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  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Nous présentons ici un système de transformation efficace et stable pour l’analyse fonctionnelle du gène CcCIPK14 à titre d’exemple, fournissant une base technique pour l’étude du métabolisme de plantes non modèles.

Résumé

Un système de transformation efficace et stable est fondamental pour l’étude de la fonction des gènes et la sélection moléculaire des plantes. Nous décrivons ici l’utilisation d’un système de transformation médié par Agrobacterium rhizogenes sur le pois d’Angole. La tige est infectée par A. rhizogenes porteur d’un vecteur binaire, qui a induit des callosités après 7 jours et des racines adventives 14 jours plus tard. La racine poilue transgénique générée a été identifiée par une analyse morphologique et un gène rapporteur de la GFP. Pour illustrer davantage le domaine d’application de ce système, CcCIPK14 (Calcineurin B-like protein-interacting protein kinases) a été transformé en pois d’Angole à l’aide de cette méthode de transformation. Les plantes transgéniques ont été traitées avec de l’acide jasmonique (JA) et de l’acide abscissique (ABA), respectivement, dans le but de vérifier si CcCIPK14 réagit à ces hormones. Les résultats ont démontré que (1) les hormones exogènes pouvaient réguler à la hausse de manière significative le niveaud’expression de CcCIPK14, en particulier dans les plantes de surexpression de CcCIPK14 (OE) ; (2) la teneur en génistéine dans les lignées CcCIPK14-OE était significativement plus élevée que celle du témoin ; (3) le niveau d’expression de deux gènes clés de la flavonoïde synthase en aval, CcHIDH1 et CcHIDH2, a été régulé à la hausse dans les lignées CcCIPK14-OE ; et (4) le système transgénique de la racine poilue peut être utilisé pour étudier les gènes métaboliquement fonctionnels chez les plantes non modèles.

Introduction

La transformation est un outil de base pour évaluer l’expression des gènes exogènes 1,2. De nombreux aspects biologiques des plantes ressources sont communs à toutes les plantes ; par conséquent, des études fonctionnelles de certains gènes peuvent être réalisées chez des plantes modèles (comme Arabidopsis)3. Pourtant, de nombreux gènes chez les plantes sont uniques dans leur fonction et leurs modes d’expression, nécessitant des études chez leurs propres espèces ou chez des espèces étroitement apparentées, en particulier pour les plantes ressources 3,4. Les cellules végétales peuvent détecter divers signaux qui permettent aux plantes de montrer des changements spécifiques dans l’expression des gènes, le métabolisme et la physiologie en réponse à différentes conditions de stress environnemental 5,6,7. Les flavonoïdes sont des acteurs cruciaux dans le processus de signalisation des plantes qui réagissent aux stress environnementaux 5,8,9. En outre, la teneur en flavonoïdes des plantes horticoles et médicinales est également un indicateur important pour l’évaluation de la qualité10. L’identification des gènes impliqués dans la régulation de la synthèse des flavonoïdes en réponse à des signaux externes est cruciale pour comprendre le mécanisme de synthèse des flavonoïdes chez les plantes. Plusieurs études ont révélé que l’application d’hormones exogènes peut favoriser l’accumulation de flavonoïdes 6,11. Un système de transformation stable et une méthode de validation de la fonction des gènes sont essentiels pour démontrer la fonction des gènes et comprendre le métabolisme secondaire chez les plantes.

La transformation médiée par Agrobacterium est largement utilisée dans l’insertion de l’ADN 5,8,9. Agrobacterium tumefacient peut transférer des gènes en anneau dans les chromosomes des cellules végétales, et les phytohormones exogènes induisent une ou quelques cellules hôtes qui peuvent régénérer les plantes pour obtenir des transformants stables 12,13,14. Les méthodes de transformation par voie tuméfaciente d’Agrobacterium sont plus applicables aux espèces végétales aptes à la manipulation in vitro, tandis que la plupart des plantes ligneuses vivaces limitent l’application de cette méthode en raison de leur difficulté de régénération 4,15. A. rhizogenes est également capable de modifier le génome des cellules hôtes16. Dans la présente étude, nous avons développé une procédure de transformation efficace et stable médiée par A. rhizogenes. A. rhizogenes contient un deuxième plasmide binaire portant le gène non naturel de l’ADN-T en plus du plasmide Ri. La plante hôte est infectée et une plante composite peut être obtenue avec des racines poilues transgéniques émergeant de la pousse de type sauvage16,17. Les systèmes de transformation médiés par A. rhizogenes conviennent à la recherche sur les plantes ligneuses en raison de leur régénération rapide, peu coûteuse et non nécessaire. Plus de 160 types de plantes ont réussi à induire des racines poilues, et la plupart d’entre elles se trouvent dans les Solanaceae, les Compositae, les Crucifères, les Convolvulaceae, les Ombellifères, les Légumineuses, les Caryophyllacées et les Polygonacées18,19. Par rapport à A. tumefaciens, A. rhizogenes a montré une efficacité plus élevée dans la transformation médiée du pois d’Angole17,20.

Dans cette étude, le pois d’Angole a été utilisé comme exemple pour présenter le processus de transformation médié par A. rhizogenes. De l’inoculation à l’enracinement, les expériences ont duré 5 semaines. Nous avons identifié la transformation de la racine adventice par la morphologie et le gène rapporteur de la GFP, et l’efficacité de la transformation était aussi élevée que 75 %. De plus, nous avons traité la plante composite avec JA et ABA, ainsi que les transcrits et métabolites secondaires détectés par PCR réelle quantitative et HPLC (chromatographie liquide à haute performance). Il est confirmé que le niveau d’expression de CcCIPK14 répond non seulement à JA et ABA mais affecte également la biosynthèse des flavonoïdes. Ce système est adéquat pour étudier les gènes de fonction associés au métabolisme secondaire. Il fournit également une nouvelle approche pour étudier les plantes non modèles en l’absence d’un système de transformation stable suffisant 17,21,22.

Protocole

REMARQUE : Le pois d’Angole est une légumineuse diploïde qui appartient à la famille des Fabaceae. Les graines de pois d’Angole utilisées dans cette expérience proviennent de l’Université forestière du Nord-Est de Chine et sont codées 87119. Les principales étapes de ce protocole sont illustrées à la figure 1A. L’incubation des plantules a été réalisée dans un environnement très humide à 25 °C sous des lampes fluorescentes à 50 photons μmol par m-2 s-1 dans une photopériode de 16 h. Les souches K599 (NCPPB2659) d’A. rhizogenes ont été conservées en laboratoire. Ils ont été stockés dans un milieu de mannitol de levure (YEP) avec 15 % de glycérol à -80 °C. Le protocole décrit dans ce travail était basé sur le protocole Meng et al.21.

ATTENTION : Déposez toutes les bactéries et plantes génétiquement modifiées dans le conteneur à déchets approprié. Utilisez tous les produits chimiques dangereux dans une hotte et jetez-les dans le conteneur à déchets dangereux.

1. Préparation des plants de pois d’Angole

  1. Choisissez des graines de pois d’Angole dodues et intactes (figure 1A) qui ont été entreposées pendant moins d’un an.
  2. Faites tremper les graines dans de l’eau distillée pendant 24 h (Figure 1B). Transférez les graines gonflées dans un bac à graines et placez-les dans la serre.
  3. Les graines commencent à germer après 1 à 2 jours. Lorsque l’épicotyle atteint 1,5 cm, transplantez les plants dans des pots de 10 cm (diamètre) x 9 cm (hauteur) contenant de la terre et du sable dans un rapport de volume de 3:1.
    REMARQUE :Le sol se compose d’un mélange de sol nutritif, de vermiculite et de perlite dans un rapport de 2:1:1.
  4. Cultivez le semis dans une serre.

2. Activation d’A. rhizogenes

REMARQUE : La souche utilisée pour la transformation d’A. rhizogenes était la K599 conservée à -80 °C. Le vecteur binaire pROK2 (pBIN438 ; http://www.biovector.net/product/428388.html) contient de la protéine fluorescente verte (GFP) comme gène indicateur et un gène de résistance à la kanamycine comme marqueur sélectionnable pour transformer A. rhizogenes.

  1. Décongeler A. rhizogenes sur de la glace.
  2. Trempez les bactéries et alignez-les uniformément sur un milieu de mannitol de levure (YEP) complété par 8 g/L de poudre de gélose, 25 mg/L de rifampicine et 25 mg/L de kanamycine (YRK, pH 7,0).
  3. Incuber à 28 °C pendant 16 h.
  4. Sélectionnez des colonies monoclonales. Cultivez-les dans un tube de 50 mL contenant 10 mL de milieu YEB complété par 25 mg/L de rifampicine et 25 mg/L de kanamycine (YRK, pH 7,0). Placez le tube de centrifugation sur un incubateur agitateur d’un rayon de rotation de 10 cm, à 28 °C et 200 tr/min pendant 16 h.

3. Transformation des plantes à l’aide d’A. rhizogenes

REMARQUE : Sélectionnez des plantes saines pour infecter A. rhizogenes en utilisant la procédure d’injection suivante. Cette procédure entraîne la transformation des racines poilues. Pour analyser la fonction du gène CcCIPK14, un contrôle est nécessaire. Des solutions d’A. rhizogenes avec des plasmides à vecteur vide ou CcCIPK14-pROK2 ont été injectées dans des plantules pour induire des racines poilues.

  1. Inoculer A. rhizogenes
    1. Choisissez des plants de pois d’Angole ayant le même état de croissance.
    2. Videz l’air de la seringue de 1 mL et aspirez 0,3 mL de liquide bactérien. Poussez lentement la tige de poussée pour remplir l’aiguille de la seringue de liquide bactérien21.
    3. Fixez d’abord la tige du plant de pois d’Angole à l’aide d’une pince à épiler, puis piquez l’aiguille de la seringue dans la tige à 1 cm.
    4. Lorsque vous retirez la seringue, immergez complètement la pointe de l’aiguille dans la tige. Poussez lentement la tige de poussée pour pomper le liquide bactérien hors de la plaie pénétrante.
      REMARQUE : La fixation du liquide bactérien résiduel sur la plaie dans des gouttelettes de bactéries peut améliorer l’efficacité de l’infection et de la transformation.
  2. Gestion des semis
    REMARQUE : Une température et une humidité élevées peuvent améliorer l’efficacité de l’infection d’A. rhizogenes.
    1. Placez les plants inoculés avec A. rhizogenes dans un bac (30 cm x 60 cm x 6 cm) avec 1 L d’eau. Utilisez un couvercle en plastique transparent (30 cm x 60 cm x 30 cm) comme couverture pour maintenir la température et l’humidité de l’environnement intérieur.
    2. Retirez périodiquement les feuilles mortes et les hyphes floculants attachés aux extrémités des feuilles et aux feuilles mortes.
    3. Au bout d’une semaine, la callosité commence à apparaître dans la plaie. Ensuite, gardez le couvercle en plastique à moitié ouvert.
    4. Après 4 à 5 semaines, la majeure partie du tissu calleux s’est différenciée en racines adventives. Retirez le couvercle en plastique.
    5. Ajoutez 1 L d’eau dans le bac tous les 3 jours pour garder le sol humide.
      REMARQUE : Le pois d’Angole est une plante tolérante à la sécheresse ; Trop d’eau peut inhiber la croissance des plantes.

4. Identification des racines poilues transformées

REMARQUE : Les racines poilues transformées peuvent être identifiées en fonction de la morphologie et du niveau génétique. Cette procédure se concentre principalement sur le test d’identification du gène rapporteur (GFP).

  1. Récupérez les pointes des racines de la racine poilue et marquez la partie restante.
  2. Évaluez s’il y a une fluorescence verte à l’aide d’un microscope confocal à balayage laser.
  3. Triturez 0,1 g de racines poilues avec un fort signal de fluorescence en poudre fine dans de l’azote liquide.
  4. Selon les instructions du fabricant du kit d’ADN génomique végétal, préparer l’ADN génomique des lignées transgéniques indépendantes du pois d’Angole par la méthode23 du bromure de cétyltriméthylammonium modifié (CTAB).
  5. Utilisez 500 ng de matrice d’ADN génomique et d’amorces pour la PCR. Les amorces sont illustrées dans le tableau 1.
  6. Effectuez le cycle d’amplification suivant : pré-dénaturation à 94 °C pendant 5 min, dénaturation à 94 °C pendant 30 s, recuit des amorces à 55 °C pendant 30 s et extension de l’amorce à 72 °C pendant 30 s. Après 36 cycles et une extension finale de 10 min à 72 °C, analyser les produits amplifiés sur un gel d’agarose à 1 %.
  7. Teignez les gels avec une coloration à l’acide nucléique et visualisez-les sous la lumière UV.

5. Traitement hormonal exogène

REMARQUE : Les plantes composites positives ont été traitées avec des hormones exogènes pour étudier l’effet de CcCIPK14 sur le métabolisme. Les plantes composites induites par A. rhizogenes ont été divisées en trois groupes : le groupe de traitement JA, le groupe de traitement ABA et le groupe témoin (figure 3A).

  1. Réduire l’arrosage 3 jours avant le traitement hormonal exogène.
  2. Préparer les solutions de JA et d’ABA à une concentration de 5 mg/L.
    REMARQUE : Les poudres JA et ABA sont d’abord dissoutes dans de l’alcool éthylique, puis remplies au volume cible avec de l’eau distillée.
  3. À l’aide d’un vaporisateur, vaporisez uniformément les solutions JA et ABA sur les feuilles des plantes. Traitez le groupe témoin avec de l’eau.
    REMARQUE : Une moyenne de 10 mL de solution a été pulvérisée sur chaque plantule.
  4. Couvrir avec le couvercle en plastique immédiatement après le traitement de pulvérisation. Remettez-le dans la serre climatique artificielle.

6. Collecte et conservation des échantillons

REMARQUE : Après 3 h de traitement hormonal exogène, des matières végétales de différents groupes de traitement ont été recueillies.

  1. Retirez les racines poilues fauve et contaminées et sélectionnez celles qui ont un aspect blanc. Récupérez ces racines poilues et séchez-les avec du papier absorbant.
  2. Divisez les racines poilues récoltées sur chaque semis en deux parties. Mettez une partie dans un tube à essai numéroté et enveloppez-le dans du papier d’aluminium marqué.
  3. Lyophiliser le papier d’aluminium dans de l’azote liquide, puis stocker toute la feuille d’étain récoltée à -80 °C pour une analyse plus approfondie.

Résultats

Transformation des racines poilues médiée par A. rhizogenes sur le pois d’Angole
Cette étude a décrit les protocoles étape par étape pour la transformation génétique des racines poilues médiée par A. rhizogenes, qui a une importance dans le domaine des molécules végétales. Il a fallu environ 5 semaines pour obtenir des racines poilues à partir de racines de pois d’Angole infectés par A. rhizog...

Discussion

La caractérisation rapide de la fonction des gènes est l’objectif commun dans l’étude de la plupart des espèces, et elle est particulièrement importante pour le développement des plantes ressources. La transformation médiée par A. rhizogenes a été largement utilisée dans la culture des racines poilues. La culture des racines poilues (HRC), en tant que source unique de production de métabolites, joue un rôle central dans l’ingénierie métabolique

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents connus ou de relations personnelles qui auraient pu sembler influencer les travaux rapportés dans cet article.

Remerciements

Les auteurs remercient chaleureusement la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (31800509, 31922058), le Fonds pour les jeunes talents exceptionnels de l’Université forestière de Pékin (2019JQ03009), les Fonds de recherche fondamentale pour les universités centrales (2021ZY16), la Fondation municipale des sciences naturelles de Pékin (6212023) et le Programme national de R&D clé de Chine (2018YFD1000602,2019YFD1000605-1) et le Centre d’innovation avancée de Pékin pour la sélection des arbres par conception moléculaire. Je tiens à remercier Zhengyang Hou pour ses conseils dans la rédaction de l’article et le professeur Meng Dong pour ses conseils sur l’idée de l’article.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
0.1 mL qPCR 8-strip tube (with optical caps)KIRGEN, Shanghai, ChinaKJ2541
ABASolarbio Life Science, Beijing, ChinaA8060
Agar powderSolarbio Life Science, Beijing, ChinaA8190
CentrifugeOsterode am Harz, Germanyd37520
CFX Connect TW Optics ModuleBio-rad, US1855200
constant temperature incubatorShanghai Boxun Industry & Commerce Co., Ltd, Shanghai,ChinaBPX-82
Diposable Petri dishCorning, US
Dry BathGingko Bioscience Company/Coyote bioscience, ChinaH2H3-100C
Eastep Total RNA Extraction Kit50Promega, Beijing, ChinaLS1030
Electronic balanceTianjin, ChinaTD50020
Filter papeHangzhou wohua Filter Paper Co., Ltd, China
FiveEasy PlusMettler Toledo, Shanghai, China30254105
Flowerpot 9*9China
JASolarbio Life Science, Beijing, ChinaJ8070
KanSolarbio Life Science, Beijing, ChinaK8020
MagicSYBR MixtureCWBIO, Beijing, ChinaCW3008M
Mini MicrocentrifugeScilogex, Beijing, ChinaS1010E
NaClSolarbio Life Science, Beijing, ChinaS8210
NanPhotometer N50 TouchIMPLEN GMBH, GermanyT51082
Purelab untra
RifampicinSolarbio Life Science, Beijing, ChinaR8010
Seedling box 30*200China
Thermal Cycler PCRBio-rad, UST100
Thermostatic oscillatorBeijing donglian Har lnstrument Manufacture Co.,Ltd,ChinaDLHE-Q200
Tomy AutoclaveTomy, JapanSX-500
TryptoneSolarbio Life Science, Beijing, ChinaLP0042
UEIris II RT-PCR System for First-Strand cDNA Synthesis( with dsDNase)US Everbright INC, Jiangsu, ChinaR2028
Yeast Extract powderSolarbio Life Science, Beijing, ChinaLP0021

Références

  1. Poland, J. A., Rife, T. W. Genotyping-by-sequencing for plant breeding and genetics. The Plant Genome. 5 (3), (2012).
  2. Barabaschi, D., et al. Next generation breeding. Plant Science. 242, 3-13 (2016).
  3. Petri, C., Webb, K., Hily, J. -. M., Dardick, C., Scorza, R. High transformation efficiency in plum (Prunus domestica L.): a new tool for functional genomics studies in Prunus spp. Molecular Breeding. 22 (4), 581-591 (2008).
  4. Tang, H., Ren, Z., Reustle, G., Krczal, G. Plant regeneration from leaves of sweet and sour cherry cultivars. Scientia Horticulturae. 93 (3-4), 235-244 (2002).
  5. Yang, L., et al. Response of plant secondary metabolites to environmental factors. Molecules. 23 (4), 762 (2018).
  6. Ross, J. J., Weston, D. E., Davidson, S. E., Reid, J. B. Plant hormone interactions: how complex are they. Physiologia Plantarum. 141 (4), 299-309 (2011).
  7. Meng, D., et al. The pigeon pea CcCIPK14-CcCBL1 pair positively modulates drought tolerance by enhancing flavonoid biosynthesis. The Plant Journal. , (2021).
  8. Wen, W., Alseekh, S., Fernie, A. R. Conservation and diversification of flavonoid metabolism in the plant kingdom. Current Opinion in Plant Biology. 55, 100-108 (2020).
  9. Shah, A., Smith, D. L. Flavonoids in agriculture: Chemistry and roles in, biotic and abiotic stress responses, and microbial associations. Agronomy. 10 (8), 1209 (2020).
  10. Zhang, W., Jiang, W. UV treatment improved the quality of postharvest fruits and vegetables by inducing resistance. Trends in Food Science & Technology. 92, 71-80 (2019).
  11. Koyama, R., et al. Exogenous abscisic acid promotes anthocyanin biosynthesis and increased expression of flavonoid synthesis genes in Vitis vinifera× Vitis labrusca table grapes in a subtropical region. Frontiers in Plant Science. 9, 323 (2018).
  12. Guo, M., Ye, J., Gao, D., Xu, N., Yang, J. Agrobacterium-mediated horizontal gene transfer: Mechanism, biotechnological application, potential risk and forestalling strategy. Biotechnology Advances. 37 (1), 259-270 (2019).
  13. Veena, V., Taylor, C. G. Agrobacterium rhizogenes: recent developments and promising applications. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant. 43 (5), 383-403 (2007).
  14. Lacroix, B., Citovsky, V. Pathways of DNA transfer to plants from Agrobacterium tumefaciens and related bacterial species. Annual Review of Phytopathology. 57, 231-251 (2019).
  15. Guan, Y., Li, S. -. G., Fan, X. -. F., Su, Z. -. H. Application of somatic embryogenesis in woody plants. Frontiers in Plant Science. 7, 938 (2016).
  16. Alpizar, E., et al. Efficient production of Agrobacterium rhizogenes-transformed roots and composite plants for studying gene expression in coffee roots. Plant Cell Reports. 25 (9), 959-967 (2006).
  17. Hwang, H. -. H., Yu, M., Lai, E. -. M. Agrobacterium-mediated plant transformation: biology and applications. The Arabidopsis Book. 15, (2017).
  18. Srivastava, S., Srivastava, A. K. Hairy root culture for mass-production of high-value secondary metabolites. Critical Reviews in Biotechnology. 27 (1), 29-43 (2007).
  19. Porter, J. R., Flores, H. Host range and implications of plant infection by Agrobacterium rhizogenes. Critical Reviews in Plant Sciences. 10 (4), 387-421 (1991).
  20. Fan, Y. -. l., et al. One-step generation of composite soybean plants with transgenic roots by Agrobacterium rhizogenes-mediated transformation. BMC Plant Biology. 20, 1-11 (2020).
  21. Meng, D., et al. Development of an efficient root transgenic system for pigeon pea and its application to other important economically plants. Plant Biotechnology Journal. 17 (9), 1804-1813 (2019).
  22. Ma, R., et al. Agrobacterium-Mediated genetic transformation of the medicinal plant Veratrum dahuricum. Plants. 9 (2), 191 (2020).
  23. Mi, Y., et al. Inducing hairy roots by Agrobacterium rhizogenes-mediated transformation in tartary buckwheat (Fagopyrum tataricum). Journal of Visualized Experoments: JoVE. (157), (2020).
  24. Cordovez, V., et al. Plant phenotypic and transcriptional changes induced by volatiles from the fungal root pathogen Rhizoctonia solani. Frontiers in Plant Science. 8, 1262 (2017).
  25. Trovato, M., Mattioli, R., Costantino, P. From A. rhizogenes RolD to plant P5CS: exploiting proline to control plant development. Plants. 7 (4), 108 (2018).
  26. Van Altvorst, A. C., et al. Effects of the introduction of Agrobacterium rhizogenes rol genes on tomato plant and flower development. Plant Science. 83 (1), 77-85 (1992).
  27. Bahramnejad, B., Naji, M., Bose, R., Jha, S. A critical review on use of Agrobacterium rhizogenes and their associated binary vectors for plant transformation. Biotechnology Advances. 37 (7), 107405 (2019).
  28. Gutierrez-Valdes, N., et al. Hairy root cultures-a versatile tool with multiple applications. Frontiers in Plant Science. 11, (2020).
  29. Che, P., et al. Developing a flexible, high-efficiency Agrobacterium-mediated sorghum transformation system with broad application. Plant Biotechnology Journal. 16 (7), 1388-1395 (2018).
  30. Keshavareddy, G., Kumar, A., Ramu, V. S. Methods of plant transformation-a review. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences. 7 (7), 2656-2668 (2018).
  31. Lacroix, B., Citovsky, V. Beyond Agrobacterium-mediated transformation: horizontal gene transfer from bacteria to eukaryotes. Agrobacterium Biology. , 443-462 (2018).
  32. Sarkar, S., Ghosh, I., Roychowdhury, D., Jha, S. . Biotechnological approaches for medicinal and aromatic plants. , 27-51 (2018).
  33. Singh, R. S., et al. . Biotechnological Approaches for Medicinal and Aromatic Plants. , 235-250 (2018).
  34. Bahramnejad, B., Naji, M., Bose, R., Jha, S. A critical review on use of Agrobacterium rhizogenes and their associated binary vectors for plant transformation. Biotechnology Advances. 37 (7), 107405 (2019).
  35. Meng, D., et al. Development of an efficient root transgenic system for pigeon pea and its application to other important economically plants. Plant Biotechnology Journal. 17 (9), 1804-1813 (2019).
  36. Surekha, C., et al. Agrobacterium-mediated genetic transformation of pigeon pea (Cajanus cajan (L.) Millsp.) using embryonal segments and development of transgenic plants for resistance against Spodoptera. Plant Science. 169 (6), 1074-1080 (2005).
  37. Saxena, K. Genetic improvement of pigeon pea-a review. Tropical Plant Biology. 1 (2), 159-178 (2008).
  38. Hada, A., et al. Improved Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of soybean [Glycine max (L.) Merr.] following optimization of culture conditions and mechanical techniques. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant. 54 (6), 672-688 (2018).
  39. Foti, C., Pavli, O. High-efficiency Agrobacterium rhizogenes-mediated transgenic hairy root induction of lens culinaris. Agronomy. 10 (8), 1170 (2020).
  40. Bhattacharya, A., Sood, P., Citovsky, V. The roles of plant phenolics in defence and communication during Agrobacterium and Rhizobium infection. Molecular Plant Pathology. 11 (5), 705-719 (2010).

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