Modèle murine de la sténose veineuse centrale utilisant la fistule d'Aortocaval avec une stenose sortante

Résumé

Une fistule aortocaval a été créée en perforant l'aorte infra-rénale murine à travers les deux murs dans le cava vena inférieur et a été suivie par la création d'une sténose dans son écoulement par l'intermédiaire de la ligature partielle du cava vena inférieur. Ce modèle reproductible peut être utilisé pour étudier la sténose veineuse centrale.

Résumé

La sténose veineuse centrale est une entité importante contribuant à l'échec artériovenous de fistule (AVF). Un modèle aVF murine a été modifié pour créer une ligature partielle du cava inférieur de veine (IVC) dans le courant sortant de la fistule, imitant la sténose veineuse centrale. Les aspects techniques de ce modèle sont introduits. L'aorte et l'IVC sont exposés, suite à une incision abdominale. L'aorte infra-rénale et l'IVC sont disséqués pour le clampage proximal, et l'aorte distale est exposée pour la perforation. L'IVC au milieu entre la veine rénale gauche et la bifurcation aortique est soigneusement disséqué pour placer un 8-0 suture sous l'IVC. Après le clampage de l'aorte et de l'IVC, une AVF est créée en perforant l'aorte infra-rénale à travers les deux murs dans l'IVC avec une aiguille de 25 G, suivie d'une ligature d'un cathéter intra-veineux (IV) de 22 G et d'IVC ensemble. Le cathéter est ensuite enlevé, créant une sténose veineuse reproductible sans occlusion. L'aorte et l'IVC sont non-clamped après confirmation de l'hémostasie primaire. Ce nouveau modèle de sténose veinenelle centrale est facile à réaliser, reproductible, et facilitera les études sur l'échec de l'AVF.

Introduction

Les fistules artérioveineuses (AVF) sont les accès les plus communs pour l'hémodialyse, avec la patency supérieure et l'infection réduite comparée à d'autres accès tels que des greffes ou des cathéters veineux centraux. Cependant, jusqu'à 60% de l'AVF ne parviennent pas à mûrir^1,2,3; un examen systématique récent a indiqué que les taux de patency primaire à 1 an étaient seulement 60%⁴. La sténose le long de l'écoulement veineux provoque principalement l'échec de la maturation AVF^5,6. Il y a certains endroits caractéristiques enclins à la sténose proximale à la fistule : le segment de balancement juxtaanastomotic pour la fistule radiocéphalique, la région céphalique d'arc pour la fistule brachiocéphalique et la veine centrale pour la fistule avec précédemment placé ipsilateral subclavian ou interne cathéters de veine jugulaire^7,8.

La sténose veineuse centrale est souvent asymptomatique dans les patients sans AVF, mais peut causer l'oiséème d'extrémité ipsilateral par l'hypertension veineuse aussi bien que l'échec de la maturation de fistule une fois défié par le flux^defistule 9. La pathophysiologie de la sténose veineuse centrale est très probablement liée à l'inflammation et à la cascade activée de coagulation après le placement de dispositif. En outre, le mouvement constant de la pointe du cathéter ainsi que l'écoulement accru de la fistule peuvent altérer le stress de cisaillement, ayant pour résultat le dépôt de plaquette et l'épaississement de mur veineux^10. Pour comprendre les mécanismes de base sous-jacents à l'échec de la VVA causée par la sténose veineuse centrale, un modèle animal imitant la sténose veineuse centrale avec une AVF est nécessaire.

Nous avons établi un modèle de fistule d'aortocaval murine qui est facile à exécuter et maître et récapitule le cours clinique de l'AVF humaine. ¹¹ Nous avons appliqué les concepts et la technique de plusieurs modèles murins précédemment établis pour créer un modèle murine nouveau d'AVF avec la sténose veineuse. Nous introduisons un modèle de fistule aortocavale murine avec une sténose IVC dans la fistule de sortie qui peut être employée pour l'étude de la sténose veineuse centrale.

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Protocole

Toutes les expériences ont été réalisées avec l'approbation du Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux de l'Université Yale (IACUC).

1. Anesthésie et procédures préopératoires

1. Stériliser tous les instruments et matériaux chirurgicaux en autoclantant. Activez le dispositif de support thermique pour être certain qu'il est chaud (40 à 42 oC).
2. Placez une souris C57BL/6 de 9 à 11 semaines dans une chambre d'induction acrylique et anesthésiez-la avec de l'isoflurane vaporisé de 2,5 % et de l'oxygène de 0,8 L/min. L'induction de l'anesthésie prend environ 3 min.
3. Retirez la souris de la chambre. Confirmer un plan profond d'anesthésie par une pincée d'orteil, une pince d'oreille et un pincement de queue. Placez la souris en position de supine sur la zone chirurgicale et livrez 2,5% isoflurane en utilisant un masque en silicone. Fournir de la buprénorphine à 0,1 mg/kg analgésique et appliquer une pommade ophtalmique sur les yeux.
4. Retirez la fourrure du côté ventral du cou vers le bas-ventre à l'aide de Nair, un décapant à cheveux.
5. Nettoyer et désinfecter le site chirurgical à l'aide d'un gommage en deux étapes avec 10% povidone-iode et 70% d'isopropanol. Appliquer un drapé chirurgical.

2. Procédures opérationnelles

1. Exposition des sites de pince et de perforation
   1. Préparez des instruments stériles et portez des gants stériles pour maintenir la stérilité tout au long de la chirurgie.
   2. Faire une incision abdominale de milieu de la peau profonde avec un scalpel du niveau du bord inférieur du foie à juste au-dessus du pubis. Couper à travers la musculature avec des ciseaux pour ouvrir la cavité abdominale.
   3. Insérez un rétracteur dans l'abdomen et retirez les entrailles du côté droit. Gardez-les humides en les enveloppant dans une gaze imbibée de salin. Retreive la vessie et les vésicules séminales (chez les souris mâles) et les retirer sur le côté caudal. Disséquer le mésenterie entre le rectum et le rétroperitoneum avec un support de micro-aiguille pour obtenir une vue complète de l'aorte et de l'IVC.
   4. Disséquer l'aorte infra-rénale et ivC en bloc des tissus rétropéritonés environnants et latéraux et dorsal avec un support micro-aiguille pour les croiser ensemble.
   5. Disséquer les tissus environnants pour exposer le site de perforation aortique à environ les trois quarts de la distance de la veine rénale gauche à la bifurcation aortique.
2. Dissection IVC
   1. Disséquer entre l'IVC infra-rénal et l'aorte immédiatement distal à la veine rénale gauche. Étendre la dissection distale distally à la moitié entre la veine rénale gauche et la bifurcation aortique, de sorte que l'IVC infra-rénal, à la fois en amont et en aval de la sténose, peut être observée postopératoirement.
      REMARQUE : La dissection émoussée entre l'IVC et l'aorte devrait être exécutée de immédiatement distale à la veine rénale gauche où le tissu conjonctif entre l'IVC et l'aorte est relativement lâche.
   2. Faire une fenêtre pour séparer l'IVC de l'aorte à ce niveau et disséquer l'IVC du tissu environnant. Placer un 8-0 suture monofilament polyamide d'abord sous l'IVC et l'aorte (Figure 1A), puis positionner la suture sous seulement l'IVC (Figure 1B) en tirant l'extrémité de suture à travers la fenêtre.
      REMARQUE : Puisque l'IVC est fragile, disséquer le long de l'aventitia aortique est utile pour faire une fenêtre pour empêcher l'IVC aussi bien que de petites branches IVC ou aortiques d'être endommagées. En cas de saignement, il est susceptible d'être incontrôlable. Si l'IVC a des branches latérales distinctes, placez un 8-0 suture distally aux branches.
3. Création AVF
   1. Pliez une aiguille de 25 G à un angle de 45 à 60 degrés à un point de 4 mm de l'extrémité de l'aiguille.
   2. Clamp l'aorte infra-rénale et IVC en appliquant un clip microchirurgical.
   3. Faites pivoter l'aorte médially et caudally en saisissant le tissu conjonctif entourant la bifurcation pour exposer le site de perforation de l'aorte étiré légèrement sur le côté ventral.
   4. Tenir l'aorte dans une position appropriée, perforer l'aorte dans l'IVC à l'aide de l'aiguille 25 G préparée (Figure 1C).
   5. Relâchez l'aorte et couvrez le site de perforation avec le tissu environnant tirant vers le haut du côté gauche de l'aorte. Sortez l'aiguille et appuyez doucement sur le site de perforation à l'aide d'un écouvillon à pointe de coton pour l'hémostase.
4. Création de la sténose IVC
   1. Placez une pointe d'un cathéter 22 G IV (voir la Table des Matériaux) sur l'IVC longitudinalement. Ligate le cathéter IV et IVC avec un 8-0 (Figure1D),puis retirez le cathéter IV.
   2. Confirmer l'hémostase primaire (figure1E) puis déserrer l'aorte et l'IVC. Couvrir le site de perforation 1 min de plus pour assurer l'hémostase.
      REMARQUE: Ne pas serrer trop longtemps afin d'éviter la thrombose IVC distale à la sténose.
   3. Remettre les organes à leur position d'origine et fermer l'abdomen avec des sutures 6-0.

3. Procédures postopératoires

1. Après la fermeture de la blessure abdominale, discontinué l'inhalation d'isoflurane. Placez la souris dans une cage individuelle sans literie et placez la cage sur un dispositif de soutien thermique pour prévenir l'hypothermie.
   REMARQUE : La souris est observée jusqu'à ce qu'elle atteigne et maintienne une charge sternale. Appliquer les soins postopératoires, y compris l'analgésie et les soins des plaies, conformément aux recommandations de l'IACUC locale. Pour l'analgésie nous utilisons la buprénorphine à 0.1 mg/kg intrasmusculairement toutes les 12 h pendant 48 h suivant les procédures chirurgicales et par la suite au besoin.
2. Confirmer la patency AVF postopératoirement en utilisant l'échographie Doppler (voir le tableau des matériaux). De plus, mesurez les autres caractéristiques du navire et du débit au besoin.

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Résultats

Les souris mâles ont subi l'opération mentionnée ci-dessus pour créer une AVF et une sténose ivC. Les souris témoins n'ont subi que la laparotomie et la dissection des tissus entourant l'IVC, par exemple, une procédure fictive, ou seulement la création d'une sténose IVC sans création simultanée d'une AVF.

L'IVC a été observé avec l'échographie doppler le jour 7 après l'intervention chirurgicale (

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Discussion

Le modèle aVF murine a été utilisé pour étudier les mécanismes de base et les événements moléculaires conduisant à la maturation AVF^13,14. Dans cette étude, nous avons modifié un modèle aVF murine établi pour créer un nouveau modèle de fistule aortocaval murine avec une sténose IVC dans le tractus sortant de la fistule. Notre modèle de ligature est semblable à plusieurs modèles murins précédemment décrits qui emploient la ligature vasculair...

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
20-60 Mhz scan head	VisualSonics Inc.	RMV-704
8-0 Sterile Micro Suture, 6mm (140 µ), 3/8 Circle, TAP Point Needle	AROSuture	T06A08N14-13	polyamide monofilament sutures
Induction Chamber, 2 Liter 3.75"W x 9.00"D x 3.75"H	VetEquip	941444
Isoflo, Isoflurane liquid	Zoetis	26675-46-7
Mice, C57BL/6J	The Jackson Laboratory	664
Pet Bed Microwave Heating Pad	Snuggle Safe	6250
PrecisionGlide Needle 25G	BD	305122
Surflo I.V. Catheter 22G	Terumo	SR-OX2225CA	0.85mm outer diameter
Vascular clamp	Roboz Surgical Instrument	RS-5424
Vevo770 High Resolution Imaging System	VisualSonics Inc.	770