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Nous décrivons ici une méthode pour visualiser la synaptogenèse des neurones granulaires dans le cervelet de la souris au cours du développement cérébral postnatal lorsque ces cellules affinent leurs structures synaptiques et forment des synapses pour s’intégrer dans le circuit cérébral global.
Les neurones subissent des changements dynamiques dans leur structure et leur fonction au cours du développement du cerveau pour former des connexions appropriées avec d’autres cellules. Le cervelet de rongeurs est un système idéal pour suivre le développement et la morphogenèse d’un seul type de cellule, le neurone granulaire cérébelleux (CGN), au fil du temps. Ici, l’électroporation in vivo des progéniteurs des neurones granulaires dans le cervelet de souris en développement a été utilisée pour marquer les cellules de manière clairsemée pour des analyses morphologiques ultérieures. L’efficacité de cette technique est démontrée dans sa capacité à mettre en évidence les étapes clés du développement de la maturation CGN, avec un accent particulier sur la formation de griffes dendritiques, qui sont des structures spécialisées où ces cellules reçoivent la majorité de leurs entrées synaptiques. En plus de fournir des instantanés des structures synaptiques CGN tout au long du développement cérébelleux, cette technique peut être adaptée pour manipuler génétiquement les neurones granulaires de manière autonome par les cellules afin d’étudier le rôle de tout gène d’intérêt et son effet sur la morphologie CGN, le développement des griffes et la synaptogenèse.
Le développement du cerveau est un processus prolongé qui s’étend de l’embryogenèse à la vie postnatale. Pendant ce temps, le cerveau intègre une combinaison de stimuli intrinsèques et extrinsèques qui sculptent le câblage des synapses entre les dendrites et les axones pour finalement guider le comportement. Le cervelet des rongeurs est un système modèle idéal pour étudier le développement des synapses, car le développement d’un seul type de neurone, le neurone granulaire cérébelleux (CGN), peut être suivi lors de sa transition d’une cellule progénitrice à un neurone mature. Cela est dû, en partie, au fait qu’une majorité du cortex cérébelleux se développe après la naissance, ce qui permet une manipulation génétique facile et le marquage cellulaire après la naissance1.
Chez les mammifères, la différenciation CGN commence à la fin du développement embryonnaire lorsqu’un sous-ensemble de cellules prolifératives dans le cerveau postérieur migre sur la lèvre rhombique pour former une zone germinale secondaire à la surface du cervelet 2,3,4. Bien qu’elles soient pleinement engagées dans une identité de progéniteur de neurones granulaires (GNP), ces cellules continuent de proliférer dans la partie externe de la couche granulaire externe (EGL) jusqu’au jour postnatal 14 (P14). La prolifération de cette couche entraîne une expansion massive du cervelet car ces cellules donnent naissance exclusivement à CGNs5. Une fois que les CGN nouveau-nés quittent le cycle cellulaire dans l’EGL, ils migrent vers l’intérieur vers la couche granulaire interne (IGL), laissant derrière eux un axone qui bifurquera et voyagera dans la couche moléculaire du cervelet, formant des fibres parallèles qui synapsent sur les cellules de Purkinje6. La position de ces fibres dans la couche moléculaire dépend du moment de la sortie du cycle cellulaire.
Les CGN qui se différencient en premier quittent leurs fibres parallèles vers le bas de la couche moléculaire, tandis que les axones des CGN qui se différencient plus tard sont regroupés dans lehaut 7,8. Une fois que les corps cellulaires CGN atteignent l’IGL, ils commencent à élaborer des dendrites et à former des synapses avec des neurones inhibiteurs et excitateurs voisins. L’arbre dendritique mature d’une CGN présente une architecture stéréotypée avec quatre processus principaux. Au cours de la maturation CGN, les structures à l’extrémité de ces dendrites forment une griffe qui s’enrichit en protéines postsynaptiques 9,10. Ces structures spécialisées, appelées griffes dendritiques, contiennent la majorité des synapses sur les neurones granulaires et sont importantes pour recevoir à la fois les entrées excitatrices des innervations de fibres moussues provenant des pons, ainsi que les entrées inhibitrices des cellules de Golgi locales. Une fois entièrement configurées, les connexions synaptiques des CGN permettent à ces cellules de relayer les entrées des noyaux pré-cérébelleux aux cellules de Purkinje, qui se projettent hors du cortex cérébelleux vers les noyaux cérébelleux profonds.
L’électroporation postnatale in vivo des GNP est avantageuse par rapport à d’autres méthodes basées sur le marquage, telles que l’infection virale et la génération de lignées de souris transgéniques, car l’expression des constructions souhaitées peut être réalisée sur un calendrier rapide, et la méthode cible une petite population de cellules, utile pour étudier les effets autonomes cellulaires. Cette méthode a été utilisée dans des études antérieures pour étudier le développement morphologique des CGN; Cependant, ces études se sont concentrées sur un seul point temporel ou une courte fenêtre de temps 9,10,11,12,13. Cette méthode de marquage a été associée à une analyse d’images pour documenter les changements dans la morphologie CGN qui se produisent tout au long de la différenciation CGN au cours des trois premières semaines de la vie postnatale. Ces données révèlent la dynamique du développement des dendrites CGN qui sous-tend la construction des circuits cérébelleux.
REMARQUE: Toutes les procédures ont été effectuées conformément aux protocoles approuvés par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université Duke (IACUC).
1. Préparation de l’ADN pour l’électroporation in vivo ou IVE (1 jour avant la chirurgie)
Figure 1 : Limitation de la profondeur d’injection à 1,5 mm à l’aide d’une entretoise. (A) Un segment de 11,2 mm est coupé d’une pipette de chargement à l’aide d’une lame de rasoir. (B) L’entretoise est fixée à l’extrémité de la seringue Hamilton (longueur totale de 1,27 cm ou 0,5 po) et fixée à l’aide d’adhésif ou de parafilm. La pointe exposée doit avoir une longueur de 1,5 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
2. Électroporation in vivo de progéniteurs de neurones granulaires chez des souris postnatales âgées de sept jours
REMARQUE: Toutes les chirurgies d’électroporation ont été effectuées dans une salle d’opération stérile et hautement ventilée, et tout le personnel portait un équipement de protection individuelle complet, y compris des gants, un masque facial, un bonnet à cheveux, une blouse et des couvre-chaussures. Alternativement, les chirurgies peuvent être effectuées dans une hotte ventilée et stérile.
Figure 2 : Électroporation cérébelleuse in vivo de progéniteurs de neurones granulaires chez des bébés souris de type sauvage P7. (A) Les petits sont anesthésiés avec de l’isoflurane à 4% délivré à un taux de 0,8 L / min pour assurer l’anesthésie tout au long de l’injection de la solution d’ADN. L’isoflurane est délivré à un taux de 0,8 L/min. (B) Après avoir stérilisé la souris 3 fois avec de la bétadine et de l’éthanol à 70%, une incision est pratiquée qui s’étend sur la distance des oreilles, révélant le cerveau postérieur. (C) Image agrandie d’une démarcation blanche sur le crâne, point de repère pour le site d’injection. La construction de l’ADN doit être injectée à moins de 1 mm au-dessus de la marque; Des lignes pointillées délimitent la démarcation et une flèche noire indique le site d’injection. Les crêtes du vermis cérébelleux peuvent être visibles et peuvent être utiles pour trouver le site d’injection. (D) Orientation de l’électrode de type pince à épiler pour une électroporation efficace. L’extrémité plus (+) doit être orientée vers le bas pour attirer l’ADN chargé négativement dans le parenchyme cérébelleux avant l’administration d’impulsions électriques. (E) L’injection d’essai de 1 μL d’un colorant vert rapide à 0,02 % montre que l’injection est localisée au milieu du vermis cérébelleux entre les lobules 5 à 7. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
3. Immunohistochimie des CGN électroporés
4. Analyses morphologiques des CGN - reconstruction tridimensionnelle (3D) et surface et volume cellulaire
Figure 3 : Analyse immunohistochimique et reconstruction tridimensionnelle de neurones granulaires électroporés. Des souris P7 CD-1 ont été électroporées avec une construction exprimant la GFP. Les cerveaux ont été collectés et soumis à l’immunohistochimie, à la microscopie confocale et à la reconstruction 3D pour l’analyse morphologique. (A) Chronologie entre l’électroporation et le traitement de l’image d’une souris à 10 DPI. B) Image de projection maximale d’une section transversale sagittale du cervelet électroporé 10-DPI; Les lignes blanches délimitent les couches cérébelleuses et la barre d’échelle est de 25 μm. (C) L’image de projection maximale d’un seul neurone granulaire électroporé 10-DPI et la trace 3D correspondante, la barre d’échelle est de 10 μm. (D) Les reconstructions 3D ont été générées à l’aide du plugin FIJI Simple Neurite Tracer. Toutes les mesures ont été tracées à travers la pile z, en suivant le signal de remplissage de cellule. Les mesures de l’arbre et des griffes ont été tracées séparément pour chaque dendrite; La ligne pointillée indique une partie de la dendrite dans le plan actuel. Abréviations : 3D = tridimensionnel; GFP = protéine fluorescente verte; DPI = jours après l’injection; PSD-95 = protéine de densité postsynaptique 95; PNB = progéniteurs de neurones granulaires; PFA = paraformaldéhyde. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Analyse de la morphologie des neurones granulaires au cours du développement cérébelleux. A) Images de projection maximale des CGN électroporés de 3 DPI à 14 DPI (âge postnatal P10 à P21), noyaux (bleu) et GFP (vert); Les pointes de flèches indiquent une dendrite individuelle et la barre d’échelle est de 10 μm. (B) Nombre moyen de de...
Les neurones granulaires cérébelleux sont les neurones les plus abondants dans le cerveau des mammifères, représentant près de 60 à 70% de la population totale de neurones dans le cerveau des rongeurs 1,14. Le cervelet a été largement utilisé pour élucider les mécanismes de prolifération cellulaire, de migration, de formation de dendrites et de développement des synapses 6,9,10,11,15,16,17,18,19,20
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Le travail a été soutenu par les subventions NIH R01NS098804 (A.E.W.), F31NS113394 (U.C.) et le programme d’été en neurosciences de l’Université Duke (D.G.).
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Betadine | Purdue Production | 67618-150-17 | |
Cemented 10 µL needle | Hamilton | 1701SN (80008) | 33 gauge, 1.27 cm (0.5 in), 4 point style |
Chicken anti-GFP | Millipore Sigma | AB16901 | Our lab uses this antibody at a 1:1000 concentration |
Cotton-tip applicator | |||
Donkey anti-chicken Cy2 | Jackson ImmunoResearch | 703-225-155 | Our lab uses this antibody at a 1:500 concentration |
Ethanol (200 proof) | Koptec | V1016 | |
Electroporator ECM 830 | BTX Harvard Apparatus | 45-0052 | |
Fast Green FCF | Sigma | F7252-5G | |
FUGW plasmid | Addgene | 14883 | |
Glass slides | VWR | 48311-703 | Superfrost plus |
Glycerol | Sigma-Aldrich | G5516 | |
Heating pad | Softheat | ||
Hoescht 33342 fluorescent dye | Invitrogen | 62249 | |
Imaris | Bitplane | ||
Isoflurane | Patterson Veterinary | 07-893-1389 | |
Micro cover glass | VWR | 48382-138 | |
Nail polish | Sally Hansen | Color 109 | |
Normal goat serum | Gibco | 16210064 | |
O.C.T. embedding compound | Tissue-Tek | 4583 | |
Olympus MVX10 Dissecting Scope | Olympus | MVX10 | |
P200 pipette reach tip | Fisherbrand | 02-707-138 | Used for needle spacer |
Parafilm | Bemis | PM-996 | |
PBS pH 7.4 (10x) | Gibco | 70011-044 | |
Simple Neurite Tracer | FIJI | https://imagej.net/Simple_Neurite_Tracer:_Basic_ Instructions | |
Sucrose | Sigma | S0389 | |
Surgical tools | RWD Life Science | Small scissors and tweezers | |
Triton X-100 | Roche | 11332481001 | non-ionic detergent |
Tweezertrodes | BTX Harvard Apparatus | 45-0489 | 5 mm, platinum plated tweezer-type electrodes |
Ultrapure distilled water | Invitrogen | 10977-015 | |
Vectashield mounting media | Vectashield | H1000 | |
Vetbond tissue adhesive | 3M | 1469SB | |
Zeiss 780 Upright Confocal | Zeiss | 780 |
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