Damos las gracias a Daniel por su Duerr asesoramiento en materia de técnica de perfusión-fijación.

1. La inducción de la anestesia <ol><li> Para la inducción con isoflurano, colocar el ratón en una caja de inducción que está conectado al conjunto de vapor a 3,0% vol y el flujo de oxígeno de 0,5 l / min. </li><li> Después de pérdida del conocimiento se logra con estímulo táctil no para inducir una respuesta y el reflejo de la extremidad anterior o la extremidad posterior del pedal de retirada de estar ausente, coloque el cursor sobre una mesa de operaciones con control de temperatura en una posición de decúbito supino. Mantener la anestesia en un cono nasal que está conectado al vapor a través de la caja de inducción. Reclinar la cabeza mediante la fijación de los incisivos superiores con una sutura de nylon 5-0 para facilitar la intubación. </li><li> Inserte la sonda de temperatura rectal para mantener la temperatura corporal a 37 º C. Fijar los extremos con cinta adhesiva. Cruce la pierna izquierda sobre la pierna derecha para abrir la parte izquierda del pecho y exponer el corazón mejor. </li><li> Aplicar la crema depilatoria en el cuello y el pecho izquierdo. Limpie la crema después de 1 minuto. Aplicar povidona yodada para el local de la pieldesinfección. Inyectar la buprenorfina 0,05 mg / kg de peso corporal para aliviar el dolor por vía subcutánea. </li><li> Haga una incisión en el cuello la piel la línea media con una tijera pequeña. Blunt disección de las glándulas y los músculos que cubren la tráquea. Encienda el ventilador. Ajustes del ventilador se debe ajustar a los parámetros fisiológicos. Usamos una MiniVent, Hugo Sachs Elektronik, Aparatos Harvard con una frecuencia respiratoria de 105/min y un volumen corriente de 200 l. Tire de la lengua con una pinza y suavemente insertar un tubo de 22 G de metal. Confirmar la intubación por la visualización directa del interior del tubo de la tráquea y el movimiento del pecho. </li><li> Omitir el cuadro de la inducción por conmutación a los residuos tubería de gas para evitar la contaminación del espacio de laboratorio. Ajuste de vapor a 2,0% vol. </li></ol> 2. La toracotomía <ol><li> Haga una incisión en la piel en la línea media clavicular izquierda. Blunt disecar el tejido subcutáneo hacia la axila. Identifique el borde del músculo pectoral mayor y mitigar diseccionar desde el p menorectoralis debajo del músculo. Tire del músculo pectoral menor a la derecha. Va a tener una visión directa de la caja torácica. </li><li> Identificar y sin rodeos pentetrate el cuarto espacio intercostal con unas pinzas. Que las puntas de las pinzas para cubrir el espacio intercostal, que te permita insertar los separadores que se ajustan con bandas de goma en la mesa de operaciones. Usted debe tener una visión clara del corazón incluyendo la aurícula izquierda. Este acceso se consigue normalmente sin ninguna pérdida de sangre y por lo tanto sin la necesidad de coagulación eléctrica. </li></ol> 3. Preparación del Corazón <ol><li> Tire suavemente del pericardio sin lesionar el corazón. </li><li> Identifique la arteria descendente anterior izquierda (LAD) levantando el apéndice auricular izquierdo de la pared anterior del ventrículo izquierdo. LAD se verá solamente durante un corto curso recto con bordes borrosos y de color rojo brillante, en comparación con las venas. </li></ol> 4. Arterias CoronariasInstrumentación <ol><li> Preparar una sutura de prolene 8-0 con una punta de la aguja cónica formando en una forma de U. Se pasa la aguja a través de la profundidad suficiente debajo de la DA miocardio. </li><li> Cortar el extremo de la aguja de la sutura a tener de 1 cm de sutura a cada lado. </li><li> Corte una sección de 1 mm de tubería de PE-10 como un oclusor la prevención de los ángulos agudos. Deje que el oclusor en remojo en alcohol y desinfección tocar a cabo antes de su uso. Nota: El tubo debe sumergirse en etanol al 100% durante 24 horas para esterilizar adecuadamente 4. </li><li> Hilo de sutura tanto termina a través del oclusor. </li><li> Utilice un tamaño de 3 agujas de sutura Kalt para guiar tanto la sutura termina fuera del espacio intercostal superior. </li></ol> 5. El cierre en el pecho <ol><li> Ate la costilla superior e inferior del espacio intercostal, abrió junto con una sutura de prolene 6-0. Antes de cerrar el pecho se debe proceder a 5,2. </li><li> Hyperinflate los pulmones durante unos cuantos ciclos para abrir las vías respiratoriasa atelectasia por la unión de la vía espiratoria. Esta maniobra también puede depender del tipo de ventilador que utiliza. Ajuste el volumen corriente de 300 l hasta que el pecho se cierra. </li><li> Ajuste la parte posterior del ventilador del volumen corriente de 200 l. </li><li> Ate ambos extremos de la sutura LAD 8-0 ligadura tenerlos formar un bucle. </li><li> Adjuntar un ECG. </li><li> Conecte los pesos al bucle 8-0 y dejar los pesos Cuelgue con cuidado. Usted debe ver una significativa elevación del segmento ST dentro de unos pocos latidos del corazón. Suelte el peso. Nota: Estos experimentos utilizar un total de 5,5 g de peso, pero el peso puede variar en función de la tensión y el peso corporal de los ratones. </li><li> Coloque el bucle en un bolsillo subcutáneo y cerrar la piel con 6-0 suturas solo nudo. </li><li> Que el ratón recuperarse después de la extubación por debajo de una lámpara de calentamiento. </li></ol> 6. Isquemia y reperfusión miocárdica <ol><li> Después de un período de recuperación de al menos 5 días inducir la anestesia con una mezcla de ketamina, xilazinay atropina (4 ml / kg de peso corporal, la ketamina 10 mg / ml, xilazina 2 mg / ml, atropina 0,06 mg / ml, 1. </li><li> Intubar y ventilar con aire de la habitación para los experimentos de isquemia y reperfusión. </li><li> Abrir la piel suturada del pecho. Preparar el lazo de sutura 8-0. Adjuntar un ECG. </li><li> Conecte los pesos y los dejó pasar. Siga el protocolo de isquemia. Ver ECG para la disolución potencial de elevación del ST 2. </li><li> Soltar los pesos en el extremo de la isquemia. Cerca de la piel, retirar la intubación el ratón y dejar que se recuperen. </li></ol> 7. Evaluación del tamaño del infarto con el tiempo de reperfusión hasta 3 días <ol><li> Se anestesia y la intubación con el ratón al final del tiempo de reperfusión deseado. </li><li> Cortar la piel del pecho en la línea media a la xifoides. Abra el abdomen y el diafragma de corte por debajo de la caja torácica. Cortar el pecho abierto en ambos lados de la línea media clavicular. </li><li> Fijar la pared anterior del tórax se agitaban con una sutura para obtener acceso sin obstáculos al corazón. </li><li> Prepare cuidadosamente el lazo de sutura 8-0. Cortar el circuito y haga un nudo para ocluir la DA. </li><li> Inyectar 10% ftalo azul en la aurícula izquierda. Para evitar la sobrecarga de volumen cardíaco, inyectar un tinte poco a poco y aspirar de vez en cuando. </li><li> Inyectar el cloruro de potasio en la aurícula izquierda. Esto detendrá el corazón en la diástole para la evaluación del mismo tamaño del infarto. </li><li> Cortar el corazón, dejando la mayor cantidad de tejido extracardíaca como sea posible para facilitar el corte del corazón. </li><li> Lavar el corazón en solución tampón de fosfato. </li><li> Congelar el corazón en nitrógeno líquido y isopentano. Alternativamente, los corazones se puede colocar en un congelador hasta que esté ligeramente congelado. </li><li> Cortar el corazón en rodajas de 1 mm. Tenemos un dispositivo rebanar hecha de hojas de afeitar para cortar el corazón en rebanadas iguales (Figura 4). Hacer que el corazón está alineado correctamente para cortar perpendicular al eje longitudinal del corazón. </li><li> Se incuban las rodajas de 1,5% TTC a 37 ° C durante 20 min. Utilizamos una placa de 96 pocillos, dondecada rodaja se pone en un bien. Esto ahorra TTC y de sobra que el uso de un filtro Whatman para evitar artefactos. </li><li> Fijar las rodajas con 4% de formaldehído durante la noche. Esto disminuirá los cortes, pero mejora el contraste de la tinta. </li><li> Ponga la rebanada en un portaobjetos de microscopio. Cubrir con otra diapositiva. Use espaciadores de 1 mm de metal en cada extremo de la corredera y mantener las diapositivas con clips. </li><li> Toma una imagen digital de ambos lados de cada rebanada. Siempre use la misma configuración y no acercarse a los segmentos más pequeños. </li><li> Utilice un software para la planimetría. Usamos ImageJ por el NIH. Utilice siempre los mismos criterios para las áreas infartadas, por ejemplo, sólo las áreas blancas son infartado. White zonas rosadas no infartado. Nos han cegado los investigadores para las intervenciones y planimetría así. </li></ol> 8. Preparación del Corazón alternativa para Histología <ol><li> Siga los pasos 7.1 a 7.2. y proceder a 8,2. Evaluación fiable del infarto con la tinción de TTC se puede hacer dentro de los 72 horas de reperfusión debido a la contracción cicatriz. </li><li> Preparar fuera de cualquier tejido extracardíaca y mitigar diseccionar el timo que cubren la raíz aórtica. </li><li> Coge la aorta ascendente con las pinzas y cortar el corazón con el tejido como menos extracardíaco como sea posible. </li><li> Lave y escurra el corazón con cuidado en la solución de cardioplejía. </li><li> Ponga el corazón en un plato lleno de p35 cardioplejía. </li><li> Preparar la aorta ascendente. </li><li> Canular de la aorta ascendente con una cánula que se llena previamente con formaldehído. Nuestro método de zinc y un fijador de formol 24 G de la línea IV 3. </li><li> Corte un agujero entre la aurícula izquierda y la aurícula izquierda. </li><li> Insertar un catéter 26 G en la aurícula izquierda con una tubería de 16 cm de largo unido a él. También puede utilizar un tubo de PE50. </li><li> La perfusión del corazón durante diez minutos con el fijador de formol. </li><li> Coloque el corazón en un tubo lleno con un fijador para un máximo de 24 horas a 7 ° C. </li><li> Continuar con la preparaciónparación para la histología / inmunohistoquímica. </li></ol> 9. Los resultados representativos La ligadura de la arteria coronaria crónica es una técnica compleja, con múltiples dificultades. Sin embargo, una vez que se domina se puede realizar con las tasas de mortalidad muy bajos y los resultados altamente fiables. El posicionamiento óptimo de los ratones y el acceso al corazón son cruciales para la identificación e instrumentación exitosa de la DA. La posición de la ligadura, obviamente, influirá en el tamaño del infarto, lo que requiere tener un sitio de ligación estándar. Además, si se ven afectados ramas septales que esto podría conducir a un bloqueo de rama en lugar de elevación del segmento ST. Sangrado de las venas o epimyocardial del ventrículo, si la ligadura es demasiado profundo, puede ocurrir y los ratones deben ser excluidos si el sangrado es excesivo. Pericard debe ser removido tan completamente como sea posible. Saliendo de la Pericard agravará empujar la aguja en el myocard para la ligadura. Además, hará que la pericarditis, eventualmenteinducir adherencias y hará un examen histológico difícil. El PE-oclusor debe ser tan corto como sea posible sin esquinas afiladas para minimizar el trauma myocard. La hiperinflación de los pulmones es absolutamente crucial para prevenir el neumotórax a tensión tras el cierre en el pecho. No hay necesidad de un drenaje torácico. Pruebas de una posición correcta de la ligadura en el pecho abierto tirando de los extremos de la sutura debe ser omitido porque la tensión de extracción es difícil de controlar. Si la instrumentación de la DA no, nuevos intentos se debe evitar, ya que esto agrega un traumatismo y edema en el miocardio. Con el fin de obtener resultados confiables, los parámetros del protocolo debe ser estandarizado. Por lo tanto, los ratones se intubó y se ventilan con aire ambiente y la temperatura del cuerpo está estrechamente controlada con un sistema de retroalimentación. El uso de pesas que cuelgan ya se ha subrayado. Otros dispositivos de tracción tienen la desventaja de la pérdida de tensión y no normalizada la tensión de tracción. Isquémicaprotocolos pre y poscondicionamiento con múltiples ciclos de reperfusión y la oclusión son más fáciles de realizar con colgar pesos, ya que sólo tiene que ser levantado y dejar colgado (Figura 1). Áreas de infarto (blanco) debe ser distinguible de las zonas de riesgo (rojo) y el área no expuesta a riesgos (azul) (Figura 2A-B). Infarto tamaños dependen de la duración de la isquemia. Tiempo de reperfusión debe ser por lo menos 2 horas para permitir que el éxito tinción TTC (Figura 1 y 2). Lo más importante, la expresión del ARN de citoquinas es baja en animales operación simulada que tenían todos los procedimientos quirúrgicos, excepto la isquemia y reperfusión en comparación con los animales que se sometieron a un infarto de miocardio (Figura 3A-C). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig1.jpg" /> Figura 1. El tamaño del infarto en el porcentaje de área de riesgo (ES /% AAR). Los ratones fueron sometidos 30 minutos de isquemia seguido de un20 minutos de reperfusión (I / R, n = 10). IPC: poscondicionamiento isquémico, los ratones fueron sometidos a 30 minutos de isquemia seguidos de 3 ciclos de reperfusión / oclusión de 20 segundos cada uno (n = 6, * indica p &lt;0,05). <img alt="Figura 2A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2A.jpg" /> Figura 2A. Representante TTC manchado de corte corazón. Blanco: área de infarto, Rojo: zona de riesgo, Azul: no ocluido área. <img alt="Figura 2B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2B.jpg" /> Figura 2B. Rebanada de Representante de un infarto (blanca). Nótese que, debido a la forma cónica de la estrecha ventrículo izquierdo hasta el vértice, la epimyocard aparecerá como área plana y no deben ser considerados para la medición planimétrica (rosa / azul zona exterior). Rojo = TTC manchado myocard viable. <img alt="Figura 3A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3A.jpg" /> La figura 3A. Ninguna diferencia significativa en miTNF-α ocardial la expresión de mRNA después de 30 minutos de isquemia reperfusión y 120 minutos. n = 4-6 por grupo. <img alt="Figura 3B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3B.jpg" /> Figura 3B. IL-1β miocardio expresión de mRNA después de 30 minutos de isquemia reperfusión y 120 minutos (I / R). No hay diferencias significativas entre el control (sin cirugía) y el simulacro de accionamiento (sin isquemia / reperfusión) del grupo. n = 4-6 por grupo, * indica p &lt;0,05. <img alt="Figura 3C" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3C.jpg" /> Figura 3C. Miocardio IL-6, la expresión de mRNA después de 30 minutos de isquemia reperfusión y 120 minutos (I / R). No hay diferencias significativas entre el control (sin cirugía) y el simulacro de accionamiento (sin isquemia / reperfusión) del grupo. n = 4-6 por grupo, * indica p &lt;0,05. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig4.jpg" /> Figura 4A-C. Escuchat dispositivo de corte. R: cerrado con hojas de afeitar en posición de corte. B: vista abierta, lado. C: vista abierta, frontal. Corazón se alinean en la ranura de la cama de plástico blanco con su eje longitudinal perpendicular a las hojas de afeitar (flecha).

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No hay conflictos de interés declarado.

Hemos modificado un ratón modelo de tórax cerrado, mediante el acceso al corazón a través de una toracotomía intercostal izquierda lateral y que lleva a cabo las suturas LAD en el pecho en la línea media clavicular izquierda. Saliendo de la caja torácica ósea intacta a minimizar el trauma, la necesidad de medicamentos para el dolor, infección del sitio quirúrgico y, por tanto, facilitar la recuperación. Al preservar la arteria izquierda mamífero interno no hay necesidad de electrocauterio. Salimos del bucle ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Vapor </td><td> Drägerwerk AG </td><td> Isoflo </td></tr><tr><td> Microscopio </td><td> Leica </td><td> M80 </td></tr><tr><td> Fuente de luz </td><td> Schott </td><td> KL 1500 LCD </td></tr><tr><td> Manta homeotérmicos Unidad de Control </td><td> Aparato de Harvard </td><td></td></tr><tr><td> MiniVent Tipo 845 </td><td> Hugo Sachs Elektronik </td><td></td></tr><tr><td> 8-0 Prolene </td><td> Ethicon </td><td> BV130-5 6,5 3/8c </td></tr><tr><td> 6-0 Prolene </td><td> Ethicon </td><td> BV-1 9,3 mm 3/8c </td></tr><tr><td> Sutura Kalt ag tamaño 3 </td><td> FST </td><td> 12050-03 </td></tr><tr><td> Trifeniltetrazolio </td><td> Sigma Aldrich </td><td> 93145 </td&gt; </tr><tr><td> Phthalo azul </td><td> Heucotech LTD </td><td></td></tr><tr><td> PowerLab </td><td> ADInstruments </td><td></td></tr></tbody></table>

a murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion

El trauma quirúrgico mediante toracotomía abierta en el pecho de los modelos de la ligadura coronaria induce una respuesta inmune que modifica diversos mecanismos implicados en la isquemia y la reperfusión. La respuesta inmune incluye la expresión de citoquinas y la liberación o la secreción de ligandos endógenos de los receptores inmunes innatas. La activación de la inmunidad innata potencialmente puede modular el tamaño del infarto. Hemos modificado una existente murino tórax cerrado, modelo de uso de pesas colgantes que pueden ser útiles para el estudio de miocardio previo y poscondicionamiento y el papel de la inmunidad innata en la isquemia y reperfusión miocárdica. Este modelo permite a los animales a recuperarse del trauma quirúrgico antes de la aparición de la isquemia miocárdica. Los anestésicos volátiles han sido intensamente estudiados y su efecto de preacondicionamiento para la cardiopatía isquémica es bien conocida. Sin embargo, este efecto protector se opone a su uso en los modelos de tórax abierto de la ligadura de la arteria coronaria. Por lo tanto, otra ventaja podría ser el uso de THe anestésicos volátiles y controlables para la instrumentación de una enfermedad crónica a tórax cerrado el modelo, ya que su efecto de preacondicionamiento dura hasta 72 horas. Las enfermedades crónicas del corazón con isquemia intermitente y varios modelos afectados son otras posibles aplicaciones de este modelo. Para la crónica a tórax cerrado el modelo, los ratones intubados y ventilados sometidos a una toracotomía lateral romo a través del cuarto espacio intercostal. Tras la identificación de la descendente anterior izquierda una ligadura se pasa por debajo de la embarcación y los dos extremos de la sutura se pasa a través de un dispositivo de oclusión. Entonces, ambos extremos de la sutura se pasa a través de la pared del pecho, anudado para formar un bucle y se deja en el tejido subcutáneo. Tras el cierre en el pecho y la recuperación por 5 días, los ratones se anestesiaron de nuevo, la piel del pecho se vuelve a abrir y los pesos que cuelgan están conectados al circuito bajo control ECG. Al final del protocolo de isquemia / reperfusión, corazones pueden ser teñidas con TTC para infartotamaño de la evaluación o someterse a la fijación de la perfusión para permitir estudios morfométricos, además de la histología y la inmunohistoquímica.

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A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

El trauma quirúrgico induce una respuesta inflamatoria. Las citocinas y los ligandos endógenos se sabe que modulan el tamaño del infarto de miocardio después de la isquemia y la reperfusión. Se presenta una versión modificada de tórax cerrado, el modelo murino de isquemia y reperfusión con pesas colgantes para minimizar los efectos de la toracotomía.

Un murino tórax cerrado modelo de isquemia y reperfusión miocárdica

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

a-murine-closed-chest-model-of-myocardial-ischemia-and-reperfusion

Research

JoVE Journal

Medicine

28.6K vistas.  University of Bonn, Germany. El trauma quirúrgico induce una respuesta inflamatoria. Las citocinas y los ligandos endógenos se sabe que modulan el tamaño del infarto de miocardio después de la isquemia y la reperfusión. Se presenta una versión modificada de tórax cerrado, el modelo murino de isquemia y reperfusión con pesas colgantes para minimizar los efectos de la toracotomía.

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Arresto normotérmica cardiaca y reanimación cardiopulmonar: un modelo de ratón de la lesión por isquemia-reperfusión

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Investigación

Medicina

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Paraplejia reproducible por la oclusión de la aorta torácica en un modelo murino de la médula espinal por isquemia-reperfusión

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Un modelo murino de isquemia-reperfusión miocárdica lesión a través de la ligadura de la arteria descendente anterior

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Un modelo de rata de la fibrilación ventricular y Reanimación por Convencional cerrado pecho Técnica

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modelo murino de isquemia-reperfusión intestinal Lesiones

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

La confirmación de la isquemia miocárdica y reperfusión en ratones utilizando electrocardiografía de superficie del cojín

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

Mejora de un modelo de infarto de miocardio porcino pecho cerrado por normalización del tejido y procedimientos de muestreo de sangre

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Un modelo del cerrado-pecho para inducir constricción aórtica transversal en ratones

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Evaluación de la Reserva de Flujo Coronario Después de la Reperfusión de Isquemia Miocárdica en Ratas

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Retraso en la administración intramiocardio de células madre después de la lesión por reperfusión de isquemia en un modelo murino

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...