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Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

This protocol provides a detailed description of the echocardiographic approach for comprehensive phenotyping of heart and heart valve function in mice.

Résumé

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in rodents, with detailed descriptions of the appropriate methods for anesthesia, the echocardiographic windows used, the imaging planes and probe orientations for image acquisition, the methods for data analysis, and the limitations of emerging technologies for the evaluation of cardiac and valvular function. Importantly, we also highlight several future areas of research in cardiac and heart valve imaging that may be leveraged to gain insights into the pathogenesis of valve disease in preclinical animal models. We propose that using a systematic approach to evaluating cardiac and heart valve function in mice can result in more robust and reproducible data, as well as facilitate the discovery of previously underappreciated phenotypes in genetically-altered and/or physiologically-stressed mice.

Introduction

Le vieillissement est associé à des augmentations progressives de calcification cardiovasculaire 1. Hémodynamiquement significative sténose de la valve aortique affecte 3% de la population âgée de plus de 65 2, et les patients avec même modérée sténose de la valve aortique (vitesse maximale de 3-4 m / s) ont une survie sans événement-5 ans de moins de 40% 3. À l' heure actuelle, il n'y a pas de traitements efficaces pour ralentir la progression de l' aorte calcification de la valve, et chirurgicale de remplacement de la valve aortique est le seul traitement disponible pour la sténose valvulaire aortique avancée 4.

Les études visant à acquérir une meilleure compréhension des mécanismes qui contribuent à l'initiation et la progression de l' aorte calcification de la valve sont une première étape clé dans le déplacement vers des méthodes pharmacologiques et non-chirurgicales pour gérer la sténose aortique 5, 6. Génétiquesouris ly-modifiées ont joué un rôle majeur dans le développement de notre compréhension des mécanismes qui contribuent à une variété de maladies et sont maintenant à l'avant - garde des études mécanistiques visant à comprendre la biologie de la valve aortique Sténose 6, 7, 8. Contrairement à d' autres maladies cardio - vasculaires telles que l' athérosclérose et l' insuffisance cardiaque, où des protocoles standard pour l' évaluation de la fonction vasculaire et ventriculaires sont pour la plupart bien établis, il y a des défis uniques associés à phénotypage in vivo de la fonction de valve cardiaque chez la souris. Bien que les commentaires récents ont fourni des discussions approfondies sur les avantages et les inconvénients de nombreuses imagerie et les modalités invasives utilisées pour évaluer la fonction de la valve chez les rongeurs 9, 10, 11, à ce jour, nous ne sommes pas au courant d'une publication qui fournit un comprehensive, étape par étape, le protocole pour la fonction de valve cardiaque phénotypage chez la souris.

Le but de ce manuscrit est de décrire les méthodes et les protocoles de phénotype fonction de valve cardiaque chez la souris. Toutes les méthodes et les procédures ont été approuvées par le Comité institutionnel de protection et d'utilisation des animaux Mayo Clinic. Les éléments clés de ce protocole comprennent la profondeur de l'anesthésie, l'évaluation de la fonction cardiaque, et l'évaluation de la fonction de valve cardiaque. Nous espérons que ce rapport servira non seulement pour guider les enquêteurs intéressés à poursuivre la recherche dans le domaine des maladies des valves cardiaques, mais aussi entamer un dialogue national et international concernant le protocole de normalisation pour assurer la reproductibilité des données et la validité dans ce domaine en pleine expansion. Surtout, l'imagerie réussie en utilisant des systèmes à ultrasons à haute résolution nécessite une connaissance pratique des principes de l'échographie (et la terminologie couramment utilisés en échographie), une compréhension de la princip fondamentaleles de la physiologie cardiaque, et une expérience significative avec l'échographie pour permettre une évaluation précise et temps efficace de la fonction cardiaque chez les rongeurs.

Protocole

1. Préparer les matériaux et équipements (Tableau 1 et Figure 1)

  1. Mettez la machine à ultrasons. Entrez l'identification des animaux, la date et l'heure (pour des expériences d'imagerie en série) et d'autres informations pertinentes.
  2. Utiliser un transducteur à ultrasons à haute fréquence à 40 MHz pour les souris inférieures à ~ 20 g ou 30 MHz pour les souris supérieures à ~ 20 g d'imagerie.
  3. Branchez la plate-forme à l'électrocardiogramme (ECG) pour surveiller l'ECG déclenchement de l'imagerie pour certaines modalités.
    REMARQUE: critique, ce qui permet également le calcul instantané de la fréquence cardiaque (HR), qui peut être utilisé comme l'un de plusieurs indices d'une profondeur appropriée de l'anesthésie.
  4. Préchauffer la plate-forme à 37 ° C.
    NOTE: Toutes les machines à ultrasons disponibles dans le commerce ont un panneau de contrôle qui fournit des contrôles d'acquisition d'images et contrôles de gestion d'étude B-mode, en mode M et Doppler échocardiographie. Un outil de mesure cardiaque est intégré dans la machine pour la mesure automatiqueet le calcul des paramètres échocardiographiques communs des fonctions cardiaques et valvulaires.

2. Préparer la souris pour l'imagerie et l'induction de l'anesthésie

  1. ramasser délicatement la souris par la queue et maintenir fermement l'animal à la nuque de son cou.
  2. Guide du nez de l'animal dans le cône de nez. Commencez flux d'anesthésie à 1% isoflurane. Assurez-vous que l'animal est sous sédation dans les 3-5 s de l'exposition au gaz.
  3. Rapidement et avec précision laïcs l'animal sur la plate-forme en position couchée, faire en sorte que les pattes antérieures et postérieures pieds se trouvent sur les capteurs ECG de la plate-forme.
  4. sécuriser doucement l'animal avec du ruban adhésif sur les quatre membres, légèrement appliquer du ruban adhésif pour stabiliser la tête dans l'appareil de cône de nez, et appliquer du ruban adhésif pour stabiliser la queue. Les deux pattes arrière et pattes antérieures devraient être à plat pour assurer l'acquisition du signal ECG stable et clair par le système d'imagerie physiologique.
  5. Vérifiez la HR. Faites ceci en utilisant un imaplate-forme de ging avec des capacités de l'ECG ou avec des appareils ECG externes. Assurez-vous que la ligne de base HR est comprise entre 600 à 700 bpm. Assurez-vous que le HR ne tombe pas en dessous de 450 bpm en toutes circonstances.
    REMARQUE: Au cours de la procédure, le HR peut diminuer légèrement en raison de l'anesthésie, mais il doit être au-dessus de 500 bpm dans la plupart des cas.
  6. Régler le débit d'anesthésie par petits incréments en conséquence (~ 0,1% par incréments toutes les 15 s jusqu'à un état stable de l'anesthésie est atteinte).
    NOTE: Un état stable de l'anesthésie est une condition dans laquelle les paramètres cardiaques mentionnés ci-dessus sont maintenus (voir étape 2.5) et l'animal ne répond pas ouvertement à des stimuli de la mise en place de la sonde sur les différentes fenêtres d'imagerie. Surtout, ce ne sont pas un plan de l'anesthésie chirurgicale, ce qui se traduit par cardiodepression marquée chez les souris. Pour les séances d'imagerie prolongées, l'application de la pommade vétérinaire aux yeux pour prévenir la sécheresse est recommandé.
  7. Vérifiez la température du corps en utilisant un thermomètre rectal. Maintenir la température entre 36,5 ° C et 38 ° C.
    REMARQUE: Dans une chambre appropriée pour l'environnement contrôlé, et sur une plate-forme chauffée, la température du corps (mesurée par voie rectale) reste constant pendant toute la procédure et, par conséquent, ne sont pas un facteur influençant les paramètres hémodynamiques cardio-vasculaires confondant avec le temps.
  8. Raser les cheveux de la poitrine à l'aide d'une tondeuse électrique conçu pour être utilisé avec les cheveux fins. Essuyer la poitrine avec une serviette en papier humide. L'animal est prêt pour l'imagerie.
    NOTE: Si l'élimination chimique des cheveux peut également être effectuée, éviter l'utilisation de ces composés, car ils peuvent causer une irritation importante de la peau au fil du temps dans des expériences à long terme. En outre, l'application et le retrait de ces produits d'épilation à base chimique approprié peuvent prolonger la durée de l'exposition de l'anesthésie par 2-3 min (~ 10-20%). La durée totale de l'induction de l'anesthésie à l'achèvement de la préparation de la peau devrait prendre moins de 3 min.
_title "> 3. Suivez Principes fondamentaux et directives dans l'acquisition cardiaque Ultrasound Images

NOTE: Il existe trois modalités d'ultrasons utilisés dans l'acquisition des images: en mode B / 2-D, M-mode, et Doppler (spectral Doppler pulsé-ondes et imagerie Doppler couleur). Il existe deux positions de transducteurs élémentaires utilisées pour acquérir des images des valves cardiaques et cardiaques: les fenêtres et parasternale apical (figure 2).

  1. A partir de chaque position du transducteur, obtenir plusieurs images tomographiques du cœur par rapport à ses axes longs et courts en tournant et en angulation le transducteur manuellement.
    REMARQUE: La rotation se réfère à un pivotement ou torsion du transducteur à partir d'une position fixe sur la paroi thoracique, tandis que l'angulation fait référence au mouvement du transducteur côté à côté d'un point fixe sur la paroi thoracique. Tous les transducteurs à ultrasons ont un marqueur d'index d'image sous la forme d'une rainure (encoche), nervure externe, ou le bouton.
  2. Assurez-vous que le sig ultrasonorenale est perpendiculaire à la structure cible en ajustant la position de transducteur en conséquence.
  3. Optimiser le flux des couleurs et des signaux de vitesse de pointe en alignant le faisceau d'ultrasons émis parallèlement à l'écoulement. L'angle entre le faisceau d'ultrasons et le débit doit être inférieur à 60 °.
  4. Optimiser la qualité d'image en utilisant les commandes du panneau de commande. Seule la zone d'interrogation doit remplir l'affichage de l'image.
    NOTE: Les réglages fins dans des positions de transducteurs et de la plate-forme sont presque toujours nécessaire d'obtenir des images claires. Même dans des conditions optimales, les mouvements respiratoires, la paroi thoracique anatomie (par exemple, un petit espacement des côtes), et les variations de l' anatomie interne ( à la fois intrinsèque et la maladie induite) peut limiter la fenêtre acoustique et de faire l' acquisition d'images très difficile.
  5. Lors de la mesure des dimensions du ventricule gauche en mode M et 2-D / B-mode, placer l'étrier de mesure en ligne l'écho le plus continu.
  6. Régler la couleur d'un secteur Dopplerd volume d'échantillon à la zone d'interrogation en ajustant le contrôle du secteur, qui se trouve sur le panneau.
    REMARQUE: Le schéma de codage couleur dans les études Doppler indique la vitesse et la directionnalité du flux sanguin. signaux Doppler qui sont rouges indiquent laminaire le flux sanguin vers le transducteur. signaux Doppler qui sont bleues indiquent un écoulement laminaire loin du transducteur. Un modèle de couleur «mosaïque» indique les régions du flux sanguin turbulent ou non laminaire (qui se produit généralement dans la sténose valvulaire ou régurgitation valvulaire).
  7. Enregistrer un minimum de deux 5 s bandes (ou 100 images) de temps réel en mode B / 2D écho de chaque fenêtre d'imagerie pour l'analyse hors ligne.
    NOTE: Les machines d'écho disponibles dans le commerce ont l'image des paramètres d'acquisition qui capturent un nombre prédéfini d'images ou de tailles cine-loop. Les paramètres d'acquisition d'image peuvent être modifiés de telle sorte que des boucles plus longues cine peuvent être acquises. Acquisition d'images de haute qualité nécessite une vaste expérience et d'expérimentation. Investigateurs doivent trouver la bonne combinaison de placement du transducteur et de l'angle de la plate-forme pour obtenir des images à partir de nombreux points de vue et les fenêtres acoustiques.

4. Évaluation de la valve aortique (AV) Fonction

NOTE: Les évaluations de la fonction de la valve aortique comprennent des évaluations qualitatives de la vanne (par exemple, l' épaisseur de rebroussement perçue, l' augmentation de l' échogénicité due à valvulaire calcification, et la présence ou l' absence de jets régurgitation utilisant Doppler couleur) et des mesures quantitatives de la fonction de la vanne (par exemple, transvalvulaire pic la vitesse et la distance de séparation rebroussement).

  1. Commencer à l'image de la valve aortique en sélectionnant l'acquisition d'images en mode B.
  2. Avec l'animal solidement fixé sur la plate-forme et la tête tournée à l'opposé de l'enquêteur, incliner la table 15-20 ° vers la gauche. Cela portera le cœur vers l'avant et vers la gauche, plus près de la paroi thoracique. Appliquer une quantité généreuse de gel à ultrasons sur le transducteur ou directement sur la unela poitrine de nimal.
  3. Positionner le transducteur parasternale, d' environ 90 ° perpendiculairement à l'axe longitudinal du coeur, avec le marqueur d'index d'image du capteur pointant en arrière (figure 2). Alors en 2D / B-mode, faites glisser le céphalique du transducteur jusqu'à ce que l'AV est en vue. Ceci est le "petit axe" vue de la valve aortique.
    REMARQUE: une valve aortique normal a trois lobes minces qui ouvrent largement pendant la systole et la diastole se ferment de manière adéquate lors de sorte qu'il n'y a pas régurgitation de sang dans le ventricule gauche. Les cuspides sont très minces, se déplacer très rapidement, et peuvent souvent être difficiles à visualiser.
  4. Tourner le transducteur dans le sens horaire jusqu'à ce que les points de repère d'index d'image caudale. Observer la racine aortique, la valve aortique, ventricule gauche, la valve mitrale, oreillette gauche, et une partie du droit d'éjection du ventricule sur l'affichage de l'image.
    NOTE: Ceci est le "grand axe parasternale" vue de l'AV. L'échographiste devraitconstatent qu'il ya deux valvules aortiques visibles tout au long du cycle cardiaque dans les images en mode B, ce qui permettra ultérieurement l'imagerie et l'analyse (voir ci-dessous) M-Mode.
  5. Évaluer la racine aortique dans cette vue. balayer soigneusement avant et en arrière de sorte que les images de la racine aortique contiennent les plus grandes dimensions de la racine aortique. Mesurer la plus grande dimension antéro-postérieure de l'aorte à l'aide de l'étrier électronique associé à l'outil de mesure intégré dans la machine.
  6. Repérez la valve aortique dans l'axe. Réduire la largeur de l'image de sorte que seule la valve aortique est sur l'affichage de l'image en ajustant l'image bouton largeur dans le panneau de commande. Placez la ligne M-mode d'interrogation où il croise le bout de la valve aortique pour évaluer avec précision la séparation aortique valve de rebroussement.
  7. Dans l'affichage en mode M de la valve aortique, mesurer la distance de séparation de rebroussement (aspect de boîte comme dans la systole) en utilisant l'étrier électronique associé au mesuroutil intégré dans ement la machine.
    NOTE: Le plus grand avantage de l'imagerie en mode M est la résolution temporelle très élevée, ce qui est essentiel pour l'évaluation de la fonction de la valve aortique. Alors que les images en mode M de l'AV peuvent être acquises dans les deux vues à court et long-axes, la vue parasternale long axe est généralement préférée parce que le plan d'imagerie permet à l'échographiste d'identifier facilement l'orientation et l'emplacement des conseils de la rebroussement pendant la systole.
  8. Alors qu'il était encore dans la vision à long axe parasternale de la valve aortique, appuyez sur la touche de commande Doppler couleur dans le panneau de commande. Appliquer Doppler couleur à la région de la valve aortique.
    NOTE: Le flux normal du ventricule gauche à travers la valve aortique pendant la systole est vers le transducteur et donc est codé rouge.
  9. Documenter la présence ou l'absence de régurgitation valvulaire aortique.
    NOTE: régurgitation valvulaire aortique est un écoulement anormal qui se produit pendant la diastole et est éloignée de l'TRANSDUCer; ainsi, il est codé en bleu.
  10. Appuyez sur la touche de commande Doppler pulsé onde. Utilisation de la boule de commande située dans le panneau de commande, placez le volume d'échantillon pulsée-onde dans la aorte ascendante proximale, juste au-dessus de la valve aortique, en veillant à ce que l'angle entre le faisceau d'ultrasons et le flux sanguin est inférieur à 60 ° en inclinant la la plate-forme et / ou du transducteur. Si possible, obtenir la vitesse de pointe à travers la valve aortique depuis la fenêtre de fourchette sternale.
  11. Mesurer la vitesse maximale de l'affichage spectral à l' aide des étriers électroniques associés à l'outil de mesure intégré dans la machine (figure 3C et 3F).
    NOTE: Une mosaïque de couleurs indique la vitesse d'écoulement élevée qui est susceptible de contenir des motifs d'écoulement non laminaires.

5. Évaluation de la valve mitrale (MV) Fonction

NOTE: L' évaluation de la fonction de la valve mitrale comprend des évaluations qualitatives de la vanne (par exemple, parépaisseur de rebroussement reçues, hyperéchogénicité en raison de calcifications valvulaires, la présence ou l'absence de jets régurgitation utilisant Doppler couleur) et des mesures quantitatives de la fonction de la vanne.

  1. Placez le transducteur en position apicale en mode B. Positionner le transducteur de sorte qu'il est orienté vers la tête de la souris (figure 2C). Observer le ventricule droit (RV), le ventricule gauche (LV), l'oreillette droite (RA), et l'oreillette gauche (LA) sur l'affichage de l'image. Manuellement incliner la plate-forme légèrement de sorte que l'animal se trouve dans une position «tête en bas» pour visualiser la valve mitrale, car elle ouvre dans le LV.
    NOTE: Le apicale 4 cavités est une vue optimale pour examiner la vitesse du sang à travers le valvules mitrale et tricuspide, ainsi que la vitesse de tissu de l'anneau mitral. Ceci est également une bonne vue d'évaluer le mouvement et la taille de la RV et septum interventriculaire.
  2. De l'apicale 4 cavités, amener la valve mitrale mise au point en réduisant la largeur de l'image.Observer que les valves mitrales apparaissent sous la forme de deux minces filaments mobiles ouverture et de fermeture pendant chaque cycle cardiaque.
    NOTE: tracts mitrale d'une souris "normale" peut être difficile de visualiser si l' imagerie est effectuée à HR physiologique (ie,> 450 bpm).
  3. Placer le curseur en mode M à travers la valve mitrale pour évaluer l'épaisseur des feuillets.
    NOTE: Le feuillet antérieur est le mieux visualisé en systole quand il est perpendiculaire au faisceau d'ultrasons (Figure 4).
  4. Utilisation de la apicale 4 cavités, appliquer Doppler couleur à l'image du flux de l'oreillette gauche à travers la valve mitrale pendant la diastole. Observer la régurgitation mitrale.
    REMARQUE: L'écoulement est dirigé vers le transducteur et est donc codée rouge. Flux de régurgitation sera encodé bleu et se produit pendant la systole (Figure 5).
  5. Utilisation de la vue apicale long axe, passer en mode pulsé onde. Déplacer le volume d'échantillonnage Doppler à l'extrémité desfeuillet de valvule mitrale. Notez les deux sommets de l'affichage entrée spectrale mitrale. Si les tracts ne sont pas bien visualisées, utiliser Doppler couleur pour identifier les régions avec des motifs de couleur rouge ou mosaïque lumineux et placer le volume de l'échantillon à ce point.
    NOTE: L'affichage spectral du flux mitrale a deux pics dans lente HRs (<450 bpm). Hrs normale (> 450 bpm), le début et (E) et en fin de remplissage (A) Les flux sont fusionnés. L'affichage Doppler spectral de l'écoulement à travers la valve mitrale est utilisée dans l'évaluation de la fonction ventriculaire gauche diastolique (voir étape 7.5).

6. Évaluation du côté droit Fonction Heart Valve

NOTE: Le tricuspide et valvules pulmonaires comprennent les valves cardiaques côtés de droite. La valve tricuspide peut être facilement visualisées dans la vue apicale long axe, tandis que la valve pulmonaire peut être visualisé dans les deux à long et à court parasternale axes vues.

  1. Du point de vue apicale long axe, incliner ou pointer u la pointe du transducteurchanter un mouvement de bascule de sorte que le ventricule droit est au centre de l'écran d'image. Réduire la largeur de l'image de sorte que seul le ventricule droit est visible dans l'affichage de l'image.
  2. Dans le même plan d'image, de visualiser les feuillets de la valve tricuspide, qui apparaissent comme minces filaments mobiles entre l'oreillette droite et le ventricule droit et qui ouvrent et ferment au cours de chaque cycle cardiaque.
  3. Appliquer Doppler couleur dans la zone de la valve tricuspide. Note pour tricuspide régurgitation valvulaire.
    REMARQUE: Le flux normal se produit pendant la diastole, est dirigé vers le transducteur, et par conséquent est codé rouge. flux de régurgitation anormal se produit pendant la systole, est éloignée de la sonde, et donc est codé bleu. La vitesse maximale du jet de régurgitation est utilisé pour estimer la bonne pression systolique ventriculaire.
  4. Déplacer le transducteur à la position parasternale petit axe au niveau de la valvule aortique. Au-dessus de la valve aortique sont les Outf ventriculaire droitebas appareil, la valve pulmonaire, l'artère pulmonaire principale proximale, et le droit et les artères pulmonaires gauche (figure 6).
  5. Tourner le transducteur dans le sens horaire à une position à long de l'axe parasternale modifié. Ensuite, inclinez le transducteur légèrement vers le haut pour obtenir une vue à court axe de la valve pulmonaire.
  6. Dans ce point de vue, appliquer l' imagerie en mode M pour évaluer la distance de séparation des valvules pulmonic (figure 7).
  7. Appliquer Doppler couleur dans la région de la valve pulmonaire à évaluer pour régurgitation valvulaire (un jet à grande vitesse sous forme de mosaïque pendant la diastole) et de sténose (un jet à grande vitesse sous forme de mosaïque pendant la systole).
  8. Appuyez sur la touche de commande à impulsion d'onde et placer le volume d'échantillon juste après la valve pulmonaire.
    REMARQUE: L' analyse de l'affichage Doppler spectral de flux est utilisée pour estimer la pression artérielle pulmonaire (figure 8).

7. Evaluation de la fonction cardiaque

NOTE: L'évaluation de la fonction cardiaque comprend des évaluations qualitatives de la contractilité ventriculaire gauche (par exemple, l' estimation visuelle de la fraction d'éjection, l'anomalie du mouvement de la paroi régionale, et l'épaisseur perçue des murs) et des mesures quantitatives de ventriculaire gauche fonction (par exemple, la fraction d'éjection, la masse ventriculaire gauche, la fonction ventriculaire gauche diastolique, et les indices de performance myocardique).

  1. Obtenir une vue à court axe de la LV en 2D / B-mode, avec le transducteur en position de court-axe parasternale au niveau des muscles papillaires. Déplacer le transducteur vers le haut et vers le bas pour balayer le LV depuis la base jusqu'au sommet. Observer les anomalies de mouvement de la paroi.
  2. Du point de vue petit axe parasternale du ventricule gauche, appuyez sur le bouton M-mode, situé dans le panneau de commande. En utilisant la boule de commande, placer le curseur en mode M au centre de la cavité ventriculaire gauche au niveau des muscles papillaires et obten images en mode M.
  3. Mesurer la dimension de la cavité du ventricule gauche en fin de diastole, où la distance entre la paroi de paroi et antéro - postérieur est la plus grande, et en fin de systole, où le mouvement vers l' intérieur des deux parois antérieure et postérieure est maximale (figure 9).
  4. Mesurer l'épaisseur de paroi antérieure et postérieure à la fin de diastole et de fin de systole.
    REMARQUE: Alors que les muscles papillaires sont un point de repère essentiel pour assurer le plan d'imagerie correcte, veillez à ne pas les inclure dans des mesures.
  5. Déplacez le transducteur à la fenêtre apicale. Voir l'étape 5.1. Évaluer la fonction diastolique du ventricule gauche en utilisant le Doppler pulsé onde du flux sanguin à travers la valve mitrale dans la vue apicale long axe.
  6. Placez le volume de l'échantillon à l'extrémité des feuillets de la valve mitrale. Mesurer la vitesse d'entrée mitrale pic de l'affichage spectral d'impulsions d'ondes vitesses Doppler à travers la valvule mitrale.
  7. Positionner le volume d'échantillon entre LV inflow et de sortie. Notez la mitrale et des signaux de fermeture de la vanne et l'ouverture de l'aorte. Mesurer le temps isovolumique de relaxation, temps de contraction isovolumique et du ventricule gauche du temps d'éjection (figure 10).
  8. Effectuer l'imagerie Doppler tissulaire (TDI) de l'anneau mitral dans la vue apicale long axe. Appuyez sur la touche de contrôle de TDI et placer le volume de l'échantillon à la face interne de l'anneau mitral. Assurez-vous que le volume d'échantillon n'empiète pas sur les tracts mitrales. Gardez la taille du volume de l'échantillon Doppler entre 0,21 mm et 0,27 mm. Mesurer la vitesse protodiastolique (e ') de l'anneau mitral (figure 11).

8. Étapes finales

  1. Revoir les images acquises. Vérifier que toutes les images nécessaires ont été obtenues.
  2. Retirez tout gel échographique excès de la poitrine de la souris et retirez délicatement la bande de fixation de l'animal en place. Éteignez l'anesthésie.
  3. Placez l'animal sur une serviette en papier absorbant(Pas de literie, qui peut être aspiré ou peut bloquer les voies respiratoires lors de la récupération). Observer l'animal jusqu'à décubitus sternale est atteint. Si l'anesthésie est administrée de manière appropriée, la récupération doit avoir lieu dans les 30 à 60 s.

Résultats

Des exemples d'images qui sont habituellement obtenus à partir de l'imagerie par échographie cardiaque animale sont inclus dans ce manuscrit. Une illustration de placement du transducteur sur la poitrine de l'animal est prévu pour donner au lecteur une compréhension claire de l'endroit où le transducteur est positionné pour obtenir les images comme décrit. Une photographie du laboratoire d'échographie set-up est également inclus pour souligner l'importanc...

Discussion

Induction de l' anesthésie

induction et l'entretien de l'anesthésie est critique pour l'évaluation précise des changements dans la valve cardiaque et la fonction cardiaque chez la souris. Compte tenu de l'induction rapide de l'anesthésie provoquée par l'isoflurane et le temps de lavage-out relativement longue de cet anesthésique après une anesthésie profonde, nous n'utilisons pas une chambre d'anesthésie autonome po...

Déclarations de divulgation

The authors have nothing to disclose.

Remerciements

This work was supported by NIH grants HL111121 (JDM) and TR000954 (JDM).

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
High resolution ultrasound machineVisualSonics, FujifilmVevo 2100 
Isoflurane diffuser (capable of delivering 1 % to 1.5 % isoflurane mixed with 1 L/min 100% O2VisualSonics, FujifilmN/A
Transducers for small mice (550D) or larger mice (400)MicroScan, VisualSonics, FujifilmMS 550D, MS 400
Animal platformVisualSonics, Fujifilm11503
Advanced physiological monitoring unitVisualSonics, FujifilmN/A
IsofluraneTerrellNDC 66794-019-10
Nose cone and tubing connected to isoflurane diffuser and 100% O2Custom Engineered in-house--
Hair razorAndis Super AGR+ vet pack clipperAD65340
Ultrasound gelParker LaboratoriesREF 01-08
Electrode gel Parker LaboratoriesREF 15-25
Adhesive tapesFisher Laboratories1590120B
Paper towels

Références

  1. Ngo, D. T., et al. Determinants of occurrence of aortic sclerosis in an aging population. JACC Cardiovasc Imaging. 2, 919-927 (2009).
  2. Nkomo, V. T. Epidemiology and prevention of valvular heart diseases and infective endocarditis in Africa. Heart. 93, 1510-1519 (2007).
  3. Amato, M. C., Moffa, P. J., Werner, K. E., Ramires, J. A. Treatment decision in asymptomatic aortic valve stenosis: role of exercise testing. Heart. 86, 381-386 (2001).
  4. Bonow, R. O., et al. Focused update incorporated into the ACC/AHA 2006 guidelines for the management of patients with valvular heart disease: a report of the American College of Cardiology/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines (Writing Committee to Revise the 1998 Guidelines for the Management of Patients With Valvular Heart Disease): endorsed by the Society of Cardiovascular Anesthesiologists, Society for Cardiovascular Angiography and Interventions, and Society of Thoracic Surgeons. Circulation. 118, e523-e661 (2008).
  5. Yutzey, K. E., et al. Calcific aortic valve disease: a consensus summary from the Alliance of Investigators on Calcific Aortic Valve Disease. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34, 2387-2393 (2014).
  6. Rajamannan, N. M. Calcific aortic valve disease: cellular origins of valve calcification. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 2777-2778 (2011).
  7. Weiss, R. M., Miller, J. D., Heistad, D. D. Fibrocalcific aortic valve disease: opportunity to understand disease mechanisms using mouse models. Circ Res. 113, 209-222 (2013).
  8. Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. Int J Inflam. 2011, 364310 (2011).
  9. Miller, J. D., Weiss, R. M., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis: methods, models, and mechanisms. Circ Res. 108, 1392-1412 (2011).
  10. Ram, R., Mickelsen, D. M., Theodoropoulos, C., Blaxall, B. C. New approaches in small animal echocardiography: imaging the sounds of silence. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301, H1765-H1780 (2011).
  11. Moran, A. M., Keane, J. F., Colan, S. D. Influence of pressure and volume load on growth of aortic annulus and left ventricle in patients with critical aortic stenosis. J Am Coll Cardiol. 37, 471a (2001).
  12. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).
  13. Baumgartner, H., et al. Echocardiographic assessment of valve stenosis: EAE/ASE recommendations for clinical practice. J Am Soc Echocardiogr. 22, 1-23 (2009).
  14. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16, 233-270 (2015).
  15. Devereux, R. B., Reichek, N. Echocardiographic determination of left ventricular mass in man. Anatomic validation of the method. Circulation. 55, 613-618 (1977).
  16. Ommen, S. R., et al. Clinical utility of Doppler echocardiography and tissue Doppler imaging in the estimation of left ventricular filling pressures: A comparative simultaneous Doppler-catheterization study. Circulation. 102, 1788-1794 (2000).
  17. Tei, C., et al. New index of combined systolic and diastolic myocardial performance: a simple and reproducible measure of cardiac function--a study in normals and dilated cardiomyopathy. J Cardiol. 26, 357-366 (1995).
  18. Koshizuka, R., et al. Longitudinal strain impairment as a marker of the progression of heart failure with preserved ejection fraction in a rat model. J Am Soc Echocardiogr. 26, 316-323 (2013).
  19. Ishizu, T., et al. Left ventricular strain and transmural distribution of structural remodeling in hypertensive heart disease. Hypertension. 63, 500-506 (2014).
  20. Yamada, S., et al. Induced pluripotent stem cell intervention rescues ventricular wall motion disparity, achieving biological cardiac resynchronization post-infarction. J Physiol. 591, 4335-4349 (2013).
  21. Andrews, T. G., Lindsey, M. L., Lange, R. A., Aune, G. J. Cardiac Assessment in Pediatric Mice: Strain Analysis as a Diagnostic Measurement. Echocardiography. 31, 375-384 (2014).
  22. Ferferieva, V., et al. Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 14, 765-773 (2013).
  23. Fine, N. M., et al. Left and right ventricular strain and strain rate measurement in normal adults using velocity vector imaging: an assessment of reference values and intersystem agreement. Int J Cardiovasc Imaging. 29, 571-580 (2013).
  24. Pernot, M., Fujikura, K., Fung-Kee-Fung, S. D., Konofagou, E. E. ECG-gated, mechanical and electromechanical wave imaging of cardiovascular tissues in vivo. Ultrasound Med Biol. 33, 1075-1085 (2007).
  25. Liu, J. H., Jeng, G. S., Wu, T. K., Li, P. C. ECG triggering and gating for ultrasonic small animal imaging. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 53, 1590-1596 (2006).
  26. Monin, J. L., et al. Low-gradient aortic stenosis: operative risk stratification and predictors for long-term outcome: a multicenter study using dobutamine stress hemodynamics. Circulation. , 319-324 (2003).

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