La cirugía de isquemia-reperfusión pulmonar ventilada se puede utilizar para estudiar la fisiopatología específica del pulmón de múltiples procesos, incluido el trasplante de pulmón, la embolia pulmonar y la lesión pulmonar después de un traumatismo hemorrágico con reanimación. Este modelo minimiza las contribuciones inflamatorias de la atelectasia, la ventilación mecánica y la hipoxia. Mantiene intacto el sistema inmune circulatorio in vivo y permite los estudios a largo plazo.
Este modelo podría proporcionar información sobre cómo se controla y regula la inflamación estéril dentro del pulmón. La técnica microquirúrgica requiere primero horas de práctica. La organización y planificación cuidadosas son importantes antes de comenzar.
Además, puede ser practicado inicialmente por el ratón sacrificado sin la distracción de la actividad cardíaca y el movimiento que causa. La estasis sanguínea en el PA izquierdo permite que sea más fácilmente visualizado y manipulado. Para comenzar, coloque suavemente la luz flexible de fibra óptica en la tráquea de un ratón anestesiado, ligeramente por debajo de las cuerdas vocales.
Ajuste los niveles de iluminación de tal manera que solo se vea un campo oscuro cuando se mira dentro de la faringe oral del ratón, excepto la luz roja que emana de debajo de las cuerdas vocales. Para la intubación, sostenga las pinzas con la mano dominante y úselas para agarrar suavemente y sacar la lengua de la cavidad oral. Abra la mandíbula inferior usando fórceps sostenidos por la mano no dominante y empuje los fórceps hacia la laringe para levantar la epiglotis.
En este punto, suelte la lengua de las pinzas. Observa las cuerdas vocales. Deben abrirse y cerrarse de acuerdo con cada respiración.
Sosteniendo la cánula con el alambre guía precargado, inserte la punta del cable a través de las cuerdas vocales. Luego, teniendo mucho cuidado de no mover el cable sosteniendo una porción que está fuera de la cánula pero justo por encima de las cuerdas vocales, retire la cánula, dejando solo el cable en su lugar con su extremo distal dentro de la tráquea. En este punto, realice una segunda visualización de las cuerdas vocales para confirmar que la punta distal del alambre permanece pasada a través de las cuerdas vocales iluminadas y hacia la tráquea, y no está en el esófago no iluminado.
Luego, sostenga el cable fuera de la boca con las pinzas curvas en la mano izquierda estabilizadas contra una superficie dura, y avance cuidadosamente el catéter de calibre 20 con alas de cinta sobre el cable. Una vez que el extremo distal del alambre emerge del extremo posterior del catéter o tubo endotraqueal, sostenga ese extremo con los fórceps curvos y avance suavemente el catéter hacia la tráquea. Luego, retire cuidadosamente el alambre del extremo distal del catéter con los fórceps curvos sin desalojar la colocación del catéter.
Luego, conecte brevemente el catéter al ventilador antes de asegurarlo para confirmar la colocación adecuada en la tráquea y no en el esófago. Confirmar la colocación traqueal mediante la observación de la ventilación mecánica dependiente de los movimientos bilaterales de la pared torácica y la ausencia de inflado del estómago. Después de la intubación, conecte el catéter al ventilador configurado a un volumen de título de 0.2 a 0.225 mililitros, y una frecuencia respiratoria de 120 a 150 respiraciones por minuto para confirmar la colocación traqueal correcta del tubo orotraqueal.
Luego desconecte con el ratón respirando espontáneamente a través del tubo orotraqueal. Afeite el pelo del ratón sobre el área del tórax izquierdo hasta la escápula izquierda. Retire el exceso de vello afeitado con hisopos con alcohol y desinfecte el área quirúrgica.
Luego coloque el mouse en una almohadilla de calentamiento en una posición lateral izquierda o tres cuartos girada. Conecte el tubo traqueal al ventilador. Después de hacer la incisión en la piel, inserte tres retractores esterilizados debajo de la capa muscular.
A continuación, identifique el segundo espacio intercostal y sostenga la segunda costilla con las pinzas extra finas. Luego, tirando de la costilla hacia arriba, use una hoja de bisturí curva número 12 estéril para ingresar al espacio plural separando y cortando los músculos intercostales del segundo al tercer espacio. Considere pausar la ventilación para reducir la lesión en el ápice pulmonar izquierdo.
Use la cefalada retractora más pequeña y estrecha a lo largo de la orientación de las costillas, y el retractor de tamaño mediano a la izquierda a lo largo de la tercera costilla, y el retractor más grande a la derecha a lo largo de la superficie de la segunda costilla. Abra el pecho con una retracción lenta y progresiva utilizando los cordones retractores elásticos. Exponga e identifique la arteria pulmonar izquierda, o AF, alejando el ápice pulmonar izquierdo con un hisopo estéril de punta de algodón o una esponja quirúrgica.
Use las pinzas ultrafinas micro fórceps en la mano derecha y las pinzas dilatadoras de PA o vasos en la mano izquierda para exponer y crear suavemente el campo en el que la PA izquierda y el bronquio son visibles. Usando los fórceps de PA, levante el PA izquierdo y tire suavemente pero firmemente hacia arriba y cefálico para visualizar el bronquio transparente debajo. Aumente el aumento en el microscopio de disección a cuatro X.Mientras retrae el PA lejos del bronquio, pase con cuidado las pinzas ultrafinas cerradas a través del espacio entre el PA izquierdo y el bronquio.
Luego use estos fórceps para sostener y tirar de un 7-0 u 8-0 Sutura Prolene a través del espacio entre la arteria pulmonar izquierda arriba y el bronquio abajo. A continuación, rodee el PA izquierdo atando un nudo deslizante para crear una oclusión en el PA. La interrupción del flujo sanguíneo se visualiza fácilmente en este punto, marcando el inicio del período isquémico. Externalice el extremo libre del nudo a través de un punto de entrada diferente en el tórax izquierdo anterior con una aguja de calibre 24 a 28 y asegure el extremo de la sutura con un pequeño trozo de cinta para facilitar la identificación posterior.
Luego, usando una válvula de presión positiva y espiratoria o un tubo en el ventilador para roedores, vuelva a inflar el pulmón para expulsar la mayor cantidad de aire posible de la cavidad torácica. Luego, cierre la caja torácica con dos suturas de nylon 4-0 interrumpidas, seguido de cerrar la capa muscular y de piel, y aplicar anestesia local. Desconecte el ratón del ventilador y colóquelo con cuidado en la almohadilla de calentamiento para el cuidado postoperatorio para mantener la temperatura corporal durante la recuperación.
Asegúrese de que el nudo deslizante exteriorizado se controla y visualiza claramente durante el movimiento del ratón. Tire del nudo deslizante exteriorizado suavemente al final del período isquémico. Aquí se muestra la histología de las secciones pulmonares en ratones de tipo salvaje de las cepas C3H y C57 black six.
Después de una hora de isquemia y tres horas de reperfusión, se observó una intensa infiltración neutrofílica dentro del tejido izquierdo del pulmón en ambas cepas. Sin embargo, la cepa C3H mostró niveles marcadamente mayores de inflamación en comparación con C57 black six. Los errores durante el paso del monofilamento entre la PA izquierda y el bronquio izquierdo pueden conducir a una cirugía no recuperada con sangrado catastrófico de la PA izquierda o lesión irreversible en el bronquio izquierdo.
Este es el paso que es más desafiante técnicamente y requiere repetir la práctica cuando se aprende este procedimiento por primera vez. Después de la recuperación del ratón de la cirugía de isquemia-reperfusión pulmonar aproximadamente una hora o menos después de la reperfusión, se puede administrar una instilación intratraqueal de bacterias vivas a las tres horas o de 24 a 48 horas más tarde para simular una infección que sigue a la lesión pulmonar estéril causada por isquemia-reperfusión. La instalación intratraqueal de otros agentes que pueden modular la inflamación estéril también se puede hacer después de la isquemia-reperfusión de manera similar.
Esta técnica ayudó a descubrir y confirmar el tráfico gradual y la activación de neutrófilos en respuesta a lesiones e infecciones estériles en el pulmón.
