Yazarlar, Olgica Beslac ve Kay Nettelbeck'e perioperatif fazda mükemmel destek ve teknik yardımları için ve uzun vadeli hayvan sağlığının özel denetimi için DVM, PhD, Alessandra Bergadano'ya teşekkür eder.

Tüm veteriner bakımı kurumsal kılavuzlara uygun olarak gerçekleştirildi (tüm deneyler İsviçre Bern Kantonu Hayvan Bakımı Yerel Komitesi (BE 108/16) tarafından onaylandı) ve kurul sertifikalı bir veteriner anestezi uzmanının gözetiminde gerçekleştirildi. ARRIVE yönergeleri ve 3R ilkeleri 17,18'e sıkı sıkıya uyulmuştur.
NOT: Tüm hayvanları 22\u201224 Santigrat (°C) oda sıcaklığında barındırın ve 12 saatlik (s) bir aydınlık/karanlık döngüsünü koruyun. Her seferinde su, pelet ve ad libitum saman diyetine ücretsiz erişim sağlayın. İstatistiksel analizler parametrik olmayan Wilcoxon-Mann-Whitney-U testi kullanılarak yapıldı. 0.05'≤ bir olasılık değeri (p) anlamlı kabul edildi.
1. Ameliyat öncesi aşama
<ol><li>Ameliyat için planlanan tüm tavşanların, 23 ± 3 ° C sıcaklıkta sessiz, aseptik bir ameliyathanenin hemen yanında ayrıntılı bir ameliyat öncesi klinik muayenesi yapın.<ol>
<li>Her hayvanın ağırlığını kaydedin, mukoza zarlarını, kılcal dolum süresini ve nabız kalitesini makroskopik olarak değerlendirin.</li>
		<li>Ayrıca stetoskop ve abdominal palpasyon ile kardiyak oskültasyon gerçekleştirin.</li>
		<li>Klinik bulgulara dayanarak, her tavşana bir Amerikan Anesteziyologlar Derneği (ASA) sınıflandırması atfedin19. Çalışmaya sadece ASA I puanı olan hayvanları dahil edin.</li>
		<li>Her iki dış kulağı da elektrikli tıraş makinesiyle tıraş edin ve hem auriküler arterlere hem de damarlara prilokain-lidokain kremi uygulayın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tavşanı, bir şırınga yoluyla deri altından (SC) enjekte edilen 20 miligram (mg) / killogram (kg) ketamin, 100 mg / kg deksmedetomidin ve 0.3 mg / kg metadon kombinasyonu ile sakinleştirin.</li>
	<li>Her hayvanı en az 15 dakika boyunca rahatsız edilmeden bırakın.</li>
	<li>Bundan sonra, gevşek bir yüz maskesi ile 3 litre (l) / dakika (dak) ile ek oksijenasyon ve bir nabız oksimetresi ile sürekli izleme altında, sol auriküler merkezi artere 22 G kanül ve kontralateral kulağın auriküler damarına başka bir 22 G kanül yerleştirin.</li>
	<li>Cerrahi alanı (boyun) tıraş edin ve intradermal olarak %0.75 peri-insizyonel ropivakain enjekte edin. Daha sonra alnını tıraş edin ve pediatrik elektroensefalografik (EEG) sensörleri yerleştirmeye hazırlanın.</li>
	<li>Propofol 1-2 mg/kg ile intravenöz (IV) olarak genel anesteziyi indükleyin. Daha sonra derhal tüm tavşanların trakeasını kapnografik kontrol altında silikon bir tüp (3 milimetre (mm) iç çap) ile entübe edin. Daha sonra, tüm tavşanları ameliyathaneye taşıyın, sırt yassılığına yerleştirin ve tüpü bir pediatrik daire sistemine bağlayın.</li>
	<li>Oksijendeki izofluran yoluyla anestezi derinleşmesini ve sürdürülmesini sağlayın,% 1.3'lük maksimum son gelgit izofluran konsantrasyonunu hedefleyin.</li>
	<li>Trakeal ekstübasyona kadar klinik ve enstrümantal monitörizasyonu (nabız oksimetresi, doppler ve invaziv kan basıncı, 3 derivasyonlu elektrokardiyogram, EEG, rektal sıcaklık monitörizasyonu ve solunan ve solunan gazlar) sağlayın.</li>
	<li>Hidrasyonu korumak için, Ringer'ın laktatını venöz erişim yoluyla 5 ml / kg / s'lik sürekli bir infüzyon (CRI) hızında sağlayın. Her zaman 10 dakikalık bir aralıkta ayak parmağı kıstırmalarını kullanarak uygun anesteziyi onaylayın.</li>
	<li>Manubrium sterni'den her iki çene açısına kadar povidon iyot kullanarak cerrahi alanı dezenfekte edin. Şimdi, cerrahi alanın steril örtülmesini gerçekleştirin.</li>
	<li>Ameliyat sırasında, 50 mikrogram (μg) / kg / dak'lık bir CRI'da lidokain ve 3 \ u201210 μg / kg / s'de fentanil ile analjezi sağlayın. Spontan veya yardımlı ventilasyonun yanı sıra izin verilen hiperkapni uygulayın. Ameliyat sırasında en az bir kez arteriyel kan gazı analizi yapın.</li>
	<li>İlgili hipotansiyonu (ortalama arteriyel basınç < 60 mmHg) noradrenalin ile tedavi edin. Bir ısıtma yastığı veya ısıtmaya zorlanmış hava ısıtma sistemi kullanarak hipotermiyi (rektal sıcaklık ≤ 38 °C) önleyin.</li>
</ol>2. Cerrahi aşama – Adım I
<ol><li>Ameliyata manubrium sterni'den çene açıları / gırtlak seviyesine kadar medyan bir cilt kesisi ile başlayın. Cildi ve yumuşak dokuyu neşter, cerrahi makas ve forseps ile keskin bir şekilde disseke edin. Subkutis ve yağ yastığını künt diseksiyonla medial olarak ayırın.</li>
	<li>Sternokleidomastoid kasının ön üst sırtına, mikro forseps ve cerrahi makas kullanılarak künt diseksiyon ile sol tarafta medial olarak girin.</li>
	<li>Makroskopik olarak, künt preparasyon uygulayın ve mikro forseps ve cerrahi makas kullanarak laringeal pareziyi önlemek için sol CCA'yı vagal sinirden distal olarak dikkatlice ayırın (Şekil 2). Sol CCA'nın çatallanmasının intraoperatif dönüm noktası olarak hizmet ettiğini unutmayın (Şekil 3 ve Şekil 4A). Aşağıdaki tüm adımlar için, cerrahi görselleştirmeyi iyileştirmek için yumuşak doku yayıcı kullanın.</li>
	<li>Sol distal CCA'nın vagal sinirden başarılı bir şekilde hazırlanması ve serbest bırakılmasından sonra, lokal olarak papaverin (40 mg / ml, % 0.9 izotonik sodyum klorür çözeltisi içinde seyreltilmiş 1: 1) uygulayın. Tüm gemi segmentlerini mikro çubuklarla sürekli olarak koruyun ve ardından harici olarak daha fazla papaverin uygulayın. Patavine batırılmış sol CCA'yı, ameliyat mikroskobunun ışığı altında damarı kurumaya karşı korumak için otolog kas dokusunun altına yerleştirin.</li>
	<li>Ameliyat prosedürü sırasında cerrahın konforunu en üst düzeye çıkarırken taraf değiştirin. Aynı cerrahi prosedürü sağ tarafta tekrarlayın. CCA'yı distal ve proksimal olarak önceden tanımlanmış işaretlere kadar disseke edin (çene açıları/larinks ve internal juguler ven seviyesinde karotis bifurkasyonu; Şekil 4A,B). Bir yayıcıyı yeniden takın ve daha önce açıklandığı gibi mikro çubuklar ve papaverin uygulayın.</li>
	<li>Sağ proksimal CCA'nın bağlanmasından önce, bir venöz kulak kateteri aracılığıyla sistemik olarak heparin (500 uluslararası birim (IU)/kg) enjekte edilir.</li>
	<li>Bundan sonra cerrahi mikroskop kullanın. İlk olarak, arteriyel damarda herhangi bir gerginliği önlemek için sağ proksimal CCA'yı makroskopik olarak görülebilen proksimal yer işaretinin hemen ucunda 4-0 emilemeyen bir sütür ile bağlayın.<ol>
<li>İkincisi, ölçüm için bir damar klipsi kullanarak tam olarak 4\u20125 mm'lik 6-0 emilemeyen bir ligatür uygulayın, ilk 4-0 ligatürden distal olarak kesildikten sonra, elde edilen arteriyel poşetin her hayvanda yaklaşık 3\u20124 mm'lik standartlaştırılmış uzunlukta olacağını göz önünde bulundurun (Şekil 5A,C).</li>
	</ol>
</li>
	<li>6-0 ligatürü sıktıktan sonra, herhangi bir endotel hasarını önlemek ve trombogenezi önlemek için sulama için uzun bir damar segmenti oluşturmak için sağ CCA'yı geçici bir damar klipsi (normalde serebral anevrizma cerrahisinde kullanıldığı gibi) ile mümkün olduğunca distal olarak sıkıştırın (Şekil 5B).</li>
	<li>Şimdi 4-0 emilemeyen ligatüre distal olarak bir kesim yapın. Arteriyel poşu toplamak için (Şekil 5C), 6-0 emilemeyen ligatüre distal olarak ikinci bir kesim yapın.</li>
	<li>Arteriyel poşeti tüm yumuşak dokulardan titizlikle temizleyin ve uzunluğunu, genişliğini ve derinliğini (Şekil 5C) bir damar klipsi ile ölçün. Başka bir modifikasyona gerek yoksa, otolog arteriyel grefti heparinize bir çözelti içinde (% 0.9 izotonik sodyum klorür içinde 500 IU / 100 ml) daha fazla kullanıma kadar oda sıcaklığında tutun.</li>
</ol>3. Arteriyel poş bozulması
<ol><li>Bir arteriyel torba bozunması gerekiyorsa, yumuşak dokuyu titizlikle temizleyin ve deney gününde 20 dakika boyunca oda sıcaklığında 5 ml Tris-tampon içinde çözünmüş 100 IU domuz elastazı ile önceden inkübe edin. Fırça tekniği kullanmayın. Bir çalkalayıcı kullanarak arteriyel poşu intra- ve ekstra-luminal olarak inkübe edin.</li>
	<li>Poşeti heparinize edilmiş% 0.9 izotonik sodyum klorür çözeltisine koymadan önce, kalan domuz elastazını yıkamak için% 0.9 izotonik sodyum klorür çözeltisinde anatomik forseps ile 3 dakika boyunca yavaşça üç kez kaydırın.</li>
	<li>Gerekirse, arteriyel poşetin lümenini silikondan yapılmış bir mikrotüp ile açık tutun; Islak mikro dolgular ile tüm cerrahi işlem boyunca sol ve sağ CCA'yı titizlikle koruyun.</li>
</ol>4. Cerrahi aşama – Adım II
<ol><li>CCA'nın daha fazla hazırlanması için, arteri daha yüzeysel olarak hareket ettirmek için doğrudan altına iki yuvarlak mikro çubuk yerleştirin. Şimdi, arterin daha iyi görselleştirilmesi için sol CCA'nın altına mor dolgulu bir mikro çubuk koyun.</li>
	<li>Sağ proksimal CCA'yı, 100 ml% 0.9 izotonik sodyum klorür içinde çözünmüş 500 IU heparin ile birleştirilmiş% 0.9'luk bir izotonik sodyum klorür çözeltisi ile yıkayın. Gerginlik içermeyen bir anastomoz oluşturmak için, sağ CCA'yı sol tarafa tünellemek için cerrahi makas kullanarak yağ yastığı / peritrakeal kas sisteminin altına yerleştirin. Arterin yumuşak dokusunu çıkarın.<ol>
<li>Şimdi mikro makas ve forseps kullanarak sağ CCA'nın proksimal tarafında 2 mm'lik bir balık ağzı kesisi yapın.</li>
	</ol></li>
	<li>Ameliyat masasındaki tarafı değiştirin. Sol distal CCA'yı başka bir geçici damar klipsi ile klipsleyin, ardından iki geçici damar klipsi ile proksimal sol CCA yapın. Islak mikro çubuklar kullanarak maruz kalan tüm damar segmentlerini cerrahi ışık altında kurumaya karşı koruyun.</li>
	<li>Sol CCA'nın distal üçte birini yumuşak dokudan tamamen serbest bırakın ve arteriyotomi yapın. Cerrahi mikro forseps kullanın ve hafifçe yumuşak dokuları tutun. Şimdi arteri yükseltin ve sol distal CCA'yı cerrahi bir mikro makasla yavaşça kesin. Damar segmentlerini heparin ile yıkayın (100 ml% 0.9 izotonik sodyum klorür çözeltisi içinde çözünmüş 500 IU).</li>
	<li>Arteriyotomi kavisli mikro forseps ve mikro makasla yapıldıktan sonra, sol CCA'nın distal üçte birinde bulunan arteriyotomi, karotis arterin sağ künt ve otolog greftin çapının yaklaşık 2 katını ölçerek distal olarak büyütün. Bu, arteriyel torbaya yeterli kan akışına izin verir.</li>
	<li>Arteriyel poşeti heparinize salin çözeltisinden çıkarın. Keseyi bifurkasyonun planlandığı cerrahi alana yerleştirin. Emilemeyen 9-0 dikiş ile kaudal olarak yerleştirilmiş sağ karotis küntünün arkasını dikmeye başlayın, ardından balık ağzı insizyonu seviyesinde kranial olarak yerleştirilmiş arka tarafta bir dikiş izleyin. Arka kısmı distalden proksimal dikişi tek dikişlerle bitirin.</li>
	<li>Dikiş yaparken, tüm elastaz preinkübasyonlu poşetleri sürekli sulama ile nemli tutun. Kesenin damar duvarını dikerken, lümeni ucuyla hafifçe açmak için kavisli cerrahi mikro forseps kullanın. Sol veya proksimal sağ CCA'nın parçalarını dikerken, düz cerrahi mikro forseps kullanın. Daha sonra, yatay arka tarafı dikişleyin.</li>
	<li>Daha sonra yatay ön tarafı, tabanına doğru hareket eden anevrizmanın kubbesinden başlayarak dikiş. Daha sonra, ön tarafta distal olarak kaudal olarak hareket eden tek dikişlerle başlayın.<ol>
<li>Tüm adımlar için 4.5\u20124.8 Anastomozu dikerken iyatrojenik darlığı önlemek için damarın arteriyotomiye yakın kısmını tutmaya dikkat edin. Ayrıca, tüm cerrahi prosedür boyunca tüm damar segmentlerini, heparinize sodyum klorür çözeltisi (100 ml% 0.9 izotonik sodyum klorür içinde çözünmüş 500 IU) ile doldurulmuş bir şırınga ile ekstraluminal olarak sürekli nemlendirin ve ıslak mikro çubuklarla koruyun.</li>
		<li>Anastomozu bitirmeden önce, tüm kompleksi heparinize edilmiş% 0.9 izotonik sodyum klorür çözeltisi intraluminal (100 ml% 0.9 izotonik sodyum klorür içinde çözülmüş 500 IU) ile sulayın. Elastaz modifiye arteriyel poşetlerin, güçlü kuruma ve tromboz eğilimleri nedeniyle mümkün olduğunca çabuk dikilmesi gerektiğine dikkat edin. Poşetteki kalıntı elastaz konsantrasyonunun çevresel damarları sindirme ile ilgili agresif davranışı nedeniyle, damar kompleksini hızlı bir şekilde yeniden perfüze etmek için ameliyata hızlı bir şekilde devam edin.</li>
	</ol></li>
	<li>Tüm geçici vasküler kelepçeleri kademeli olarak çıkarın.<ol>
<li>Distal kelepçeyi sol CCA'dan çıkarın. Küçük kanamaları kabul edin ve anastomoz üzerine mikro çubukları hafifçe bastırarak durdurun. Daha sonra, sağ CCA'nın kelepçesini çıkarın, trombüs oluşumunu önlemek için mikro çubukla ve forseps ile hafifçe bastırın.</li>
		<li>Gerekirse, yeterli pıhtılaşma sağlamak için geçici vasküler klipsleri değiştirin. Daha sonra, her iki damar klipsi de sol taraftan proksimal olarak rahatlatın. Herhangi bir adımda gerekirse, pıhtılaşmaya izin vermek veya yeniden dikiş yapmak için klipsleri değiştirin.</li>
	</ol></li>
	<li>Bu aşamada damar kompleksinin floresan anjiyografisini yapın (Şekil 6 ve Şekil 7). NOT: Floresan anjiyografi, 2 bandpass filtresi, video kameralı bir akıllı telefon ve bir bisiklet spot ışığı kullanılarak 1 ml floresein IV uygulanarak gerçekleştirilir. Bu prosedür daha önce başka bir yerde açıklanmıştır20,21,22.</li>
	<li>Son olarak, operatif situsu kapatın. Anastomozu korumak için yağ yastığını tek düğümlü 3-0 emilebilir bir sütürle yeniden uyarlayın ve nazikçe dikin. Subcutis ve cildi aynı şekilde kapatın.</li>
</ol>5. Ameliyat sonrası aşama
<ol><li>Ameliyat sonunda izofluran ve sistemik analjezi uygulamasını bırakın ve yutma refleksi geri döner dönmez trakeal ekstübasyon sağlayın.</li>
	<li>0.5 mg / kg meloksikam IV, 10 mg / kg aspirin (ASS) IV, 100 μg B vitamini12 SC ve 20 mg / kg klaoksil IV uygulayın.</li>
	<li>Tavşanlar kendiliğinden sternal yatış kazanıncaya kadar ek oksijenasyon ve aktif ısınma sağlayın.</li>
	<li>Kemirgenlerde ve tavşanlarda ağrının değerlendirilmesi ve yönetimi için kılavuzlara uygun olarak ilk üç gün boyunca günde dört kez postoperatif takip ve hayvan bakımı yapın23,24.</li>
	<li>Ameliyat sonrası analjezi, dış kulağa uygulanan bir fentanil yama (12 μg / s), günde bir kez üç gün boyunca meloksikam SC ve kurtarma tedavisi SC olarak metadon ile uygulayın. Tüm tavşanlarda üç gün boyunca 250 IU / kg düşük moleküler heparin (LMH) deri altından uygulayın.</li>
</ol>

Bu çalışma, Araştırma Konseyi, Kantonsspital Aarau, Aarau, İsviçre ve İsviçre ulusal bilim vakfı SNF'nin (310030_182450) araştırma fonları tarafından desteklenmiştir. Yazarlar, sunulan çalışmanın tasarımından ve yürütülmesinden yalnızca kendileri sorumludur ve rakip çıkarlar beyan etmezler.

Çalışmamız, tavşanlarda farklı duvar koşullarına sahip gerçek bir bifurkasyon anevrizması modeli oluşturmanın fizibilitesini göstermektedir. Genel olarak, ortalama ağırlığı 3.7 ± 0.09 kg ve yaş ortalaması 112 ± 3 gün olan 14 dişi Yeni Zelanda Beyaz tavşanı çalışmaya dahil edildi. Tüm anevrizmaların% 85.72'si 28 günlük bir takip sırasında patent olarak kaldı. İki hayvan erken öldü (%12.5 mortalite).
Önceki çalışmalar, endovasküler anevrizma tedavisini...

İntrakraniyal anevrizma (İA) rüptürüne bağlı subaraknoid kanama, endovasküler veya mikrocerrahi oklüzyon teknikleriile etkili bir şekilde kontrol altına alınabilir 1,2,3,4. Sargı sonrası İA nüksünün ana sınırlamasının üstesinden gelmek için farklı endovasküler tedaviler, endovasküler cihazların test edilmesine yönelik artan bir ihtiyaç yaratarak son yıllarda önem kazanmıştır. Bu yeni tedavi yaklaşımlarını test etmek için, reolojik özelliklere, hemodinamiğe ve anevrizma duvarı koşullarına saygı duyan uygun hayvan modelleri 5,6,7 oranında garanti edilmektedir. Bu bağlamda klinik ve preklinik çalışmalar, özellikle mural hücrelerin kaybına odaklanarak, anevrizma duvar koşullarının anevrizma rüptürü ve oklüzyon sonrası nüks ile ilgili önemli rolünü ortaya koymuştur 7,8,9.
Şimdiye kadar, tavşanlardaki deneysel anevrizmalar çoğunlukla elastaz inkübe edilmiş ortak karotis arter (CCA) kütükler veya yapay bir CCA bifurkasyonuna dikilmiş venöz torbalar tarafından yaratılmıştır. 10,11,12,13,14,15,16 Bu nedenle, gerçek bir arteriyel kese çatallanma modeli hiçbir zaman tanımlanmamıştır.
Bu çalışmanın amacı, tavşan modelinde farklı duvar koşullarına sahip bifurkasyon anevrizmalarının mikrocerrahi olarak oluşturulması için güvenli, hızlı ve standartlaştırılmış bir teknik tasarlamaktır (Şekil 1). Bu, modifiye edilmemiş ve modifiye edilmiş arteriyel poşetlerin her iki CCA'nın yapay olarak oluşturulmuş bir bifurkasyonuna dikilmesiyle sağlandı.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>3-0 resorbable suture</td>
			<td>Ethicon Inc., USA</td>
			<td>VCP428G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G0762563</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>C0766070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9-0 non-absorbable suture</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>G1111140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adrenaline</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1445419</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amiodarone</td>
			<td>Helvepharm AG</td>
			<td>5078567</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirin</td>
			<td>Sanofi-Aventis (Suisse) SA</td>
			<td>622693</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine</td>
			<td>Labatec Pharma SA</td>
			<td>6577083</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter blue</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FD1B</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandpass filter green</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FGV9</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bicycle spotlight</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biemer vessel clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FD560R</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bispectral index (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood pressure cuff (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamoxyl</td>
			<td>GlaxoSmithKline AG</td>
			<td>758808</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexmedetomidine</td>
			<td>Ever Pharma</td>
			<td>136740-1</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocardiogram electrodes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastase</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45125</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ephedrine</td>
			<td>Amino AG</td>
			<td>1435734</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Esmolol</td>
			<td>OrPha Swiss GmbH</td>
			<td>3284044</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (intravenous use)</td>
			<td>Janssen-Cilag AG</td>
			<td>98683</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (transdermal)</td>
			<td>Mepha Pharma AG</td>
			<td>4008286</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoresceine</td>
			<td>Curatis AG</td>
			<td>5030376</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fragmin</td>
			<td>Pfizer PFE Switzerland GmbH</td>
			<td>1906725</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glyco</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotonic sodium chloride solution (0.9%)</td>
			<td>Fresenius KABI</td>
			<td>336769</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>342261</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory shaker</td>
			<td>Stuart</td>
			<td>SRT6</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>747466</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Longuettes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metacam</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>P7626406</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methadone</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>1084546</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam</td>
			<td>Accord Healthcare AG</td>
			<td>7752484</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>O2-Face mask</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operation microscope</td>
			<td>Wild Heerbrugg</td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Papaverine</td>
			<td>Bichsel</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prilocaine-lidocaine creme</td>
			<td>Emla</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Switzerland</td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse oxymeter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectal temperature probe (neonatal)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivacaine</td>
			<td>Aspen Pharma Schweiz GmbH</td>
			<td>1882249</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpell</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>210</td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smartphone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft tissue spreader</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel sponge bowls</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile micro swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stethoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved micro-scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight and curved forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery drape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes 1 ml, 2ml and 5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any other</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris-Buffer</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>93302</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clip applicator</td>
			<td>B. Braun, Germany</td>
			<td>FT495T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vein and arterial catheter 22 G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitarubin</td>
			<td>Streuli Pharma AG</td>
			<td>6847559</td>
			<td>any generic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil titan standard clip (2 x)</td>
			<td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland</td>
			<td>FT242T</td>
			<td>temporary</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit

İntrakraniyal anevrizmalarda endovasküler tedavi son yıllarda önem kazanmıştır, bu nedenle endovasküler cihazların test edilmesine olan ihtiyaç artmaktadır. Reolojik, hemodinamik ve anevrizma duvarı koşullarına saygı gösteren hayvan modelleri oldukça garantilidir. Bu nedenle, bu çalışmanın amacı, tavşanlarda modifiye edilmemiş ve modifiye edilmiş duvar koşullarına sahip otolog arteriyel poş bifurkasyon anevrizmaları oluşturmak için yeni bir standartlaştırılmış ve tekrarlanabilir cerrahi teknik tasarlamaktır.
Bifurkasyon anevrizmaları, her ikisi de mikrocerrahi olarak dikilen arteriyel poş için ebeveyn arterleri olarak hizmet veren sol ortak karotis arterinde sağın uçtan yana anastomozu ile oluşturuldu. Greftler proksimal sağ ortak karotis arterden kontrol (n=7, acil otolog reimplantasyon) veya modifiye (n=7, otolog reimplantasyondan önce 20 dakika boyunca 100 uluslararası ünite elastaz ile inkübe edilmiş) grup için alındı. Poş ve ebeveyn arter açıklığı, oluşturulduktan hemen sonra floresan anjiyografi ile kontrol altına alındı. Takipte (28 gün) tüm tavşanlara kontrastlı manyetik rezonans anjiyografi ve floresan anjiyografi ve ardından anevrizma hasadı, makroskopik ve histolojik değerlendirme yapıldı.
Toplam 16 dişi Yeni Zelanda Beyaz tavşanı ameliyat edildi. İki hayvan erken öldü. Takipte, tüm anevrizmaların% 85.72'si patent olarak kaldı. Her iki grup da zamanla anevrizma boyutunda bir artış olduğunu ortaya koydu; bu, kontrol grubunda (oluşturma sırasında 6.48 ± 1.81 mm 3'e karşı takipte 19.85 ± 6.40 mm 3, p = 0.037) modifiye grupta (oluşturma sırasında 8.03 ± 1.08 mm3'e karşılık 20.29 ± takipte 6.16 mm3, p = 0.054) daha belirgindi.
Bulgularımız, mikrocerrahi bir yaklaşımla farklı duvar koşullarına sahip bifurkasyon anevrizmalarının oluşturulmasına izin veren bu yeni tavşan modelinin yeterliliğini göstermektedir. Mükemmel uzun süreli açıklık ve zaman içinde anevrizma büyümesinin özelliği göz önüne alındığında, bu model yeni endovasküler tedavilerin klinik öncesi değerlendirilmesi için önemli bir araç olarak hizmet edebilir.

Yedi hayvandan oluşan bir pilot serinin ardından, toplam 16 hayvan deneysel protokole dahil edildi. İki hayvan erken öldü ve bu nedenle son analizden çıkarıldı (%12.5 mortalite). 14 hayvan üzerinde hesaplandığında, floresan anjiyografi sırasında acil anevrizma açıklığı oranı hem kontrol hem de modifiye grupta %71.43 idi. Dört anevrizmanın ardışık trombüs tahliyesi ile yeniden açılması gerekiyordu ve tekrarlanan floresan anjiyografiden sonra tüm olgularda (%100) belgelenmiş bir açıklık v...

Watch this Scientific Journal Video about Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit at JoVE.com

Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

İntrakraniyal anevrizma tedavisi için endovasküler cihazların geliştirilmesi ve test edilmesi halen büyük önem taşımaktadır. Günümüzde kullanılan çoğu anevrizma modeli, arteriyel dejenere bir duvarın önemli özelliklerini veya gerçek bir bifurkasyonun hemodinamiğini kaçırmaktadır. Bu nedenle tavşanlarda yeni bir arteriyel poş bifurkasyon modeli tasarlamayı amaçladık.

Arteriyel Poş Tavşanda Mikrocerrahi Bifurkasyon Anevrizması Modeli

Endovascular treatment for intracranial aneurysms gained importance over the past decades, consequently there is an increased need of testing endovascular ...

arterial-pouch-microsurgical-bifurcation-aneurysm-model-in-the-rabbit

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.3K Görüntüleme.  Kantonsspital Aarau. İntrakraniyal anevrizma tedavisi için endovasküler cihazların geliştirilmesi ve test edilmesi halen büyük önem taşımaktadır. Günümüzde kullanılan çoğu anevrizma modeli, arteriyel dejenere bir duvarın önemli özelliklerini veya gerçek bir bifurkasyonun hemodinamiğini kaçırmaktadır. Bu nedenle tavşanlarda yeni bir arteriyel poş bifurkasyon modeli tasarlamayı amaçladık.

Video: Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer's Disease Mouse Model

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks of Alzheimer's disease. The central component of neuritic plaques is a small filamentous protein called amyloid &beta; protein (A&beta;)1, which is derived from sequential proteolytic cleavage of the beta-amyloid precursor protein (APP) by &beta;-secretase and &gamma;-secretase. The amyloid hypothesis entails that A&gamma;-containing plaques as the underlying toxic mechanism in AD pathology2. The postmortem analysis of the presence of neuritic plaque confirms the diagnosis of AD. To further our understanding of A&gamma; neurobiology in AD pathogenesis, various mouse strains expressing AD-related mutations in the human APP genes were generated. Depending on the severity of the disease, these mice will develop neuritic plaques at different ages. These mice serve as invaluable tools for studying the pathogenesis and drug development that could affect the APP processing pathway and neuritic plaque formation. In this protocol, we employ an immunohistochemical method for specific detection of neuritic plaques in AD model mice. We will specifically discuss the preparation from extracting the half brain, paraformaldehyde fixation, cryosectioning, and two methods to detect neurotic plaques in AD transgenic mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thiofalvin S staining method.

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer&#039;s Disease Mouse Model

One of the pathological characteristics of AD is the formation of Amyloid &#x03B2; protein positive neuritic plaques. In this protocol we describe two methods to detect neuritic plaques in transgenic AD model mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thioflavin S staining method.

Nöritik plaklar Alzheimer Hastalığı Fare Modeli Algılama

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks ...

Nörobilim

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Içinde proprioseptörlere Görselleştirmesi<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva ve Pupa

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These neurotropic cancer cells have a unique ability to migrate unidirectionally along nerves towards the central nervous system (CNS). The dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model is a three dimensional (3D) in vitro model frequently used for studying the interaction between neural stroma and cancer cells. In this model, mouse or human cancer cell lines are grown in ECM adjacent to preparations of freshly dissociated cultured DRG. In this article, the DRG isolation protocol from mice, and implantation in petri dishes for co-culturing with pancreatic cancer cells are demonstrated. Five days after implantation, the cancer cells made contact with the DRG neurites. Later, these cells formed bridgeheads to facilitate more extensive polarized, neurotropic migration of cancer cells.

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

This video article shows the use of the dorsal root ganglia (DRG)/cancer cell model in pancreatic ductal adenocarcinoma.

Sırt kök ganglion Modeli: Kanserli Sinir Invasion Vitro Modelleme

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

The Use of Trace Eyeblink Classical Conditioning to Assess Hippocampal Dysfunction in a Rat Model of Fetal Alcohol Spectrum Disorders

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain undergoes rapid organizational change and is similar to accelerated brain changes that occur during the third trimester in humans. This model of fetal alcohol spectrum disorders (FASDs) produces severe brain damage, mimicking the amount and pattern of binge-drinking that occurs in some pregnant alcoholic mothers. We describe the use of trace eyeblink classical conditioning (ECC), a higher-order variant of associative learning, to assess long-term hippocampal dysfunction that is typically seen in alcohol-exposed adult offspring. At 90 days of age, rodents were surgically prepared with recording and stimulating electrodes, which measured electromyographic (EMG) blink activity from the left eyelid muscle and delivered mild shock posterior to the left eye, respectively. After a 5 day recovery period, they underwent 6 sessions of trace ECC to determine associative learning differences between alcohol-exposed and control rats. Trace ECC is one of many possible ECC procedures that can be easily modified using the same equipment and software, so that different neural systems can be assessed. ECC procedures in general, can be used as diagnostic tools for detecting neural pathology in different brain systems and different conditions that insult the brain.

Trace eyeblink classical conditioning (ECC) was used to assess hippocampal-dependent associative learning in adult rats that were administered a high concentration (11.9% v/v) of alcohol during early neonatal brain development. In general, ECC procedures are sound diagnostic tools for detecting brain dysfunction across many psychological and biomedical settings.

Hipokampal disfonksiyon Fetal alkol spektrum bozuklukları, fare modeli değerlendirmek için izleme Eyeblink Klasik koşullanma kullanımı

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor determining patient outcome and is therefore frequently taken as a study endpoint. However, in small animal studies on SAH, quantification of cerebral vasospasm is a major challenge. Here, an ex vivo method is presented that allows quantification of volumes of entire vessel segments, which can be used as an objective measure to quantify cerebral vasospasm. In a first step, endovascular casting of the cerebral vasculature is performed using a radiopaque casting agent. Then, cross-sectional imaging data are acquired by micro computed tomography. The final step involves 3-dimensional reconstruction of the virtual vascular tree, followed by an algorithm to calculate center lines and volumes of the selected vessel segments. The method resulted in a highly accurate virtual reconstruction of the cerebrovascular tree shown by a diameter-based comparison of anatomical samples with their virtual reconstructions. Compared with vessel diameters alone, the vessel volumes highlight the differences between vasospastic and non-vasospastic vessels shown in a series of SAH and sham-operated mice.

The goal of this article is to present a method that allows a 3-dimensional reconstruction of the cerebrovascular tree in mice after micro computed tomography and determination of volumes of entire vessel segments that can be used to quantify cerebral vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage.

Subaraknoid kanama, bir fare modeli serebral Vasospasm miktar hacimsel bir yöntemi

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and indocyanine green are used to enable the observation of blood flow and vessel perfusion status, respectively. The aim of this study is to apply FVA to verify real-time blood flow, vessel perfusion status and occlusion of aneurysms after induction of sidewall aneurysms in rabbits and rats, as well as to validate the procedure in these species.
Twenty sidewall aneurysms were created in 10 rabbits by suturing a decellularized arterial vessel pouch on the carotid artery of a donor rabbit. In addition, 48 microsurgical sidewall aneurysms were created in 48 rats. During follow-up at one month after creation, the parent artery/aneurysm complex was dissected and FVA was performed using an intravenous fluorescein (10%, 1 mL) injection via an ear vein catheterization in rabbits and a femoral vein catherization in rats. Aneurysms were then harvested, and patency was evaluated macroscopically.
Macroscopically, 14 out of 16 aneurysms in rabbits indicated no residual parent artery perfusion with totally occluded luminae, however 11 (79%) were detected by FVA. Four aneurysms were excluded due to technical problems. In rats, residual aneurysm perfusion was macroscopically observed in 25 out of 48 cases. Of the 23 without macroscopic evidence of perfusion, FVA confirmed the incidence of 22 aneurysms (96%). There were no adverse events associated with FVA. Fluorescein is easily applicable and no special equipment is needed. It is a safe and extremely effective method for evaluating parent artery integrity and aneurysm patency/residual perfusion in an experimental setting with rabbits and rats. FVA using fluorescein as a contrast agent appears to be effective in controlling patency of aneurysms and the underlying vessel and can even be adapted to bypass surgery.

We present a protocol to efficiently evaluate aneurysm perfusion and vessel patency of sidewall aneurysm in rats and rabbits, using fluorescein-based fluorescence video angiography (FVA). With a positive predictive value of 92.6%, it is a simple but very effective and economical method with no special equipment required.

Rat ve Rabbit anevrizma modellerinde anevrizma perfüzyon ve ebeveyn arter patensinin değerlendirilmesi için floresan anjiyografi

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and ...

Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain death (BD) still represents the major source for solid transplants. Unfortunately, the irreversible loss of brain function is known to induce multiple pathophysiological changes, including hemodynamic as well as hormonal modifications, finally leading to a systemic inflammatory response. Models that allow a systematic investigation of these effects in vivo are scarce. We present a murine model of BD induction, which could aid investigations into the devastating effects of BD on allograft quality. After implementing intra-arterial blood pressure measurement via the common carotid artery and reliable ventilation via a tracheostomy, BD is induced by steadily increasing intracranial pressure using a balloon catheter. Four hours after BD induction, organs may be harvested for analysis or for further transplantation procedures. Our strategy enables the comprehensive analysis of donor BD in a murine model, therefore allowing an in-depth understanding of BD-related effects in solid organ transplantation and potentially paving the way to optimized organ preconditioning.

We present a murine model of brain death induction in order to evaluate the influence of its pathophysiological effects on organs as well as on consecutive grafts in the context of solid organ transplantation.

Trakeostomi Ile İntra-Arteriyel Kan Basıncı İzleme ve Ventilasyon Kullanan Farelerde Beyin Ölümü İndüksiyonu

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

Nöral Kök Hücrelerin Sıçan ve Fare Beynine İntra-Arteriyel Teslimatı: Serebral İskemiye Uygulama

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% of the total stroke-related mortality with an important morbidity in terms of neurological outcome. A delayed cerebral vasospasm (CVS) may occur most often in association with a delayed cerebral ischemia. Different animal models of SAH are now being used including endovascular perforation and direct injection of blood into the cisterna magna or even the prechiasmatic cistern, each exhibiting distinct advantages and disadvantages. In this article, a standardized mouse model of SAH by double direct injection of determined volumes of autologous whole blood into the cisterna magna is presented. Briefly, mice were weighed and then anesthetized by isoflurane inhalation. Then, the animal was placed in a reclining position on a heated blanket maintaining a rectal temperature of 37 &#176;C and positioned in a stereotactic frame with a cervical bend of about 30&#176;. Once in place, the tip of an elongated glass micropipette filled with the homologous arterial blood taken from carotid artery of another mouse of the same age and gender (C57Bl/6J) was positioned at a right angle in contact with the atlanto-occipital membrane by means of a micromanipulator. Then 60 &#181;L of blood was injected in the cisterna magna followed by a 30&#176; downward tilt of the animal for 2 minutes. The second infusion of 30 &#181;L of blood into the cisterna magna was performed 24 h after the first one. The individual follow-up of each animal is carried out daily (careful evaluation of weight and well-being). This procedure allows a predictable and highly reproducible distribution of blood, likely accompanied by intracranial pressure elevation that can be mimicked by an equivalent injection of an artificial cerebral spinal fluid (CSF), and represents an acute to mild-model of SAH inducing low mortality.

We described in this protocol a standardized subarachnoid hemorrhage (SAH) mouse model by a double injection of autologous whole-blood into the cisterna magna. The high degree of standardization of the double-injection procedure represents a middle-to-acute model of SAH with relative safety regarding mortality.

Subaraknoid Kanama Modeli olarak Cisterna Magna içine Kan Çift Doğrudan Enjeksiyon

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% ...

A Rat Model of EcoHIV Brain Infection

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. Establishment of the EcoHIV infected rat model for studies of drug abuse and neurocognitive disorders, would be beneficial in the study of neuroHIV and HIV-1 associated neurocognitive disorders (HAND). In the present study, we demonstrate the successful creation of a rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV). First, the lentiviral construct of EcoHIV was packaged in cultured 293 FT cells for 48 hours. Then, the conditional medium was concentrated and titered. Next, we performed bilateral stereotaxic injections of the EcoHIV-EGFP into F344/N rat brain tissue. One week after infection, EGFP fluorescence signals were detected in the infected brain tissue, indicating that EcoHIV successfully induces an active HIV infection in rats. In addition, immunostaining for the microglial cell marker, Iba1, was performed. The results indicated that microglia were the predominant cell type harboring EcoHIV. Furthermore, EcoHIV rats exhibited alterations in temporal processing, a potential underlying neurobehavioral mechanism of HAND as well as synaptic dysfunction eight weeks after infection. Collectively, the present study extends the EcoHIV model of HIV-1 infection to the rat offering a valuable biological system to study HIV-1 viral reservoirs in the brain as well as HAND and associated comorbidities such as drug abuse.

Here, we present a protocol to establish a new rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV), which is critical for enhancing our understanding of HIV-1 viral reservoirs in the brain and offering a system to study HIV-associated neurocognitive disorders and associated comorbidities (i.e., drug abuse).

EcoHIV Beyin Enfeksiyonunun Bir Sıçan Modeli

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. ...