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Résumé

Ici, on démontre un système de résolution acoustique (AR) et un système de microscopie photoacoustique à résolution optique (OR) (AR-OR-PAM) capable à la fois d'imagerie haute résolution à faible profondeur et d'imagerie tissulaire profonde à faible résolution sur le même échantillon in vivo .

Résumé

La microscopie photoacoustique (PAM) est une modalité d'imagerie invivo à croissance rapide qui combine à la fois l'optique et l'échographie, offrant une pénétration au-delà du chemin libre moyen optique (~ 1 mm de peau) à haute résolution. En combinant le contraste d'absorption optique avec la résolution spatiale élevée de l'échographie en une seule modalité, cette technique peut pénétrer les tissus profonds. Les systèmes de microscopie photoacoustique peuvent avoir une faible résolution acoustique et une sonde profonde ou une résolution optique élevée et une sonde peu profonde. Il est difficile de réaliser une résolution spatiale élevée et une pénétration de grande profondeur avec un système unique. Ce travail présente un système AR-OR-PAM capable à la fois d'imagerie à haute résolution à des profondeurs peu profondes et l'imagerie en tissu profond à faible résolution du même échantillon in vivo . Une résolution latérale de 4 μm avec une profondeur d'image de 1,4 mm utilisant une focalisation optique et une résolution latérale de 45 μm avec une profondeur d'image de 7,8 mm en utilisant la focalisation acoustique ont été couronnées de succèsA démontré l'utilisation du système combiné. Ici, l'imagerie vasculaire de sang de petit animal in vivo est réalisée pour démontrer sa capacité d'imagerie biologique.

Introduction

Les modalités d'imagerie optique haute résolution, telles que la tomographie par cohérence optique, la microscopie confocale et la microscopie multiphotonique, présentent de nombreux avantages. Cependant, la résolution spatiale diminue de manière significative à mesure que la profondeur d'imagerie augmente. Ceci est dû à la nature diffuse du transport de lumière dans les tissus mous 1 , 2 . L'intégration de l'excitation optique et de la détection par ultrasons fournit une solution pour surmonter le défi de l'imagerie optique haute résolution dans les tissus profonds. La microscopie photoacoustique (PAM) est une telle modalité qui peut fournir une image plus profonde que d'autres modalités d'imagerie optique. Il a été appliqué avec succès à des images structurales, fonctionnelles, moléculaires et cellulaires in vivo 3 , 4 , 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13 en combinant le contraste d'absorption optique fort avec la résolution spatiale élevée des ultrasons.

Dans PAM, une impulsion laser courte irradie le tissu / échantillon. L'absorption de la lumière par les chromophores ( par exemple, la mélanine, l'hémoglobine, l'eau, etc. ) entraîne une augmentation de la température, ce qui entraîne la production d'ondes de pression sous forme d'ondes acoustiques (ondes photoacoustiques). Les ondes photoacoustiques générées peuvent être détectées par un transducteur à ultrasons large bande à l'extérieur de la limite tissulaire. En utilisant une faible focalisation acoustique optique et étanche, l'imagerie des tissus profonds peut être obtenue dans la microscopie photoacoustique à résolution acoustique (AR-PAM) 14 , 15 , 16 . En AR-PAM, une résolution latérale de 45 μm et une profondeur d'imagerie jusqu'à 3 mm ont été démontrées 15 . Afin de résoudre des capillaires individuels (~ 5 μm) acoustiquement, des transducteurs à ultrasons fonctionnant à des fréquences centrales de 400 MHz sont requis. À de telles fréquences élevées, la profondeur de pénétration est inférieure à 100 μm. Le problème causé par la mise au point acoustique étroite peut être résolu en utilisant une focalisation optique étanche. La microscopie photoacoustique à résolution optique (OR-PAM) est capable de résoudre des capillaires simples, ou même une seule cellule 17 , et une résolution latérale de 0,5 μm a été réalisée 18 , 19 , 20 , 21 , 22 , 23 , 24 . L'utilisation d'un nanojet photonique peut aider à obtenir une résolution au-delà de la résolution limitée par diffractionN 25 , 26 . Dans OR-PAM, la profondeur de pénétration est limitée en raison de la focalisation de la lumière, et elle peut image jusqu'à ~ 1,2 mm à l'intérieur du tissu biologique 23 . Par conséquent, AR-PAM peut l'image plus profonde, mais avec une résolution plus basse, et OR-PAM peut image avec une très haute résolution, mais avec une profondeur d'imagerie limitée. La vitesse d'imagerie du système AR et OR-PAM dépend principalement du taux de répétition des impulsions de la source laser 27 .

La combinaison de AR-PAM et de OR-PAM sera d'un grand bénéfice pour les applications nécessitant à la fois une image haute résolution et une image plus profonde. De petits efforts ont été faits pour combiner ces systèmes ensemble. Habituellement, deux scanners d'imagerie différents sont utilisés pour l'imagerie, ce qui nécessite que l'échantillon soit déplacé entre les deux systèmes, ce qui rend difficile l'exécution de l' imagerie in vivo . Cependant, l'imagerie hybride avec AR et OR PAM permet l'imagerie avec des résolutions évolutives aNd profondeur. Dans une approche, un faisceau de fibres optiques est utilisé pour délivrer de la lumière pour les AR et OR PAM. Dans cette approche, deux lasers séparés (un laser à haute énergie à 570 nm pour l'AR et un laser à faible intensité et à répétition élevée à 532 nm pour l'OR) sont utilisés, rendant le système incommode et coûteux 28 . La longueur d'onde laser OR-PAM est fixe, et de nombreuses études, par exemple sur la saturation en oxygène, ne sont pas possibles en utilisant ce système combiné. Des études comparatives entre AR et OR PAM ne sont également pas possibles en raison de la différence de longueur d'onde laser entre l'AR et l'OR. En outre, AR-PAM utilise l'éclairage de champ lumineux; Par conséquent, les signaux photoacoustiques forts de la surface de la peau limitent la qualité de l'image. Pour cette raison, le système ne peut pas être utilisé pour de nombreuses applications de bioimagerie. Dans une autre approche pour exécuter AR et OR PAM, la mise au point optique et ultrason est décalée, ce qui rend la mise au point de la lumière et la focalisation ultrasonore non alignées. Ainsi, la qualité de l'image n'est pas optimale 29. À l'aide de cette technique, AR-PAM et OR-PAM ne peuvent atteindre que des résolutions de 139 μm et 21 μm, ce qui en fait un système à faible résolution. Une autre approche, qui comprend la modification de la fibre optique et de l'optique collimatante, a été signalée pour basculer entre AR et OR PAM, ce qui rend le processus d'alignement difficile 30 . Dans tous ces cas, AR-PAM n'a pas utilisé d'éclairage de champ sombre. L'utilisation de l'illumination en champ sombre peut réduire la génération de signaux photoacoustiques forts de la surface de la peau. Par conséquent, l'imagerie des tissus profonds peut être réalisée à l'aide d'un éclairage en forme d'anneau, car la sensibilité de détection des signaux photoacoustiques profonds sera plus élevée que celle de l'éclairage de champ lumineux.

Ce travail rapporte un système d'imagerie AR et OR PAM (AR-OR-PAM) commutable capable à la fois d'imagerie haute résolution et d'imagerie en profondeur de faible résolution du même échantillon, en utilisant le même laser et scanner pour les deux systèmesEms. La performance du système AR-OR-PAM a été caractérisée par la détermination de la résolution spatiale et de la profondeur d'imagerie en utilisant des expériences fantômes. L' imagerie vasculaire sanguine in vivo a été effectuée sur une oreille de souris pour démontrer sa capacité d'imagerie biologique.

Protocole

Toutes les expériences sur les animaux ont été effectuées conformément aux règlements et aux lignes directrices approuvés par le Comité institutionnel pour les soins et l'utilisation des animaux de l'Université technologique de Nanyang, Singapour (Numéro de protocole animal ARF-SBS / NIE-A0263).

1. Système AR-OR-PAM ( Figure 1 )

  1. Configuration du système: AR-PAM
    1. Utilisez un système laser accordable à la nanoseconde composé d'un laser Nd-YAG à l'état solide pompé à diodes (532 nm) et d'un laser à colorant avec une plage d'accessibilité de 559-576 nm en tant que source d'irradiation optique. Réglez la longueur d'onde du laser à 570 nm en utilisant un contrôleur externe et le taux de répétition du laser à 1 kHz en utilisant le logiciel laser.
    2. Placez un échantillonneur de faisceau à un angle de 45 ° devant le laser pour dévier 5% de la puissance du laser vers une photodiode à travers un filtre de densité neutre variable (NDF1; OD = 0-4.0).
    3. Retirer le faisceau laser après l'échantillonneur du faisceau à 90 ° en utilisantUn prisme à angle droit (RAP1).
    4. Utilisez un autre prisme à angle droit (RAP2) pour permettre au faisceau de passer à travers un filtre de densité neutre variable (NDF2; OD = 0-4.0) et sur une fibre multimode (MMF), en le dirigeant à travers un coupleur de fibre (FC) -a Combinaison d'objectifs (ouverture numérique (NA): 0,25) et un traducteur XY.
    5. Fixez la fibre au stade de la numérisation à l'aide d'un traducteur XY. Placez une lentille plan-convexe (L1) à 25 mm de l'extrémité de sortie de la fibre pour colimater le faisceau hors de la fibre.
    6. Passer le faisceau collimaté à travers une lentille conique avec un angle de sommet de 130 ° pour générer un faisceau en forme d'anneau. Concentrez-vous faiblement le faisceau en forme d'anneau sur le sujet en utilisant un condenseur optique fait maison (OC) avec des angles de cône de 70 ° et 110 ° et avec un trou au centre.
    7. Placez un transducteur ultrasonique de 50 MHz (UST) avec une lentille acoustique (AL) au centre du condenseur fait maison.
  2. Configuration du système: OR-PAM
    1. Utiliser unSystème laser accordable à la nanoseconde composé d'un laser Nd-YAG à l'état solide pompé à diodes (532 nm) et d'un laser colorant avec une plage d'accessibilité de 559 à 576 nm en tant que source d'irradiation optique. Réglez la longueur d'onde laser à 570 nm à l'aide d'un contrôleur externe et du taux de répétition du laser à 5 kHz à l'aide du logiciel laser.
    2. Faites pivoter le niveau de rotation contrôlé par ordinateur (en tenant le RAP1) de 90 ° pour dévier le faisceau laser sur un iris pour le remodeler.
    3. Atténuez le faisceau laser en plaçant un filtre de densité neutre variable (OD: 0-4.0) le long du faisceau, puis concentrez le faisceau avec une lentille de condensateur (CL). Passer à travers un sténopé (PH) à 75 mm du CL pour le filtrage spatial.
    4. Lancez le faisceau filtré spatialement sur une fibre mono-mode (SMF) à l'aide d'un coupleur fibre optique (FC) constitué d'un objectif de 0,1 NA pour focaliser le faisceau lumineux sur le SMF.
    5. Ajustez le coupleur de fibres pour obtenir une efficacité maximale de couplage.
    6. Fixez la fibre sur tIl a balayé l'étape en utilisant une plaque de glissement (SP). Placez une lentille achromatique (L2) à 50 mm de la fibre SM pour colimater le faisceau laser.
    7. Dévier le faisceau collimaté de 90 ° en utilisant un miroir elliptique contrôlable cinématique (M) pour remplir l'ouverture arrière d'une autre lentille achromatique identique (L3). Placez la lentille achromatique utilisée pour la mise au point sur un support de traduction (TM2) à l'aide d'un tube à lentille (LT).
    8. Passez le faisceau de focalisation à travers un combineur de faisceau opto-acoustique fait maison comprenant un prisme à angle droit (RA) et un prisme rhomboïdal (RP), avec une couche d'huile de silicium (SO) entre les deux.
      REMARQUE: La couche d'huile de silicium agira comme un film optiquement transparent et acoustiquement réfléchissant.
    9. Fixez une lentille acoustique (AL) pour fournir une focalisation acoustique (diamètre focal: ~ 46 μm) au bas du prisme rhomboïde.
    10. Placez le transducteur à ultrasons avec une fréquence centrale de 50 MHz sur le prisme rhomboïdal; Utiliser une couche époxy pour un couplage efficace.

2. Commutation et alignement du système

  1. Fixer (en vissant fermement) la plaque commutable maison à un étage motorisé à 3 axes contrôlé par un contrôleur 3 axes connecté à l'ordinateur.
  2. Fixez le système de cage AR et OR à la plaque maison en utilisant des supports de fixation en cage pour faciliter la commutation entre les têtes de balayage AR et OR. Faites glisser la tête de balayage en haut de la zone d'imagerie.
  3. Utilisez le stade Z pour immerger la partie inférieure de la tête de scanner AR-OR-PAM dans un réservoir acrylique rempli d'eau (13 cm x 30 cm x 3 cm) pour un couplage acoustique.
  4. Ouvrez une fenêtre d'imagerie avec un diamètre de 7 cm sur la plaque inférieure du réservoir et scellez-la avec une membrane en polyéthylène pour la transmission optique et acoustique.
  5. Utilisez un amplificateur impulsionnel et un oscilloscope pour aligner le transducteur ultrason.
    1. Réglez le gain dans l'amplificateur d'écho de impulsions à 24 db en mode transmission / réception.
    2. Utilisez le signal de synchronisation frOm l'amplificateur impulsionnel comme déclencheur et détecter le signal rétrodiffusé d'une glissière en verre (inséré dans le fond du réservoir d'eau) à l'aide d'un oscilloscope.
      REMARQUE: la diapositive devrait avoir une bande noire collée à elle.
    3. Déplacez l'axe Z pour maximiser l'amplitude du signal impulsionnel (vu sur l'oscilloscope).
      REMARQUE: Lorsque la plaque de verre est en mise au point, l'écho aura son amplitude maximale.
  6. Allumez le laser et connectez l'UST à deux amplificateurs, chacun avec un gain fixe de 24 dB, en utilisant des câbles BNC.
    REMARQUE: les sorties des amplificateurs sont connectées à la carte d'acquisition de données (DAQ).
  7. Utilisez le signal de la photodiode (PD) placé devant le laser comme un déclencheur pour le système d'acquisition de données.
  8. Dans AR-PAM, modifiez la distance entre la lentille conique (con.L) et le condensateur optique (OC) pour maximiser l'amplitude du signal photoacoustique généré à partir de l'objet de test (bande noire collée sur une glissière en verre).Assurez-vous que les foces optiques et acoustiques sont confocales en déterminant l'amplitude maximale du signal photoacoustique (PA).
    1. Notez le délai des signaux PA maximum; Utilisez-le plus tard pour vérifier l'accent sur le logiciel d'acquisition de données.
  9. Desserrez la vis de la tête de balayage et basculez manuellement la tête de balayage depuis AR-PAM vers OR-PAM. Ensuite, serrez les vis.
  10. Dans OR-PAM, modifiez la distance entre le doublet achromatique de focalisation (à l'intérieur du tube d'objectif (LT)) et le combineur opto-acoustique pour maximiser l'amplitude du signal PA indiquée sur l'oscilloscope.
    1. Notez le délai des signaux PA maximum.
      REMARQUE: le Finetuning est nécessaire pour déterminer l'arrangement confocal.

3. Étapes expérimentales

  1. Résolution latérale et quantification de profondeur d'imagerie
    1. Utilisez des nanoparticules d'or de 100 nm de diamètre pour déterminer la résolution latérale de l'AR etD OU système.
    2. Diluer 0,1 ml de solution de nanoparticules avec une quantité égale d'eau. Distribuer 0,1 ml de solution diluée sur un patin de recouvrement et le mettre en contact avec la membrane en polyéthylène sous le réservoir.
    3. Assurez-vous que l'AR-PAM et le OR-PAM sont mis au point dans le logiciel d'acquisition de données (voir la Table des matériaux) avant la numérisation (étapes 2.8 et 2.10).
      REMARQUE: en connaissant le délai de microseconde des signaux PA maximum des étapes 2.9 et 2.10, multiplié par le taux d'échantillonnage (250 MS / s), l'image sera mise au point dans le logiciel d'acquisition de données. Le délai qui doit être omis pendant l'acquisition de données peut être déterminé dans le logiciel afin d'enregistrer uniquement les points de données nécessaires pour le post-traitement.
    4. Réglez les paramètres de balayage pour l'AR-PAM et appuyez sur le bouton "balayage" pour lancer la numérisation raster.
      1. Définissez les paramètres d'analyse pour l'AR-PAM dans le logiciel d'acquisition de données à une vitesse de balayage de "4" mm / s dans la "vitesse"; Onglet "1" kHz dans l'onglet "taux de répétition d'impulsion", "0,5" mm dans l'onglet "Balayage Y" et "0,5" mm dans l'onglet "plage de balayage X". Réglez la taille des étapes dans la direction x à "4" μm dans l'onglet "dx".
        REMARQUE: la taille de l'étape dans la direction y est déterminée automatiquement à partir de la vitesse de la vitesse de balayage de l'étage et du taux de répétition des impulsions (dans ce cas, 4,000 μm / 1000 Hz = 4 μm)
    5. Réglez les paramètres de balayage pour le OR-PAM et appuyez sur le bouton "scan" pour lancer la numérisation raster.
      1. Définissez les paramètres de balayage dans le logiciel d'acquisition de données à une vitesse de balayage de "2,5" mm / s dans l'onglet "vitesse", "5" kHz dans l'onglet "taux de répétition d'impulsion", "0,5" mm dans la "plage de balayage Y" Onglet et "0,5" mm dans l'onglet "plage de balayage X". Réglez la taille de l'étape dans la direction x en "0,5" μm dans l'onglet "dx".
        NOTE: le sLa taille de la taille dans la direction y est automatiquement déterminée à partir de la vitesse de la vitesse de balayage de l'étage et du taux de répétition des impulsions (dans ce cas, 2,500 μm / 5 000 Hz = 0,5 μm).
    6. Assurez-vous que pendant la procédure de numérisation, les données sont continuellement capturées et stockées sur l'ordinateur
      REMARQUE: Les données ne seront capturées que dans une direction de mouvement du stade Y.
    7. Utilisez les multiples données de B-scan stockées dans l'ordinateur pour récupérer les images de projection d'amplitude maximale (MAP) à l'aide d'un logiciel de traitement d'image (voir la Table des matériaux ).
    8. Utilisez une seule image de nanoparticules (hors images multiples) à partir de la numérisation pour déterminer la résolution latérale en traçant manuellement une ligne dans la région centrale de l'image de nanoparticule pour obtenir une fonction à répartition ponctuelle qui ressemble à une courbe gaussienne. Voir la figure 2 .
    9. Ajuster la fonction de propagation de points obtenue à partir d'une seule image de nanoparticules à l'aide d'un GauSsian et mesurer la largeur totale à moitié maximum (FWHM) à l'aide du logiciel de traitement d'image (voir la table des matières ). Utilisez ceci comme la résolution latérale. Voir la figure 2 .
    10. Insérez un morceau de ruban noir obliquement sur un morceau de papier de poulet en tranches comme objet cible pour l'imagerie en profondeur. Placez le tissu avec le ruban dans le réservoir d'eau.
      REMARQUE: Le ruban noir est collé sur une plaque métallique avec une extrémité pointue, ce qui aide à attacher le ruban sur le tissu.
    11. Réglez les paramètres de balayage de l'AR-PAM dans le logiciel d'acquisition de données, puis appuyez sur le bouton "balayage" pour capturer une seule image B-scan pour déterminer la profondeur d'imagerie maximale.
      1. Réglez les paramètres de balayage à une vitesse de balayage de "15" mm / s dans l'onglet "vitesse", "1" kHz dans l'onglet "taux de répétition d'impulsion", "5" cm dans l'onglet "Balayage Y" et "0.1 "Mm dans l'onglet" plage de balayage X ". Set tIl mesure la taille dans la direction x à "0,1" mm dans l'onglet "dx".
    12. Réglez les paramètres de numérisation pour le OR-PAM et appuyez sur le bouton "balayage" pour capturer une seule image B-scan pour déterminer le département d'imagerie maximum.
      1. Définissez les paramètres de balayage dans le logiciel d'acquisition de données sous la forme de "15" mm / s de vitesse de balayage dans l'onglet "vitesse", "5" kHz dans l'onglet "taux de répétition d'impulsion", "2" cm dans la "plage de balayage Y" Onglet et "0,1" mm dans l'onglet "plage de balayage X". Réglez la taille des pas dans la direction x à "0,1" mm dans l'onglet "dx".
        NOTE: Étant donné que la gamme X-scan et dx sont identiques, un seul balayage B sera capturé. Les signaux PA résolus dans le temps multipliés par la vitesse du son dans les tissus mous (1,540 m / s) donneront une image en ligne. Les lignes A multiples sont capturées pendant le mouvement continu de l'étage Y pour produire un B-scan.
  2. In vivo </ Em> image de la vasculature du sang de l'oreille de la souris
    1. Utilisez une souris femelle avec un poids corporel de 25 g et un âge de 4 semaines.
    2. Anesthésier l'animal en utilisant un cocktail de kétamine (120 mg / kg) et de xylazine (16 mg / kg) injecté par voie intrapéritonéale (dosage de 0,1 mL / 10 g).
    3. Retirer les cheveux de l'oreille de l'animal en utilisant une crème anti-épilation. Essuyez la zone propre. Couvrir l'œil de l'animal avec une pommade oculaire stérile pour éviter tout rayon laser dispersé tombant sur les yeux.
    4. Placez l'animal sur une scène qui a également une plaque miniature pour positionner l'oreille.
    5. Maintenir l'anesthésie avec de l'isoflurane inhalé (0,75% dans 1 L / min d'oxygène) pendant la période d'imagerie.
    6. Fixez un oxymètre de pouls à la jambe ou à la queue de la souris et surveillez le statut physiologique. Permettre à la région d'imagerie d'être en contact avec la membrane de polyéthylène à l'aide d'un gel à ultrasons.
    7. Définissez les paramètres d'analyse pour l'AR-PAM et appuyez sur le bouton "balayage" pour lancer le scannage rasterIng.
      1. Définissez les paramètres de balayage de l'AR-PAM dans le logiciel d'acquisition de données à une vitesse de balayage de "15" mm / s dans l'onglet "vitesse", "1" kHz dans l'onglet "taux de répétition d'impulsion", "10 mm" dans le " Onglet de la gamme Y-scan "et" 6 "mm dans l'onglet" plage de balayage X ". Réglez la taille des étapes dans la direction x comme "30" μm dans l'onglet "dx".
        REMARQUE: la taille de l'étape dans la direction y est déterminée automatiquement à partir de la vitesse de la vitesse de balayage de l'étage et du taux de répétition des impulsions (15 000 μm / 1 000 Hz = 15 μm).
    8. Après avoir terminé le balayage AR-PAM, passez la position de la tête d'imagerie de AR-PAM à OR-PAM (comme décrit dans la section 2).
    9. Réglez les paramètres de balayage pour le OR-PAM et appuyez sur le bouton "scan" pour lancer la numérisation raster.
      1. Définissez les paramètres d'analyse pour le OR-PAM dans le logiciel d'acquisition de données à une vitesse de balayage de "15" mm / s dans le "velocit"Y "," 5 "kHz dans l'onglet" taux de répétition d'impulsion "," 10 "mm dans l'onglet" Balayage Y "et" 6 "mm dans l'onglet" Plage de balayage X ". Définissez la taille de l'étape Dans la direction x en tant que "6" μm dans l'onglet "dx".
        REMARQUE: La taille de l'étape dans la direction y est déterminée automatiquement à partir de la vitesse de la vitesse de balayage de l'étage et du taux de répétition des impulsions (dans ce cas, 15 000 μm / 5 000 Hz = 2 μm).
    10. Utilisez les multiples données B-scan stockées dans l'ordinateur pour récupérer les images MAP en utilisant un logiciel de traitement d'image.
    11. Observez l'animal pendant toute la durée de l'imagerie.

Résultats

Le schéma du système AR-OR-PAM est illustré à la figure 1 . Dans cette configuration, tous les composants ont été intégrés et assemblés dans une configuration de cage optique. L'utilisation d'un système de cage rend la tête de balayage AR-OR-PAM compacte et facilement assemblée, alignée et intégrée sur une seule étape de balayage.

Le balayage en trame continu bidimensionnel...

Discussion

En conclusion, un système commutable AR et OR PAM qui permet d'obtenir à la fois une image haute résolution à des profondeurs d'imagerie inférieures et une imagerie basse résolution à des profondeurs d'imagerie plus élevées a été développé. La résolution latérale et la profondeur d'imagerie du système commutable ont été déterminées. Les avantages de ce système PAM commutable comprennent: (1) l'imagerie haute résolution à l'aide d'une focalisation optique étanche; (2) l...

Déclarations de divulgation

Toutes les expériences sur les animaux ont été effectuées conformément aux directives et aux règlements approuvés du Comité institutionnel pour les soins et l'utilisation des animaux de l'Université technologique de Nanyang, Singapour (Numéro de protocole animal ARF-SBS / NIE-A0263). Les auteurs n'ont pas d'intérêt financier pertinent dans le manuscrit et aucun autre conflit d'intérêt potentiel à divulguer.

Remerciements

Les auteurs souhaitent reconnaître le soutien financier d'une subvention de niveau 2 financée par le ministère de l'Éducation à Singapour (ARC2 / 15: M4020238). Les auteurs souhaiteraient également remercier M. Chow Wai Hoong Bobby pour l'aide de l'atelier de mécanique.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Q-switched Nd:YAG laserEdgewaveBX80-2-LPump laser 
Credo-High Repetition Rate Dye LaserSpectra physicsCREDO-DYE-NDye laser
Precision Linear StagePhysik InstrumentePLS 85 XY raster scanning stage
Translation stagePhysik InstrumenteVT 80 Confocal determine
Mounted Silicon photodiodeThorlabsSM05PD1ATriggering/Pulse variation
Motorized continuous Rotational stage ThorlabsCR1/M-Z7Diverting laser beam
Mounted Continuously Variable ND FilterThorlabsNDC-50C-4MIntensity variable
Fiber Patch CableThorlabsM29L01Multimode fiber
Microscope objectiveNewportM-10XObjective 
XY translating mountThorlabsCXY1Translating mount
Plano convex lensThorlabsLA1951Collimating lens
Conical lens AltechnaAPX-2-B254Ring shape beam
Translation stageThorlabsCT1Translating stage
Optical condenserHome made
Ultrasonic transducerOlympus-NDTV214-BB-RM50MHz transducer
Plano concave lensThorlabsLC4573Acoustic lens
Pulser/ReceiverOlympus-NDT5073PRPulse echo amplifier 
Mounted standard irisThorlabsID12/MBeam shaping
Plano convex lensThorlabsLA4327Condenser lens
Mounted precision pinholeThorlabsP50SSpatial filtering
Single mode fiber patch cableThorlabsP1-460B-FC-1Single mode fiber
Fiber couplerNewportF-91-C1Single mode coupling
Achromatic doublet lensEdmund Optics32-317Achromatic doublet
Protected silver elliptical mirrorThorlabsPFE10-P01Mirror
Right angle kinematic mirror mountThorlabsKCB1Mirror mount
Z-Axis Translation MountThorlabsSM1Zz translator
Lens tubeThorlabsSM05L10
UV Fused Silica Right-Angle PrismThorlabsPS615Right angle prism
Rhomboid prismEdmund Optics47-214Shear wave
DimethylpolysiloxaneSigma AldrichDMPS1MSilicon oil
AmplifierMini CircuitsZFL-500LNAmplifier
16 bit high speed digitizerSpectrumM4i.4420Data acquisition card
OscilloscopeAgilent TechnologiesDS06014A
Mice InVivos Pte.LtdICRAnimal model
Ultrasound gel Progress/parker acquasonic gelPA-GEL-CLEA-5000Acoustic coupling
Water tankHome made
Translation stageHomemadeSwitching AR-OR
Gold nanoparticlesSigma Aldrich742031Lateral resolution
Sterile ocular ointmentAlconDuratearsAnimal imaging
1951 USAF resolution test targetEdmund Optics38257Confocal alignment
Data acquisition softwareNational InstrumentLabviewHome made software using Labview
Image Processing softwareMathworksMatlabHome made program using Matlab

Références

  1. Hu, S., Wang, L. V. Photoacoustic imaging and characterization of the microvasculature. J Biomed Opt. 15, 011101-01-011101-15 (2010).
  2. Ntziachristos, V. Going deeper than microscopy: the optical imaging frontier in biology. Nat Methods. 7 (8), 603-614 (2010).
  3. Wang, L. V., Yao, J. A practical guide to photoacoustic tomography in the life sciences. Nat Methods. 13, 627-638 (2016).
  4. Zhou, Y., Yao, J., Wang, L. V. Tutorial on photoacoustic tomography. J Biomed Opt. 21 (6), 061007 (2016).
  5. Upputuri, P. K., Sivasubramanian, K., Mark, C. S. K., Pramanik, M. Recent Developments in Vascular Imaging Techniques in Tissue Engineering and Regenerative Medicine. BioMed Res Intl. 2015, (2015).
  6. Yao, J., Wang, L. V. Photoacoustic Brain Imaging: from Microscopic to Macroscopic Scales. Neurophotonics. 1 (1), 011003-1-011003-13 (2014).
  7. Wang, L. V., Hu, S. Photoacoustic Tomography: In Vivo Imaging from Organelles to Organs. Science. 335 (6075), 1458-1462 (2012).
  8. Beard, P. Biomedical photoacoustic imaging. Interface Focus. 1 (4), 602-631 (2011).
  9. Pan, D. Molecular photoacoustic imaging of angiogenesis with integrin-targeted gold nanobeacons. FASEB J. 25 (3), 875-882 (2011).
  10. Cai, X., Kim, C., Pramanik, M., Wang, L. V. Photoacoustic tomography of foreign bodies in soft biological tissue. J Biomed Opt. 16 (4), 046017 (2011).
  11. Pan, D. Near infrared photoacoustic detection of sentinel lymph nodes with gold nanobeacons. Biomaterials. 31 (14), 4088-4093 (2010).
  12. Wang, L. V. Multiscale photoacoustic microscopy and computed tomography. Nat. Photon. 3 (9), 503-509 (2009).
  13. Zhang, E. Z., Laufer, J. G., Pedley, R. B., Beard, P. C. In vivo high-resolution 3D photoacoustic imaging of superficial vascular anatomy. Phys. Med. Biol. 54 (4), 1035-1046 (2009).
  14. Park, S., Lee, C., Kim, J., Kim, C. Acoustic resolution photoacoustic microscopy. Biomed.l Eng. Lett. 4 (3), 213-222 (2014).
  15. Zhang, H. F., Maslov, K., Stoica, G., Wang, L. V. Functional photoacoustic microscopy for high-resolution and noninvasive in vivo imaging. Nat. Biotechnol. 24 (7), 848-851 (2006).
  16. Maslov, K., Stoica, G., Wang, L. V. In vivo dark-field reflection-mode photoacoustic microscopy. Opt Lett. 30 (6), 625-627 (2005).
  17. Strohm, E. M., Moore, M. J., Kolios, M. C. Single Cell Photoacoustic Microscopy: A Review. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 22 (3), 6801215 (2016).
  18. Kim, J. Y., Lee, C., Park, K., Lim, G., Kim, C. Fast optical-resolution photoacoustic microscopy using a 2-axis water-proofing MEMS scanner. Sci Rep. 5, 07932 (2015).
  19. Matthews, T. P., Zhang, C., Yao, D. K., Maslov, K., Wang, L. V. Label-free photoacoustic microscopy of peripheral nerves. J Biomed Opt. 19 (1), 016004 (2014).
  20. Hai, P., Yao, J., Maslov, K. I., Zhou, Y., Wang, L. V. Near-infrared optical-resolution photoacoustic microscopy. Opt Lett. 39 (17), 5192-5195 (2014).
  21. Danielli, A. Label-free photoacoustic nanoscopy. J Biomed Opt. 19 (8), 086006 (2014).
  22. Zhang, C. Reflection-mode submicron-resolution in vivo photoacoustic microscopy. J Biomed Opt. 17 (2), 020501 (2012).
  23. Hu, S., Maslov, K., Wang, L. V. Second-generation optical-resolution photoacoustic microscopy with improved sensitivity and speed. Opt Lett. 36 (7), 1134-1136 (2011).
  24. Maslov, K., Zhang, H. F., Hu, S., Wang, L. V. Optical-resolution photoacoustic microscopy for in vivo imaging of single capillaries. Opt Lett. 33 (9), 929-931 (2008).
  25. Upputuri, P. K., Krishnan, M., Pramanik, M. Microsphere enabled sub-diffraction limited optical resolution photoacoustic microscopy: a simulation study. J Biomed Opt. 22, 045001 (2017).
  26. Upputuri, P. K., Wen, Z. B., Wu, Z., Pramanik, M. Super-resolution photoacoustic microscopy using photonic nanojets: a simulation study. J Biomed Opt. 19 (11), 116003 (2014).
  27. Allen, T. J. Novel fibre lasers as excitation sources for photoacoustic tomography and microscopy et al. Proc SPIE. , 97080W (2016).
  28. Xing, W., Wang, L., Maslov, K., Wang, L. V. Integrated optical-and acoustic-resolution photoacoustic microscopy based on an optical fiber bundle. Opt Lett. 38 (1), 52-54 (2013).
  29. Estrada, H., Turner, J., Kneipp, M., Razansky, D. Real-time optoacoustic brain microscopy with hybrid optical and acoustic resolution. Laser Phys Lett. 11 (4), 045601 (2014).
  30. Jeon, S., Kim, J., Kim, C. In vivo switchable optica- and acoustic - resolution photoacoustic microscopy. Proc SPIE. , 970845 (2016).
  31. Song, W. Fully integrated reflection-mode photoacoustic, two-photon, and second harmonic generation microscopy in vivo. Sci Rep. 6, 32240 (2016).
  32. Park, J., et al. Delay-multiply-and-sum-based synthetic aperture focusing in Photoacoustic microscopy. J Biomed Opt. 21 (3), 036010-10 (2016).
  33. . ANSI Standard Z136.1-2000. American National Standard for Safe Use of Lasers. , (2000).
  34. Moothanchery, M., Pramanik, M. Performance Characterization of a Switchable Acoustic Resolution and Optical Resolution Photoacoustic Microscopy System. Sensors. 17 (2), 357 (2017).

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