Robot doux bioinspiré avec microélectrodes incorporées

Résumé

Un échafaudage bioinspiré est fabriqué par une technique de photolithographie douce à l’aide d’hydrogels mécaniquement robustes et électriques. Les hydrogels micropatterned fournissent l’alignement directionnel de cellules de cardiomyocyte, ayant pour résultat une direction adaptée de l’actionnement. Des microélectrodes flexibles sont également intégrées dans l’échafaudage pour apporter une contrôlabilité électrique pour un tissu cardiaque auto-actionnant.

Résumé

Les systèmes robotiques souples bioinspirés qui imitent les organismes vivants à l’aide de tissus musculaires et de biomatériaux modifiés révolutionnent le paradigme actuel de la biorobotique, en particulier dans la recherche biomédicale. Recréer une dynamique d’actionnement artificielle réaliste est crucial pour un système robotique en douceur. Cependant, le contrôle précis et l’ajustement du comportement d’actionnement représente toujours l’un des principaux défis des systèmes robotiques souples modernes. Cette méthode décrit une procédure peu coûteuse, très évolutive et facile à utiliser pour fabriquer un robot mou contrôlable électriquement avec des mouvements réalistes qui sont activés et contrôlés par la contraction du tissu musculaire cardiaque sur une piqûre micromodèle échafaudage hydrogel en ressemblant à un rayon. L’utilisation de méthodes de photolithographie souple permet d’intégrer avec succès plusieurs composants dans le système robotique souple, y compris des échafaudages à base d’hydrogel à motif micromodèle avec des nanotubes de carbone (CNT) méthacryloyl de gélatine embarquée (CNT-GelMA), diacrylate poly(éthylène glycol) (PEGDA), microélectrodes d’or flexible (Au) et tissu musculaire cardiaque. En particulier, l’alignement des hydrogels et le micromotif sont conçus pour imiter la structure musculaire et cartilagineuse du rayon piqueur. L’hydrogel CNT-GelMA électriquement conducteur agit comme un échafaudage cellulaire qui améliore le comportement de maturation et de contraction des cardiomyocytes, tandis que l’hydrogel PEGDA mécaniquement robuste fournit un soutien structurel ressemblant à un cartilage à l’ensemble du robot mou. Pour surmonter la nature dure et cassante des microélectrodes à base de métal, nous avons conçu un motif serpentin qui a une grande flexibilité et peut éviter d’entraver la dynamique de battement des cardiomyocytes. Les microélectrodes Au flexibles incorporées fournissent une stimulation électrique à travers le robot mou, ce qui facilite le contrôle du comportement de contraction du tissu cardiaque.

Introduction

Les robots mous modernes de pointe peuvent imiter les structures hiérarchiques et la dynamique musculaire de beaucoup d’organismes vivants, tels que la méduse^1,2, rayon de piqûre², poulpe³, bactéries⁴, et le sperme⁵. Imiter la dynamique et l’architecture des systèmes naturels offre des performances plus élevées en termes d’efficacité énergétique et structurelle⁶. Ceci est intrinsèquement lié à la nature molle des tissus naturels (p. ex., tissu cutané ou musculaire avec un modulus de Young entre 10⁴et 10⁹ Pa) qui permet des degrés plus élevés de liberté et de déformation supérieure et d’adaptabilité par rapport aux actionneurs standard (par exemple, un modulus de Young habituellement entre 10⁹et 10¹² Pa)⁶. Les actionneurs à base de muscle cardiaque, en particulier, montrent une efficacité énergétique supérieure en raison de leur auto-actionnement ainsi que leur potentiel d’autoréparation et de régénération par rapport à un système robotique à base mécanique⁷. Cependant, la fabrication de robots mous est difficile en raison de la nécessité d’intégrer différents composants avec différentes propriétés physiques, biologiques et mécaniques dans le système unique. Par exemple, les systèmes synthétiques conçus doivent être intégrés aux systèmes biologiques vivants, non seulement en leur fournissant un soutien structurel, mais aussi en influençant et en modulant leur comportement d’actionnement. En outre, de nombreuses méthodes de microfabrication nécessitent des processus durs/cytotoxiques et des produits chimiques qui diminuent la viabilité et la fonction de tous les composants vivants. Par conséquent, de nouvelles approches sont nécessaires pour améliorer la fonctionnalité des robots mous et pour contrôler et moduler leur comportement.

Pour intégrer avec succès des composants vivants avec une bonne viabilité, un échafaudage à base d’hydrogel est un excellent matériau pour créer le corps d’un robot doux. Les propriétés physiques et mécaniques d’un hydrogel peuvent facilement être réglées pour créer des microenvironnements pour les composants vivants tels que les tissus musculaires^8,9. En outre, il peut facilement adopter diverses techniques de microfabrication, résultant en la création de structures hiérarchiques avec haute fidélité^1,2,10. Des appareils électroniques flexibles peuvent être incorporés dans le robot souple pour contrôler son comportement avec la stimulation électrique. Par exemple, des techniques optogénétiques pour concevoir des cellules électrogéniques (p. ex., des cardiomyocytes), qui montrent une activation électrophysiologique dépendante de la lumière, ont été utilisées pour développer un rayon de piqûre robotique douce à base de polydiméthylsiloxane (PDMS) guidé par la lumière qui a pu recréer le mouvement ondulatoire du poisson in vitro². Bien que les techniques optogénétiques aient montré une excellente maniabilité, le travail présenté utilise la stimulation électrique, une méthode de simulation conventionnelle et traditionnelle. C’est parce que la stimulation électrique par l’intermédiaire de microélectrodes flexibles est facile et simple comparée aux techniques optogénétiques, qui exigent des processus étendus de développement¹¹. L’utilisation d’appareils électroniques flexibles peut permettre une stimulation à long terme et des procédés de fabrication standard/simples ainsi que des biocompatibilités et des propriétés physiques et mécaniques^12,13.

Ici, nous présentons une méthode innovante pour fabriquer un robot doux bioinspiré, actionné par le battement du tissu musculaire cardiaque d’ingénierie et contrôlé par la stimulation électrique par des microélectrodes Flexibles intégrées Au. Le robot doux est conçu pour imiter la structure musculaire et cartilagineuse du rayon piqueur. Le raies piqueurs est un organisme dont la structure et le mouvement sont relativement faciles à imiter par rapport à d’autres espèces nageant. Les muscles sont recréés in vitro par l’ensemencement de cardiomyocytes sur un micromotif hydrogel électriquement conducteur. Comme indiqué précédemment, l’incorporation de nanoparticules conductrices électriques telles que le CNT dans l’hydrogel GelMA améliore non seulement le couplage électrique du tissu cardiaque, mais induit également une excellente architecture et arrangement tissu l’in vitro^8,9. Les joints de cartilage sont alors imités à l’aide d’un motif hydrogel PEGDA mécaniquement robuste qui agit comme le substrat mécaniquement robuste de l’ensemble du système. Les microélectrodes Flexibles Au avec un modèle serpentin sont incorporées dans le modèle PEGDA pour stimuler localement et électriquement le tissu cardiaque.

Protocole

Cette étude a été réalisée dans le strict respect des recommandations du Guide pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire des National Institutes of Health. Le protocole a été approuvé par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’hôpital Brigham and Women’s.

1. Synthèse GelMA

1. Dissoudre 10 g de gélatine dans 100 ml de saline tamponnée de phosphate (DPBS) de Dulbecco à l’aide d’un agitateur magnétique à 50 oC.
2. Ajouter lentement 8 mL d’anhydride methacrylique en remuant la solution de prépolymère de gélatine à 50 oC pendant 2 h. Diluer la solution de gélatine réagie avec du DPBS préchauffé à 50 oC.
3. Transférer la solution diluée dans des membranes de dialyse (coupure de poids moléculaire de 12 à 14 kDa) et les placer dans de l’eau déionisée (DI). Effectuer la dialyse à 40 oC pendant environ 1 semaine.
4. Filtrer la solution de prépolymère GelMA dialysée à l’aide d’un filtre stérile (taille de la pore à 0,22 m) et transférer 25 ou 30 ml de la solution dans des tubes de 50 ml et stocker à -80 oC pendant 2 jours.
5. Faire sécher la solution congelée de prépolymère GelMA à l’aide d’un séchoir à congélation pendant 5 jours.

2. Préparation de la solution de prépolymère poly(éthylène glycol) (PEGDA)

1. Dissoudre 200 mg (20% de la solution totale) de PEGDA (MW - 1.000) avec 5 mg (0.5% de la solution totale) de 2-hydroxy-4-(2-hydroxyethoxy)-2-méthylpropiophenone (photo-initiateur, PI) dans 1 mL de DPBS.
2. Incuber la solution prépolymère à 80 oC pendant 5 min.

3. Préparation de la solution de stock dispersée CNT enduite de GelMA

1. Dissoudre 80 mg de GelMA (utilisé comme biosurfactant) dans 4 ml de DPBS, puis ajouter 20 mg de nanotubes de carbone multi-murs fonctionnalisés COOH (MWCNTs) dans la solution de prépolymère GelMA.
2. Sonicate la solution de prépolymère GelMA chargée de MWCNT pendant 1 h (0,66Hz, 100 Watt).
   REMARQUE : Pendant le processus de sonication, la solution doit être immergée dans un bain d’eau à 15 oC pour éviter l’évaporation du solvant en raison de la hausse de la température.

4. Préparation de 1 mg/mL CNT contenant 5% gelMA solution prépolymère

1. Dissoudre 50 mg de GelMA et 5 mg (0,5 % de la solution totale) d’IP dans 0,8 ml de DPBS à 80 oC pendant 10 min.
2. Ajouter 0,2 ml de la solution de stock CNT préparée (étape 3). Vortex et incuber la solution à 80 oC pendant 10 min.

5. Préparation d’une glissière en verre enduite de 3-(trimethoxysilyl)propyl (TMSPMA)

1. Laver les lames de verre (épaisseur de 1 mm, taille 5,08 cm x 7,62 cm) avec de l’éthanol pur.
2. Empilez les glissières nettoyées verticalement dans un bécher de 250 ml et étalez 3 ml de TMSPMA sur eux à l’aide d’une seringue. Couvrir le bécher de papier d’aluminium pour éviter l’évaporation de TMSPMA.
3. Incuber les lames dans un four à 80 oC pendant 1 jour.
4. Laver les lames de verre enduites en les trempant dans de l’éthanol pur, puis les sécher.
5. Conservez les lames de verre enduites enveloppées dans du papier d’aluminium à température ambiante (RT).
   REMARQUE : Essayez de minimiser le toucher des surfaces des lames de verre recouvertes de TMSPMA.

6. Fabrication des microélectrodes Au flexibles

1. Concevoir un masque d’ombre à l’aide d’une conception assistée par ordinateur(Fichier supplémentaire 3).
2. Fabriquez et achetez un masque d’ombre.
3. Laver la glissière en verre (épaisseur de 1 mm, taille de 3 cm x 4 cm) à l’acétone et sécher à l’air comprimé.
4. Fixez le masque d’ombre aux substrats de verre à l’aide de ruban adhésif double face, puis mettez-les dans un évaporateur à faisceau E et attendez que la pression de la chambre atteigne au moins 10^-6 Torr.
   REMARQUE : Les deux morceaux de ruban adhésif ont été placés manuellement sur le support à une distance assez courte pour accueillir le verre et assez grand pour s’adapter à l’ensemble du motif. Cette étape prend environ 45 à 60 min.
5. Déposez une couche Au de 200 nm d’épaisseur par evaporateur e-faisceau (p. ex., avec Denton EE-4, vide de 10^{à 6} Torr, puissance de 2,6 %, taux de 2 /s) et coupez les microélectrodes fabriquées à l’aide d’une machine à scie à découper (taille des électrodes 7,38 mm x 8,9 mm x 200 nm).

7. Fabrication d’un échafaudage hydrogel multicouches micro-électrodes intégré au microélectrode Au

REMARQUE : Le résultat de cette procédure est une membrane où un hydrogel PEGDA micropatterné est dans la couche inférieure, un hydrogel micropatterned de CNT-GelMA est sur le dessus, et les microélectrodes d’Au sont entre les deux couches. Cette configuration assure une meilleure flexibilité à l’électrode et limite le risque de rupture.

1. Concevoir et fabriquer deux photomasques pour créer les couches micropatterned PEGDA (1^st photomask) et les couches d’hydrogel CNT-GelMA (2^nd photomask). Voir le fichier supplémentaire 2-3. La conception peut être faite en utilisant le logiciel CAO.
   REMARQUE: Voir Figure 2B, E.
2. Placez 50 minuteiseurs fabriqués en empilant une couche de ruban invisible commercial (Épaisseur : 50 m) sur un verre enduit TMSPMA. Verser 15 ll de 20 % de solution prépolymère PEGDA sur le verre enduit TMSPMA, puis recouvrir de microélectrode dorée. Placez le 1er photomasque pour la glissière de verre (pegDA micromodèle) sur le dessus de la microélectrode dorée et exposez l’ensemble de la construction à la lumière UV (200 W lampe à arc court à vapeur de mercure avec filtre 320-390 nm) à 800 mW d’intensité et 8 cm de distance pour 110 s.
   REMARQUE: Voir Figure 1A.
3. Ajouter DPBS pour entourer la glissière de verre et détacher l’hydrogel PEGDA micropatterned avec les microélectrodes Au du substrat de verre non couché soigneusement après 5-10 min pour obtenir la glissière en verre qui a l’hydrogel PEGDA micropatterned avec l’Au Microélectrodes.
   REMARQUE: Voir Figure 1B. En raison du revêtement TMSPMA, la construction est transférée du substrat de verre non couché à celui enduit de TMSPMA. Détachez-vous soigneusement car les microélectrodes Au peuvent se briser facilement au cours de cette étape (Figure 3).
4. Placez 100 minuteiseurs de m fabriqués en empilant deux couches de ruban transparent commercial (épaisseur de 50 m) sur le fond d’un plat Petri. Déposez une goutte de 20 l de solution de prépolymère CNT-GelMA entre les espaceurs, puis retournez la glissière en verre obtenue en 7,3 et fixez-la sur le plat avec du ruban adhésif.
5. Faites pivoter l’appareil à l’envers et placez le photomasque 2^nd sur le dessus de la glissière en verre. Exposer sous la lumière UV à 800 mW d’intensité et 8 cm de distance pour 200 s.
   REMARQUE: Voir Figure 1C. L’alignement du 2ème masque est important.
6. Laver l’échafaudage obtenu avec DPBS et avec le milieu de culture cellulaire qui comprend 10% de sérum bovin fœtal (FBS).
7. Laissez-les passer la nuit dans l’incubateur de 37 oC avant d’ensemencer les cellules.

8. Les cardiomyocytes de rat néonatal s’isolation et culture

1. Isoler les cœurs des rats Sprague-Dawley de 2 jours suivant des protocoles approuvés par le Comité des soins aux animaux⁸de l’Institut.
2. Mettre les morceaux de coeur sur le shaker pendant la nuit (environ 16 h) dans 0.05% trypsin sans EDTA dans HBSS dans une chambre froide.
3. Recueillir les morceaux de cœur avec un pistolet pipette et minimiser la quantité de trypsine, puis les mettre dans un tube de 50 ml avec 10 ml de médias cardiaques chauds (10% FBS, 1% P / S, 1% L-glutamine).
4. Tourbillonnez lentement (60 tr/min) dans un bain d’eau de 37 oC pendant 7 min. Retirez soigneusement le support du tube à l’air d’une pipette de 10 ml et laissez les morceaux de cœur dans le tube.
5. Ajouter 7 mL de 0,1 % de collagène de type 2 dans le HBSS et faire tourbillonner dans un bain d’eau de 37 oC pendant 10 min.
6. Mélanger avec une pipette 10 ml 10x doucement pour perturber les morceaux de coeur. Retirer le support du tube à l’air d’une pipette de 1 ml.
7. Ajouter 10 ml de collagène de 0,1 % de type 2 dans le HBSS et tourbillonner rapidement (120 à 180 tr/min) dans un bain d’eau de 37 oC pendant 10 min, puis vérifier si les morceaux de cœur se dissolvent.
8. Mélanger avec une pipette de 10 ml, puis répéter avec une pipette de 1 ml pour briser les derniers morceaux de coeur.
9. Une fois que la solution semble homogène, placez une passoire cellulaire de 70 m sur un nouveau tube de 50 ml et une pipette la solution 1 ml à la fois sur la passoire.
10. Centrifuger la solution de cellules cardiaques à 180 x g pendant 5 min à 37 oC.
    REMARQUE : S’il y a encore des morceaux de coeur ou du mucus qui ne se sont pas dissous, répétez les étapes 8.7-8.9 encore.
11. Retirez soigneusement tout le liquide au-dessus de la pastille cellulaire et rensez les cellules dans 2 ml de support cardiaque.
12. Ajouter 2 ml de support cardiaque de la paroi du tube soigneusement pour resuspendre les cellules et éviter de les briser.
13. Ajouter les cellules suspendues dans un flacon T175 avec des médias cardiaques chauds goutte à goutte. Mettre le flacon dans un incubateur de 37 oC pendant 1 h pour permettre aux fibroblastes cardiaques de se fixer au fond.
    REMARQUE : À cette étape de préplaquage, les fibroblastes cardiaques se fixent au flacon tandis que les cardiomyocytes resteront dans le milieu de suspension.
14. Recueillir les médias du flacon qui contient les cardiomyocytes et le mettre dans un tube de 50 ml.
15. Compter les cellules, puis centrifuger à 260 x g pendant 5 min à 37 oC.
16. Resuspendre et ensemencer les cellules sur le dessus du robot doux fabriqué dans l’étape 7. Verser un volume spécifique de support cardiaque avec les cardiomyocytes à une concentration de 1,95 à 10⁶ cellules/mL goutte à goutte sur toute la surface de l’appareil.
17. Incuber les échantillons à 37 oC et changer les médias avec un support de culture cellulaire de 5 ml avec 2 % de FBS et 1 % de L-glutamine le premier et le deuxième jour après l’ensemencement. Changez les médias chaque fois que la couleur des médias change.

9. Coloration cellulaire pour l’analyse de l’alignement

1. Retirez les médias et lavez-les avec DPBS pendant 5 min à RT.
2. Fixer les cellules en utilisant 4% de paraformaldéhyde (PFA) pendant 20 min à RT. Ensuite, laver avec DPBS pendant 5 min à RT.
3. Incuber les cellules avec 0,1% de triton en DPBS à RT pendant 1 h. Laver 3x avec PBS pendant 5 min à RT.
4. Incuber les cellules avec 10% de sérum de chèvre dans DPBS à RT pendant 1 h.
5. Incuber les cellules avec un anticorps primaire (sarcomérique et connexine-43) dans 10% de sérum de chèvre dans DPBS à 4 oC pour 14 à 16 h.
6. Laver 3x avec DPBS pendant 5 min à RT. Incuber les cellules avec l’anticorps secondaire dans 10% sérum de chèvre dans DPBS à RT pour 1 h.
7. Laver 3x avec DPBS pendant 5 min à RT, puis contre-taches cellules avec 4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) dans l’eau DI (1:1,000) pendant 10 min à RT. Wash 3x avec DPBS pour 5 min à RT.
8. Prenez des images de fluorescence à l’aide d’un microscope confocal à balayage laser inversé.

10. Test d’actuateur et évaluation du comportement

1. Battement spontané des cardiomyocytes sur le robot doux
   1. Incuber les actionneurs bioinspirés à 37 oC pendant 5 jours et rafraîchir les médias les jours 1 et 2 et, au besoin, lorsque le média devient jaune. Utilisez un microscope optique inversé pour prendre des images quotidiennement (5x et/ou 10x). Enregistrez les mouvements cellulaires à l’aide d’un logiciel de capture vidéo sur la fenêtre en direct du microscope pour 30 s à 20 images par seconde (5x et/ou 10x) lorsque l’activité contractile commence (généralement vers le jour 3).
   2. Au jour 5, détacher les membranes en soulevant doucement du bord avec une glissière de couverture.
      REMARQUE: Si les cellules montrent un comportement de battement fort, les membranes se détacheront par elles-mêmes en raison de l’action mécanique des contractions.
2. Stimulation du signal électrique en vrac
   1. À l’aide d’un PDMS espacé de 3 cm, apposez deux électrodes de tige de carbone avec du fil de platine (Pt) dans un plat Petri de 6 cm rempli de supports cardiaques. Ensuite, transférez délicatement le robot mou dans le plat Petri.
   2. Appliquer une forme d’onde carrée avec une largeur d’impulsion de 50 ms, une valeur de compensation DC 0 V et une amplitude de tension de pointe entre 0,5 et 6 V. La fréquence varie entre 0,5, 1,0 et 2,0 Hz avec un cycle de service entre 2,5 %, 5 % et 10 %, respectivement. Enregistrez les contractions macro-échelle à l’aide d’une caméra disponible dans le commerce.
3. Stimulation électrique avec les microélectrodes Au
   1. Après la fabrication de l’échafaudage hydrogel multicouches intégré au microélectrode Au, attachez deux fils de cuivre aux électrodes Au par l’entremise d’un port carré externe à l’aide d’une pâte d’argent.
   2. Couvrir la pâte d’argent d’une fine couche de PDMS précurée à 80 oC pendant 5 min. Ensuite, placez les échantillons sur une plaque chauffante à 45 oC pendant 5 h pour croiser complètement le PDMS.
   3. Après l’ensemencement cardiomyocyte, appliquer un stimulus électrique d’onde carrée sur les fils de cuivre avec la valeur de compensation de DC 1 V, l’amplitude de tension de pointe entre 1.5 et 5 V, et les fréquences de 0.5, 1.0, et 2.0 Hz respectivement.

Résultats

Diagramme de flux des étapes pour le développement du robot doux bioinspiré bio-inspiré de microélectrode Au
L’objectif de la conception du robot doux était de construire une membrane capable d’actionner un mouvement de natation avec une complexité minimale. La structure doit être en mesure de soutenir de fortes flexions à plusieurs reprises au fil du temps (environ 1 Hz) et être en mesure de garder sa forme tout en réalisant une forte raclée. En croisant sélectivement le polymère à...

Discussion

En utilisant cette méthode, nous avons été en mesure de fabriquer avec succès un robot chauve-souris bioinspiré bio-inspiré avec un tissu cardiaque intégré auto-actionnant sur un échafaudage structuré multicouche qui est contrôlé par des microélectrodes Au intégrées. En raison de deux couches d’hydrogel micropatternées distinctes faites d’hydrogels PEGDA et CNT-GelMA, l’échafaudage bioinspiré a montré une bonne stabilité mécanique et un alignement et une maturation idéales des cellules. La cou...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
250 mL Beaker	PYREX	1000-250CNEa
2-Hydroxy-4'-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone	Sigma-Aldrich	410896
3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate	Milipore	M6514
37° Water bath	VWR	W6M
4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)	Sigma-Aldrich	D9542
50mL Conical Centrifuge Tubes	Falcon	14-959-49A
70 µm Cell Strainer	Falcon	352350
80° incubator	VWR	1370GM
Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG (H+L)	Invitrogen	A11029
Alexa Fluor 594 goat anti-rabbit IgG (H+L)	Invitrogen	A11037
Alexa Fluor 488 Phalloidin	Invitrogen	A12379
Antibiotic/Antimycotic solution	ThermoFisher Scientific	15240062
Anti-Connexin 43/GJAI antibody	Abcam	ab11370	Rabbit polyclonal
Anti-Sarcomeric α-actinin	Abcam	ab9465	Mouse monoclonal
Benchtop Freeze Dryers	Labconco	77500-00 K
Biosafety cabinet	Sterilgard	A/B3
Carbon rod electrodes	SGL Carbon Group	6971105
Centrifuge	Eppendorf	5804
CO2 incubator	Forma Scientific	3110
Collagenase, Type II, Powder	Gibco	17-101-015
Confocal Microscope	Zeiss	LSM 880
COOH Functionalized Carbon Nanotubes	NanoLab	PD30L5-20-COOH
Dicing saw machine	Giorgio Technology	DAD-321
DMEM, High Glucose	Gibco	11-965-118
DPBS without Calcium and Magnesium	Gibco	14-190-144
E-beam evaporator	CHA	57367
Fetal Bovine Serum	Gibco	10-437-028
Gelatin	Sigma-Aldrich	G9391	Type B, 300 bloom from porcine skin
Glass slide	VWR	48382-180
HBSS without Calcium, Magnesium or Phenol Red	Gibco	14-175-079
Inverted optical microscope	Olympus	CK40
Magnetic hotplate	Corning	PC-420
methacrylic anhydride	Sigma-Aldrich	276695	Contains 2,000ppm topanol A as inhibitor
Nunc EasYFlask 175cm2	ThermoFisher Scientific	159910
Olicscope	Siglent	SDS1052DL+
Paraformaldehyde Aqueous Solution -16%	Electron Microscopy Sciences	15710
PDMS SYLGARD 184	Sigma-Aldrich	761036
Photomask	Mini micro stencil inc
Platinum wire	Alfa Aesar	AA43014BU
Polyethylene glycol dimethcrylate	Polysciences Inc.	15178-100
Regenerated Cellulose Dialysis Tubing	Fisherbrand	21-152-14
Silver Epoxy Adhesive	MG Chemicals	8330S
Stericup Quick Release-GP Sterile Vacuum Filtration System	Millipore	S2GPU02RE
Ultra sonicator	Qsonica	Q500
UV Curing System	OmniCure	S2000
Vortex mixer	Scientific Industry	SI-0246A
Waveform generator	Agilent	33500B
Wrap Aluminium foil	Reynolds	N/A