gauche et une autre canule de 22 G dans la veine auriculaire de l’oreille controlatérale.</li>
	<li>Raser le champ chirurgical (cou) et injecter 0,75% de ropivacaïne péri-incisionnelle par voie intradermique. Ensuite, rasez le front et préparez-vous à placer des capteurs électroencéphalographiques pédiatriques (EEG).</li>
	<li>Induire une anesthésie générale avec du propofol 1-2 mg / kg par voie intraveineuse (IV) pour agir. Ensuite, intubez immédiatement la trachée de tous les lapins avec un tube en silicone (3 millimètres (mm) de diamètre interne) sous contrôle capnographique. Ensuite, transportez tous les lapins à la salle d’opération, placez-les dans une couche couchée dorsale et connectez le tube à un système de cercle pédiatrique.</li>
	<li>Atteindre l’approfondissement et le maintien de l’anesthésie grâce à l’isoflurane dans l’oxygène, en ciblant une concentration maximale d’isoflurane de marée finale de 1,3%.</li>
	<li>Assurer la surveillance clinique et instrumentale (oxymétrie de pouls, pression artérielle doppler et invasive, électrocardiogramme à 3 dérivations, EEG, surveillance de la température rectale et gaz inhalés et expirés) jusqu’à l’extubation trachéale.</li>
	<li>Pour maintenir l’hydratation, fournir le lactate de Ringer à une perfusion à débit continu (IRC) de 5 ml / kg / h à travers l’accès veineux. Confirmez toujours une anesthésie appropriée à l’aide de pincements d’orteils à un intervalle de 10 minutes.</li>
	<li>Désinfectez le champ chirurgical à l’aide de l’iode de povidone du manubrium sterni aux deux angles de la mâchoire. Maintenant, effectuez un drapage stérile du champ chirurgical.</li>
	<li>Pendant la chirurgie, fournir une analgésie avec de la lidocaïne à un IRC de 50 microgrammes (μg) / kg / min et du fentanyl à 3 \ 201210 μg / kg / h. Appliquer une ventilation spontanée ou assistée ainsi qu’une hypercapnie permissive. Effectuer une analyse des gaz du sang artériel au moins une fois pendant la chirurgie.</li>
	<li>Traiter l’hypotension pertinente (pression artérielle moyenne < 60 mmHg) avec de la noradrénaline. Prévenir l’hypothermie (température rectale ≤ 38 °C) à l’aide d’un coussin chauffant ou d’un système de chauffage à air pulsé.</li>
</ol>2. Phase chirurgicale – Étape I
<ol><li>Commencez la chirurgie par une incision cutanée médiane du manubrium sterni au niveau des angles de la mâchoire / larynx. Disséquez brusquement la peau et les tissus mous avec un scalpel, des ciseaux chirurgicaux et une pince. Séparer le sous-cutis et le coussinet adipeux médialement par dissection émoussée.</li>
	<li>Entrez dans la crête supérieure antérieure du muscle sternocléidomastoïdien médian sur le côté gauche par dissection émoussée, à l’aide de micro-pinces et de ciseaux chirurgicaux.</li>
	<li>Macroscopiquement, effectuez une préparation émoussée et séparez soigneusement le CCA gauche du nerf vagal distalement pour éviter la parésie laryngée en utilisant davantage de micro-pinces et de ciseaux chirurgicaux (Figure 2). Notez que la bifurcation du DPA gauche sert de repère peropératoire (Figure 3 et Figure 4A). Pour toutes les étapes suivantes, utilisez un épandeur de tissus mous pour améliorer la visualisation chirurgicale.</li>
	<li>Après une préparation et une libération réussies de la CCA distale gauche du nerf vagal, administrer localement de la papavérine (40 mg / ml, diluée 1: 1 dans une solution de chlorure de sodium isotonique à 0,9%). Protégez en permanence tous les segments de vaisseau avec des micro-écouvillons suivis d’une administration supplémentaire de papavérine à l’extérieur. Placez le CCA gauche imbibé de papavérine sous le tissu musculaire autologue pour protéger le vaisseau du dessèchement à la lumière du microscope opératoire.</li>
	<li>Changez de côté tout en maximisant le confort du chirurgien pendant la procédure opératoire. Répétez la même intervention chirurgicale sur le côté droit. Disséquer le CCA distalement et proximalement jusqu’aux repères prédéfinis (bifurcation carotidienne au niveau des angles de la mâchoire/larynx et de la veine jugulaire interne; Figure 4A,B). Réinsérez un épandeur et administrez des micro-écouvillons et de la papavérine comme décrit précédemment.</li>
	<li>Avant la ligature du CCA proximal droit, injecter de l’héparine (500 unités internationales (UI)/kg) par voie systémique via un cathéter auriculaire veineux.</li>
	<li>Utilisez un microscope chirurgical à partir de maintenant. Tout d’abord, ligaturez le CCA proximal droit avec une suture non résorbable 4-0 directement à l’extrémité du repère proximal macroscopiquement visible pour éviter toute tension sur le vaisseau artériel.<ol>
<li>Deuxièmement, appliquez une ligature 6-0 non résorbable exactement 4\u20125 mm distalement en utilisant un clip de récipient pour la mesure, étant donné qu’après avoir coupé distalement à partir de la première ligature 4-0, la poche artérielle résultante sera d’une longueur normalisée d’environ 3\u20124 mm chez chaque animal (Figure 5A,C).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Après avoir resserré la ligature 6-0, serrez le CCA droit aussi loin que possible avec un clip vasculaire temporaire (comme normalement utilisé dans la chirurgie de l’anévrisme cérébral) pour éviter toute lésion endothéliale et créer un long segment de vaisseau pour l’irrigation afin de prévenir la thrombogenèse (Figure 5B).</li>
	<li>Maintenant, effectuez une coupe distale à la ligature non résorbable 4-0. Pour récolter la poche artérielle (Figure 5C), effectuez une deuxième coupe distale à la ligature non résorbable 6-0.</li>
	<li>Nettoyez méticuleusement la poche artérielle de tous les tissus mous et mesurez sa longueur, sa largeur et sa profondeur (Figure 5C) à l’aide d’un clip vasculaire. Si aucune autre modification n’est nécessaire, conserver le greffon artériel autologue dans une solution héparinisée (500 UI/100 ml dans du chlorure de sodium isotonique à 0,9 %) à température ambiante jusqu’à une utilisation ultérieure.</li>
</ol>3. Dégradation de la poche artérielle
<ol><li>Si une dégradation de la poche artérielle est nécessaire, nettoyez-la méticuleusement des tissus mous et préincubez-la avec 100 UI d’élastase porcine dissoute dans 5 ml de Tampon Tris à température ambiante le jour de l’expérience pendant 20 min. N’utilisez pas de technique de pinceau. Incuber la poche artérielle intra- et extra-luminally à l’aide d’un shaker.</li>
	<li>Avant de mettre la poche dans une solution héparinisée de chlorure de sodium isotonique à 0,9%, faites-la glisser doucement trois fois pendant 3 min avec une pince anatomique dans une solution de chlorure de sodium isotonique à 0,9% pour laver l’élastase porcine restante.</li>
	<li>Si nécessaire, gardez la lumière de la poche artérielle ouverte avec un microtube en silicone; protéger méticuleusement le CCA gauche et droit pendant toute la procédure chirurgicale avec des micro-rembourrages humides.</li>
</ol>4. Phase chirurgicale – Étape II
<ol><li>Pour une préparation plus poussée du CCA, placez deux micro-écouvillons ronds directement en dessous pour déplacer l’artère plus superficiellement. Maintenant, mettez un micro écouvillon avec un rembourrage violet sous le CCA gauche au tiers distal pour une meilleure visualisation de l’artère.</li>
	<li>Rincer le CCA proximal droit avec une solution de chlorure de sodium isotonique à 0,9% combinée à 500 UI d’héparine dissoute dans 100 ml de chlorure de sodium isotonique à 0,9%. Afin de créer une anastomose sans tension, placez le CCA droit sous le coussinet adipeux / musculature péritrachéale en utilisant des ciseaux chirurgicaux pour le tunneliser vers le côté gauche. Retirez les tissus mous de l’artère.<ol>
<li>Maintenant, effectuez une incision de la bouche de poisson de 2 mm sur le côté proximal du CCA droit à l’aide d’un micro-ciseau et d’une pince.</li>
	</ol></li>
	<li>Changez le côté de la table d’opération. Coupez le DPA distal gauche avec un autre clip de vaisseau temporaire suivi du CCA proximal gauche avec deux clips de récipient temporaires. Protégez tous les segments de vaisseaux exposés du dessèchement sous la lumière chirurgicale à l’aide de micro-écouvillons humides.</li>
	<li>Libérez complètement le tiers distal du CCA gauche des tissus mous et effectuez une artériotomie. Utilisez des micro-pinces chirurgicales et attrapez doucement des tissus mous. Maintenant, élevez l’artère et incisez lentement le CCA distal gauche avec un micro-ciseau chirurgical. Rincer les segments du récipient avec de l’héparine (500 UI dissous dans 100 ml de solution de chlorure de sodium isotonique à 0,9 %).</li>
	<li>Après avoir effectué l’artériotomie avec des micro-pinces incurvées et des micro-ciseaux, agrandir l’artériotomie située au tiers distal du CCA gauche distalement, en mesurant environ 2 fois le diamètre de l’émousse droite de l’artère carotide et de la greffe autologue. Cela permet un flux sanguin suffisant dans la poche artérielle.</li>
	<li>Retirez la poche artérielle de la solution saline héparinisée. Placez la poche dans le champ chirurgical, où la bifurcation est prévue. Commencez à suturer l’arrière de la carotide droite émoussée caudalement située avec une suture 9-0 non résorbable, suivie d’une suture sur la face arrière crânienne au niveau de l’incision buccale du poisson. Finir de coudre l’arrière du distal au proximal par des points simples.</li>
	<li>Pendant la suture, gardez tous les sachets d’élastase préincubés humides avec une irrigation continue. Tout en suturant la paroi des vaisseaux de la poche, utilisez des micro-pinces chirurgicales incurvées pour ouvrir doucement la lumière avec son extrémité. Lorsque vous suturez des parties du CCA gauche ou proximal droit, utilisez des micro-pinces chirurgicales droites. Ensuite, suturez la face arrière horizontale.</li>
	<li>Suture ensuite la face avant horizontale, en commençant par le dôme de l’anévrisme se déplaçant vers sa base. Ensuite, commencez par des points simples distalement sur la face avant se déplaçant caudalement.<ol>
<li>Pour toutes les étapes 4.5\u20124.8 tout en suturant l’anastomose faites attention juste à saisir la partie du vaisseau près de l’artériotomie pour éviter la sténose iatrogène. En outre, humidifiez continuellement tous les segments de vaisseaux pendant toute la procédure chirurgicale de manière extraluminale avec une seringue remplie d’une solution de chlorure de sodium héparinisée (500 UI dissous dans 100 ml de chlorure de sodium isotonique à 0,9%) et protégez-les avec des micro-écouvillons humides.</li>
		<li>Avant de terminer l’anastomose, irriguez l’ensemble du complexe avec une solution héparinisée de chlorure de sodium isotonique à 0,9% intraluminale (500 UI dissous dans 100 ml de chlorure de sodium isotonique à 0,9%). Méfiez-vous que les poches artérielles modifiées par l’élastase doivent être cousues le plus rapidement possible en raison de leur forte tendance à se dessécher et à se thromboser. En raison du comportement agressif de la concentration résiduelle d’élastase dans la poche en ce qui concerne la digestion des vaisseaux circonférentiels, procédez rapidement à la chirurgie pour répersuser rapidement le complexe de vaisseaux.</li>
	</ol></li>
	<li>Retirez toutes les pinces vasculaires temporaires dans les deux sens.<ol>
<li>Retirez la pince distale du CCA gauche. Acceptez les saignements mineurs et fermez-les en imprimant doucement des micro-écouvillons sur l’anastomose. Ensuite, retirez la pince du CCA droit, appuyez doucement avec un micro-écouvillon et une pince pour éviter la formation de thrombus.</li>
		<li>Si nécessaire, remplacez les clips vasculaires temporaires pour fournir suffisamment de coagulation. Ensuite, soulagez les deux clips du vaisseau du côté gauche de manière proximale. Si nécessaire dans n’importe quelle étape, remplacez les clips pour permettre la coagulation ou pour effectuer une nouvelle couture.</li>
	</ol></li>
	<li>A ce stade, effectuer une angiographie par fluorescence du complexe vasculaire (Figure 6 et Figure 7). REMARQUE: L’angiographie par fluorescence est réalisée en administrant 1 ml de fluorescéine IV, à l’aide de 2 filtres passe-bande, d’un smartphone avec caméra vidéo et d’un projecteur de vélo. Cette procédure a déjà été décrite ailleurs 20,21,22.</li>
	<li>Enfin, fermez le situs opératoire. Réadaptez et suturez doucement le coussinet adipeux avec une suture résorbable 3-0 avec des nœuds simples pour protéger l’anastomose. Fermez le sous-cutis et la peau de la même manière.</li>
</ol>5. Phase postchirurgicale
<ol><li>Arrêter l’administration d’isoflurane et d’analgésie systémique à la fin de la chirurgie et fournir une extubation trachéale dès que le réflexe de déglutition est revenu.</li>
	<li>Administrer 0,5 mg/kg de méloxicam IV, 10 mg/kg d’aspirine (ASS) IV, 100 μg de vitamine B12 SC et 20 mg/kg de palolpoxyle IV.</li>
	<li>Fournir une oxygénation supplémentaire et un réchauffement actif jusqu’à ce que les lapins aient spontanément retrouvé leur position couchée sternale.</li>
	<li>Effectuer un suivi postopératoire et des soins aux animaux quatre fois par jour pendant les trois premiers jours, conformément aux lignes directrices pour l’évaluation et la gestion de la douleur chez les rongeurs et les lapins23,24.</li>
	<li>Administrer une analgésie postopératoire via un timbre de fentanyl (12 μg / h) appliqué sur l’oreille externe, du méloxicam une fois par jour SC pendant trois jours et de la méthadone comme thérapie de secours SC, selon la feuille de score pour l’évaluation de la douleur. Administrer 250 UI/kg d’héparine à faible masse moléculaire (LMH) par voie sous-cutanée pendant trois jours chez tous les lapins.</li>
</ol>

Ce travail a été soutenu par les fonds de recherche du Conseil de la recherche, du Kantonsspital Aarau, Aarau, Suisse et du Fonds national suisse de la recherche scientifique FNS (310030_182450). Les auteurs sont seuls responsables de la conception et de la conduite de l’étude présentée et ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Notre étude démontre la faisabilité de créer un véritable modèle d’anévrisme de bifurcation avec différentes conditions de paroi chez le lapin. Dans l’ensemble, 14 lapines blanches de Nouvelle-Zélande d’un poids moyen de 3,7 ± 0,09 kg et d’un âge moyen de 112 ± 3 jours ont été incluses dans l’étude. 85,72% de tous les anévrismes sont restés patents pendant un suivi à 28 jours. Deux animaux sont morts prématurément (12,5 % de mortalité).
Des études antérieures o...

L’hémorragie sous-arachnoïdienne résultant d’une rupture d’anévrisme intracrânien (IA) peut être efficacement contrôlée par des techniques d’occlusion endovasculaire ou microchirurgicale 1,2,3,4. Différentes thérapies endovasculaires, pour surmonter la principale limitation de la récidive de l’IA après l’enroulement, ont pris de l’importance au cours des dernières décennies, générant un besoin accru de tester les dispositifs endovasculaires. Pour tester ces nouvelles approches thérapeutiques, des modèles animaux appropriés qui respectent les propriétés rhéologiques, l’hémodynamique et les conditions de la paroi de l’anévrisme sont hautement justifiés 5,6,7. Dans ce contexte, des études cliniques et précliniques ont déjà révélé le rôle important des conditions de la paroi de l’anévrisme en ce qui concerne la rupture et la récurrence de l’anévrisme après occlusion, en particulier en se concentrant sur la perte de cellules murales 7,8,9.
Jusqu’à présent, les anévrismes expérimentaux chez le lapin ont le plus souvent été créés soit par des souches d’artère carotide commune (ACC) incubées par l’élastase, soit par des poches veineuses suturées dans une bifurcation artificielle de CCA. 10,11,12,13,14,15,16 Ainsi, un véritable modèle de bifurcation de la poche artérielle n’a jamais été décrit.
L’objectif de cette étude était de concevoir une technique sûre, rapide et standardisée pour la création microchirurgicale d’anévrismes de bifurcation avec différentes conditions de paroi dans un modèle de lapin (Figure 1). Ceci a été réalisé en suturant des poches artérielles non modifiées et modifiées dans une bifurcation artificielle créée des deux CCA.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>3-0 resorbable suture</td>
			<td>Ethicon Inc., USA</td>
			<td>VCP428G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G0762563</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>C0766070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G1111140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adrenaline</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1445419</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amiodarone</td>
			<td>Helvepharm AG</td>
			<td>5078567</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirin</td>
			<td>Sanofi-Aventis (Suisse) SA</td>
			<td>622693</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine</td>
			<td>Labatec Pharma SA</td>
			<td>6577083</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter blue</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FD1B</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter green</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FGV9</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bicycle spotlight</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biemer vessel clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FD560R</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bispectral index (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood pressure cuff (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamoxyl</td>
			<td>GlaxoSmithKline AG</td>
			<td>758808</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexmedetomidine</td>
			<td>Ever Pharma</td>
			<td>136740-1</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocardiogram electrodes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastase</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45125</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ephedrine</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1435734</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Esmolol</td>
			<td>OrPha Swiss GmbH</td>
			<td>3284044</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (intravenous use)</td>
			<td>Janssen-Cilag AG</td>
			<td>98683</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (transdermal)</td>
			<td>Mepha Pharma AG</td>
			<td>4008286</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoresceine</td>
			<td>Curatis AG</td>
			<td>5030376</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fragmin</td>
			<td>Pfizer PFE Switzerland GmbH</td>
			<td>1906725</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glyco</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotonic sodium chloride solution (0.9%)</td>
			<td>Fresenius KABI</td>
			<td>336769</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>342261</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory shaker</td>
			<td>Stuart</td>
			<td>SRT6</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>747466</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Longuettes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metacam</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>P7626406</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methadone</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>1084546</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam</td>
			<td>Accord Healthcare AG</td>
			<td>7752484</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>O2-Face mask</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operation microscope</td>
			<td>Wild Heerbrugg</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Papaverine</td>
			<td>Bichsel</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prilocaine-lidocaine creme</td>
			<td>Emla</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Switzerland</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse oxymeter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectal temperature probe (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivacaine</td>
			<td>Aspen Pharma Schweiz GmbH</td>
			<td>1882249</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpell</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>210</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smartphone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue spreader</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel sponge bowls</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile micro swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stethoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery drape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes 1 ml, 2ml and 5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris-Buffer</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>93302</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clip applicator</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>FT495T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vein and arterial catheter 22 G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitarubin</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>6847559</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil titan standard clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FT242T</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit

Le traitement endovasculaire des anévrismes intracrâniens a pris de l’importance au cours des dernières décennies, ce qui entraîne un besoin accru de tester les dispositifs endovasculaires. Les modèles animaux respectant les conditions rhéologiques, hémodynamiques et anévrismes de la paroi sont hautement justifiés. Par conséquent, l’objectif de la présente étude était de concevoir une nouvelle technique chirurgicale standardisée et reproductible pour créer des anévrismes de bifurcation de la poche artérielle autologue avec des conditions de paroi non modifiées et modifiées chez le lapin.
Les anévrismes de bifurcation ont été créés par anastomose de bout en bout de la droite sur l’artère carotide commune gauche, les deux servant d’artères mères pour la poche artérielle, qui a été cousue microchirurgicalement. Les greffons ont été prélevés dans l’artère carotide commune droite proximale, soit pour le groupe témoin (n = 7, réimplantation autologue immédiate), soit modifié (n = 7, incubé avec 100 unités internationales d’élastase pendant 20 minutes avant la réimplantation autologue). La perméabilité de la poche et de l’artère parentale a été contrôlée par angiographie par fluorescence immédiatement après la création. Lors du suivi (28 jours), tous les lapins ont subi une angiographie par résonance magnétique améliorée par contraste et une angiographie par fluorescence, suivies d’une récolte d’anévrisme, d’une évaluation macroscopique et histologique.
Au total, 16 lapines blanches néo-zélandaises ont été opérées. Deux animaux sont morts prématurément. Au niveau du suivi, 85,72 % de tous les anévrismes sont restés patents. Les deux groupes ont révélé une augmentation de la taille de l’anévrisme au fil du temps; cela était plus prononcé dans le groupe témoin (6,48 ± 1,81 mm3 au moment de la création contre 19,85 ± 6,40 mm3 au suivi, p = 0,037) que dans le groupe modifié (8,03 ± 1,08 mm3 au moment de la création contre 20,29 ± 6,16 mm3 au suivi, p = 0,054).
Nos résultats démontrent l’adéquation de ce nouveau modèle de lapin qui permet la création d’anévrismes de bifurcation avec différentes conditions de paroi dans une approche microchirurgicale. Compte tenu de l’excellente perméabilité à long terme et de la propriété de la croissance de l’anévrisme au fil du temps, ce modèle peut servir d’outil important pour l’évaluation préclinique de nouvelles thérapies endovasculaires.

À la suite d’une série pilote de sept animaux, 16 animaux au total ont été inclus dans le protocole expérimental. Deux animaux sont morts prématurément et ont donc été exclus de l’analyse finale (mortalité de 12,5 %). Calculé sur 14 animaux, le taux de perméabilité immédiate de l’anévrisme pendant l’angiographie par fluorescence était de 71,43% dans le groupe témoin et le groupe modifié. Quatre anévrismes ont dû être rouverts avec évacuation consécutive du thrombus et après une angiographi...

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Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

Le développement et le test de dispositifs endovasculaires pour le traitement de l’anévrisme intracrânien sont toujours d’une grande importance. La plupart des modèles d’anévrisme utilisés aujourd’hui manquent soit les caractéristiques importantes d’une paroi artérielle dégénérée, soit l’hémodynamique d’une véritable bifurcation. Par conséquent, nous avons cherché à concevoir un nouveau modèle de bifurcation de poche artérielle chez le lapin.

Modèle d’anévrisme de bifurcation microchirurgicale de la poche artérielle chez le lapin

Endovascular treatment for intracranial aneurysms gained importance over the past decades, consequently there is an increased need of testing endovascular ...

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2.3K vues.  Kantonsspital Aarau. Le développement et le test de dispositifs endovasculaires pour le traitement de l’anévrisme intracrânien sont toujours d’une grande importance. La plupart des modèles d’anévrisme utilisés aujourd’hui manquent soit les caractéristiques importantes d’une paroi artérielle dégénérée, soit l’hémodynamique d’une véritable bifurcation. Par conséquent, nous avons cherché à concevoir un nouveau modèle de bifurcation de poche artérielle chez le lap...

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Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer's Disease Mouse Model

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks of Alzheimer's disease. The central component of neuritic plaques is a small filamentous protein called amyloid &beta; protein (A&beta;)1, which is derived from sequential proteolytic cleavage of the beta-amyloid precursor protein (APP) by &beta;-secretase and &gamma;-secretase. The amyloid hypothesis entails that A&gamma;-containing plaques as the underlying toxic mechanism in AD pathology2. The postmortem analysis of the presence of neuritic plaque confirms the diagnosis of AD. To further our understanding of A&gamma; neurobiology in AD pathogenesis, various mouse strains expressing AD-related mutations in the human APP genes were generated. Depending on the severity of the disease, these mice will develop neuritic plaques at different ages. These mice serve as invaluable tools for studying the pathogenesis and drug development that could affect the APP processing pathway and neuritic plaque formation. In this protocol, we employ an immunohistochemical method for specific detection of neuritic plaques in AD model mice. We will specifically discuss the preparation from extracting the half brain, paraformaldehyde fixation, cryosectioning, and two methods to detect neurotic plaques in AD transgenic mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thiofalvin S staining method.

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer&#039;s Disease Mouse Model

One of the pathological characteristics of AD is the formation of Amyloid &#x03B2; protein positive neuritic plaques. In this protocol we describe two methods to detect neuritic plaques in transgenic AD model mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thioflavin S staining method.

La détection de plaques séniles dans le modèle d&#39;Alzheimer La maladie de la souris

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks ...

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Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualisation des propriocepteurs dans<em&gt; Drosophila</emLes larves&gt; et pupes

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These neurotropic cancer cells have a unique ability to migrate unidirectionally along nerves towards the central nervous system (CNS). The dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model is a three dimensional (3D) in vitro model frequently used for studying the interaction between neural stroma and cancer cells. In this model, mouse or human cancer cell lines are grown in ECM adjacent to preparations of freshly dissociated cultured DRG. In this article, the DRG isolation protocol from mice, and implantation in petri dishes for co-culturing with pancreatic cancer cells are demonstrated. Five days after implantation, the cancer cells made contact with the DRG neurites. Later, these cells formed bridgeheads to facilitate more extensive polarized, neurotropic migration of cancer cells.

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

This video article shows the use of the dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model in pancreatic ductal adenocarcinoma.

In Vitro Modélisation de Cancerous Neural Invasion: Le ganglion de racine dorsale Modèle

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

The Use of Trace Eyeblink Classical Conditioning to Assess Hippocampal Dysfunction in a Rat Model of Fetal Alcohol Spectrum Disorders

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain undergoes rapid organizational change and is similar to accelerated brain changes that occur during the third trimester in humans. This model of fetal alcohol spectrum disorders (FASDs) produces severe brain damage, mimicking the amount and pattern of binge-drinking that occurs in some pregnant alcoholic mothers. We describe the use of trace eyeblink classical conditioning (ECC), a higher-order variant of associative learning, to assess long-term hippocampal dysfunction that is typically seen in alcohol-exposed adult offspring. At 90 days of age, rodents were surgically prepared with recording and stimulating electrodes, which measured electromyographic (EMG) blink activity from the left eyelid muscle and delivered mild shock posterior to the left eye, respectively. After a 5 day recovery period, they underwent 6 sessions of trace ECC to determine associative learning differences between alcohol-exposed and control rats. Trace ECC is one of many possible ECC procedures that can be easily modified using the same equipment and software, so that different neural systems can be assessed. ECC procedures in general, can be used as diagnostic tools for detecting neural pathology in different brain systems and different conditions that insult the brain.

Trace eyeblink classical conditioning (ECC) was used to assess hippocampal-dependent associative learning in adult rats that were administered a high concentration (11.9% v/v) of alcohol during early neonatal brain development. In general, ECC procedures are sound diagnostic tools for detecting brain dysfunction across many psychological and biomedical settings.

L’utilisation de Trace Eyeblink conditionnement de classique pour évaluer le dysfonctionnement hippocampique dans un modèle de Rat de Fetal Alcohol Spectrum Disorders

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor determining patient outcome and is therefore frequently taken as a study endpoint. However, in small animal studies on SAH, quantification of cerebral vasospasm is a major challenge. Here, an ex vivo method is presented that allows quantification of volumes of entire vessel segments, which can be used as an objective measure to quantify cerebral vasospasm. In a first step, endovascular casting of the cerebral vasculature is performed using a radiopaque casting agent. Then, cross-sectional imaging data are acquired by micro computed tomography. The final step involves 3-dimensional reconstruction of the virtual vascular tree, followed by an algorithm to calculate center lines and volumes of the selected vessel segments. The method resulted in a highly accurate virtual reconstruction of the cerebrovascular tree shown by a diameter-based comparison of anatomical samples with their virtual reconstructions. Compared with vessel diameters alone, the vessel volumes highlight the differences between vasospastic and non-vasospastic vessels shown in a series of SAH and sham-operated mice.

The goal of this article is to present a method that allows a 3-dimensional reconstruction of the cerebrovascular tree in mice after micro computed tomography and determination of volumes of entire vessel segments that can be used to quantify cerebral vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage.

Une méthode volumétrique pour la Quantification du vasospasme cérébral dans un modèle murin d’hémorragie sous-arachnoïdienne

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and indocyanine green are used to enable the observation of blood flow and vessel perfusion status, respectively. The aim of this study is to apply FVA to verify real-time blood flow, vessel perfusion status and occlusion of aneurysms after induction of sidewall aneurysms in rabbits and rats, as well as to validate the procedure in these species.
Twenty sidewall aneurysms were created in 10 rabbits by suturing a decellularized arterial vessel pouch on the carotid artery of a donor rabbit. In addition, 48 microsurgical sidewall aneurysms were created in 48 rats. During follow-up at one month after creation, the parent artery/aneurysm complex was dissected and FVA was performed using an intravenous fluorescein (10%, 1 mL) injection via an ear vein catheterization in rabbits and a femoral vein catherization in rats. Aneurysms were then harvested, and patency was evaluated macroscopically.
Macroscopically, 14 out of 16 aneurysms in rabbits indicated no residual parent artery perfusion with totally occluded luminae, however 11 (79%) were detected by FVA. Four aneurysms were excluded due to technical problems. In rats, residual aneurysm perfusion was macroscopically observed in 25 out of 48 cases. Of the 23 without macroscopic evidence of perfusion, FVA confirmed the incidence of 22 aneurysms (96%). There were no adverse events associated with FVA. Fluorescein is easily applicable and no special equipment is needed. It is a safe and extremely effective method for evaluating parent artery integrity and aneurysm patency/residual perfusion in an experimental setting with rabbits and rats. FVA using fluorescein as a contrast agent appears to be effective in controlling patency of aneurysms and the underlying vessel and can even be adapted to bypass surgery.

We present a protocol to efficiently evaluate aneurysm perfusion and vessel patency of sidewall aneurysm in rats and rabbits, using fluorescein-based fluorescence video angiography (FVA). With a positive predictive value of 92.6%, it is a simple but very effective and economical method with no special equipment required.

Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models Fluorescence Anorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and ...

Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain death (BD) still represents the major source for solid transplants. Unfortunately, the irreversible loss of brain function is known to induce multiple pathophysiological changes, including hemodynamic as well as hormonal modifications, finally leading to a systemic inflammatory response. Models that allow a systematic investigation of these effects in vivo are scarce. We present a murine model of BD induction, which could aid investigations into the devastating effects of BD on allograft quality. After implementing intra-arterial blood pressure measurement via the common carotid artery and reliable ventilation via a tracheostomy, BD is induced by steadily increasing intracranial pressure using a balloon catheter. Four hours after BD induction, organs may be harvested for analysis or for further transplantation procedures. Our strategy enables the comprehensive analysis of donor BD in a murine model, therefore allowing an in-depth understanding of BD-related effects in solid organ transplantation and potentially paving the way to optimized organ preconditioning.

We present a murine model of brain death induction in order to evaluate the influence of its pathophysiological effects on organs as well as on consecutive grafts in the context of solid organ transplantation.

Induction de mort cérébrale chez les souris utilisant la surveillance et la ventilation intra-artérielles de tension artérielle par trachéostomie

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

Livraison intra-artérielle de cellules souches neuronales au cerveau du rat et de la souris : application à l’ischémie cérébrale

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% of the total stroke-related mortality with an important morbidity in terms of neurological outcome. A delayed cerebral vasospasm (CVS) may occur most often in association with a delayed cerebral ischemia. Different animal models of SAH are now being used including endovascular perforation and direct injection of blood into the cisterna magna or even the prechiasmatic cistern, each exhibiting distinct advantages and disadvantages. In this article, a standardized mouse model of SAH by double direct injection of determined volumes of autologous whole blood into the cisterna magna is presented. Briefly, mice were weighed and then anesthetized by isoflurane inhalation. Then, the animal was placed in a reclining position on a heated blanket maintaining a rectal temperature of 37 &#176;C and positioned in a stereotactic frame with a cervical bend of about 30&#176;. Once in place, the tip of an elongated glass micropipette filled with the homologous arterial blood taken from carotid artery of another mouse of the same age and gender (C57Bl/6J) was positioned at a right angle in contact with the atlanto-occipital membrane by means of a micromanipulator. Then 60 &#181;L of blood was injected in the cisterna magna followed by a 30&#176; downward tilt of the animal for 2 minutes. The second infusion of 30 &#181;L of blood into the cisterna magna was performed 24 h after the first one. The individual follow-up of each animal is carried out daily (careful evaluation of weight and well-being). This procedure allows a predictable and highly reproducible distribution of blood, likely accompanied by intracranial pressure elevation that can be mimicked by an equivalent injection of an artificial cerebral spinal fluid (CSF), and represents an acute to mild-model of SAH inducing low mortality.

We described in this protocol a standardized subarachnoid hemorrhage (SAH) mouse model by a double injection of autologous whole-blood into the cisterna magna. The high degree of standardization of the double-injection procedure represents a middle-to-acute model of SAH with relative safety regarding mortality.

Double injection directe de sang dans la Cisterna Magna comme modèle d’hémorragie subarachnoïde

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% ...

A Rat Model of EcoHIV Brain Infection

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. Establishment of the EcoHIV infected rat model for studies of drug abuse and neurocognitive disorders, would be beneficial in the study of neuroHIV and HIV-1 associated neurocognitive disorders (HAND). In the present study, we demonstrate the successful creation of a rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV). First, the lentiviral construct of EcoHIV was packaged in cultured 293 FT cells for 48 hours. Then, the conditional medium was concentrated and titered. Next, we performed bilateral stereotaxic injections of the EcoHIV-EGFP into F344/N rat brain tissue. One week after infection, EGFP fluorescence signals were detected in the infected brain tissue, indicating that EcoHIV successfully induces an active HIV infection in rats. In addition, immunostaining for the microglial cell marker, Iba1, was performed. The results indicated that microglia were the predominant cell type harboring EcoHIV. Furthermore, EcoHIV rats exhibited alterations in temporal processing, a potential underlying neurobehavioral mechanism of HAND as well as synaptic dysfunction eight weeks after infection. Collectively, the present study extends the EcoHIV model of HIV-1 infection to the rat offering a valuable biological system to study HIV-1 viral reservoirs in the brain as well as HAND and associated comorbidities such as drug abuse.

Here, we present a protocol to establish a new rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV), which is critical for enhancing our understanding of HIV-1 viral reservoirs in the brain and offering a system to study HIV-associated neurocognitive disorders and associated comorbidities (i.e., drug abuse).

Un modèle de rat d’infection cérébrale EcoHIV

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. ...