Evaluation de l’activité antitumorale in vivo des nanoparticules de polyanhydride IL-1α

Résumé

Un protocole standard est décrit pour étudier l’activité antitumorale et la toxicité associée de l’IL-1α dans un modèle murin syngénique de HNSCC.

Résumé

La thérapie par cytokines est une stratégie immunothérapeutique prometteuse qui peut produire des réponses immunitaires antitumorales robustes chez les patients cancéreux. La cytokine pro-inflammatoire interleukine-1 alpha (IL-1α) a été évaluée comme agent anticancéreux dans plusieurs études précliniques et cliniques. Cependant, les toxicités limitant la dose, y compris les symptômes pseudo-grippaux et l’hypotension, ont refroidi l’enthousiasme pour cette stratégie thérapeutique. L’administration d’IL-1α à base de nanoparticules de polyanhydride (NP) représenterait une approche efficace dans ce contexte, car elle pourrait permettre une libération lente et contrôlée de l’IL-1α par voie systémique tout en réduisant les effets secondaires toxiques. Ici, une analyse de l’activité antitumorale des NPs polyanhydride chargés en IL-1α dans un modèle murin syngénique de carcinome épidermoïde de la tête et du cou (HNSCC) est décrite. Des cellules épithéliales oropharyngées murines exprimant de manière stable HPV16 E6/E7 ainsi que des cellules hRAS et luciférase (mEERL) ont été injectées par voie sous-cutanée dans le flanc droit de souris C57BL/6J. Une fois que les tumeurs ont atteint 3-4 mm dans n’importe quelle direction, une formulation de 1,5% d’IL-1a - chargée 20:80 1,8-bis(p-carboxyphénoxy)-3,6-dioxaoctane:1,6-bis(p-carboxyphénoxy)hexane (CPTEG: CPH) nanoparticule (IL-1α-NP) a été administrée à des souris par voie intrapéritonéale. La taille de la tumeur et le poids corporel ont été mesurés en continu jusqu’à ce que la taille de la tumeur ou la perte de poids atteigne les critères d’euthanasie. Des échantillons de sang ont été prélevés pour évaluer les réponses immunitaires antitumorales par ponction veineuse sous-maxillaire, et les cytokines inflammatoires ont été mesurées par des tests multiplex de cytokines. Les ganglions lymphatiques tumoraux et inguinaux ont été réséqués et homogénéisés en une suspension unicellulaire pour analyser diverses cellules immunitaires par cytométrie en flux multicolore. Ces méthodes standard permettront aux chercheurs d’étudier la réponse immunitaire antitumorale et le mécanisme potentiel des NP immunostimulantes et d’autres agents d’immunothérapie pour le traitement du cancer.

Introduction

L’un des domaines émergents de l’immunothérapie du cancer est l’utilisation de cytokines inflammatoires pour activer le système immunitaire des patients contre leurs cellules tumorales. Plusieurs cytokines pro-inflammatoires (c’est-à-dire l’interféron alpha (IFNα), l’interleukine-2 (IL-2) et l’interleukine-1 (IL-1)) peuvent développer une immunité antitumorale significative, ce qui a suscité un intérêt pour l’exploration des propriétés antitumorales ainsi que de la sécurité des médicaments à base de cytokines. L’interleukine-1 alpha (IL-1α) en particulier, est une cytokine pro-inflammatoire connue sous le nom de cytokine maîtresse de l’inflammation¹. Depuis la découverte de cette cytokine à la fin des années 1970, elle a été étudiée comme agent anticancéreux ainsi que comme médicament hématopoïétique pour traiter les effets négatifs de la chimiothérapie². À la fin des années 1980, plusieurs études précliniques et cliniques ont été menées pour déterminer les effets anticancéreux de l’IL-1α 3,4,5,6. Ces études ont révélé une activité antitumorale prometteuse de l’IL-1α recombinante (rIL-1α) contre le mélanome, le carcinome à cellules rénales et le carcinome ovarien. Cependant, des toxicités, y compris de la fièvre, des nausées, des vomissements, des symptômes pseudo-grippaux et l’hypotension limitant la dose la plus sévère ont été fréquemment observées. Malheureusement, ces toxicités liées à la dose ont refroidi l’enthousiasme pour une utilisation clinique ultérieure de la rIL-1α.

Pour tenter de résoudre le problème critique des toxicités induites par l’IL-1α, des formulations de nanoparticules de polyanhydride (NP) qui permettent la libération contrôlée d’IL-1α par la cinétique d’érosion de surface seront étudiées. Ces formulations de NP sont destinées à récolter les bénéfices des propriétés antitumorales de l’IL-1α tout en réduisant les effets secondaires limitant la dose⁷. Les polyanhydrides sont des polymères approuvés par la FDA qui se dégradent par érosion de surface, ce qui entraîne une libération presque nulle d’agents encapsulés 8,9,10,11,12. Les copolymères amphiphiles polyanhydrides contenant du 1,8-bis-(p-carboxyphénoxy)-3,6-dioxaoctane (CPTEG) et du 1,6-bis-(p-carboxyphénoxy)hexane (CPH) ont été signalés comme étant d’excellents systèmes d’administration pour diverses charges utiles dans la recherche en oncologie et en immunologie ^8,12. Dans le protocole suivant 20:80, des NP CPTEG:CPH chargés de 1,5% en poids de rIL-1α (IL-1α-NPs) seront utilisés pour étudier l’activité antitumorale et la toxicité de cette cytokine dans un modèle murin de HNSCC.

L’objectif global des procédures suivantes est d’évaluer l’activité antitumorale des IL-1α-NPs sur les HNSCC. Les procédures décrites, y compris l’évaluation de la croissance tumorale et de la survie, peuvent être appliquées à tout agent immunomodulateur d’intérêt. Ces procédures doivent être effectuées dans un modèle murin syngénique avec un système immunitaire intact¹³ afin de maximiser la pertinence clinique. La toxicité de l’IL-1α-NP sera également évaluée en mesurant les changements dans les niveaux circulants de cytokines pro-inflammatoires et le poids des animaux. Il existe de nombreuses méthodes pour déterminer la toxicité in vivo des médicaments; Cependant, les méthodes les plus largement utilisées impliquent la mesure des enzymes sériques pour la toxicité des organes et les changements histologiques dans ces organes. Cependant, pour effectuer des analyses histologiques, l’animal doit être sacrifié, ce qui affectera les courbes de survie de l’expérience. Par conséquent, ce protocole comprendra un protocole pour le prélèvement de sang sur des souris vivantes pour la mesure des cytokines dans les échantillons de sérum. Le sérum recueilli peut être utilisé pour mesurer la toxicité de tout analyte sérique souhaité. La cytométrie de flux multicolore sera utilisée pour comprendre les changements dans la population de cellules immunitaires dans le microenvironnement tumoral et la migration des cellules immunitaires vers le ganglion lymphatique. D’autres méthodes peuvent être utilisées pour identifier les cellules immunitaires, y compris l’immunohistochimie et / ou l’immunofluorescence des sections préservées¹⁴. Cependant, ces techniques peuvent être longues et fastidieuses à réaliser sur un grand nombre d’animaux. Dans l’ensemble, les méthodes suivantes permettront aux chercheurs d’étudier la réponse immunitaire antitumorale et les mécanismes potentiels des agents immunostimulants pour le traitement du cancer.

Protocole

Toutes les procédures in vivo utilisées dans cette étude ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de l’Iowa.

1. Préparation et maintenance de la lignée cellulaire HNSCC

REMARQUE: Dans cette étude, la lignée cellulaire épithéliale oropharyngée murine transformée de manière stable avec HPV E6 et E7 avec hRas et luciférase (mEERL) sera utilisée. Cette lignée cellulaire a été développée à partir de la souche de souris C57BL/6J et a été offerte par le Dr Paola D. Vermeer (Département de chirurgie, École de médecine Sanford de l’Université du Dakota du Sud, Dakota du Sud, États-Unis).

1. Décongeler un flacon congelé de cellules mEERL dans un bain-marie préchauffé (37 °C), puis transférer dans un tube conique de 15 ml contenant un milieu de culture chaud (milieu Eagle modifié de Dulbecco [DMEM] complété par 40,5 % de DMEM/Hams F12 à 1:1, 10 % de sérum bovin fœtal [FBS], 0,1 % de gentamicine, 0,005 % d’hydrocortisone, 0,05 % de transferrine, 0,05 % d’insuline, 0,0014 % de tri-iodothyronine et 0,005 % de facteur de croissance épidermique).
2. Centrifuger le tube conique à 277 x g pendant 5 min à 25 °C pour retirer le média. Ensuite, remettre en suspension la pastille cellulaire dans un milieu frais de 3 à 5 mL et la transférer dans un ballon de culture cellulaire T-25. Pour une récupération optimale après un stockage congelé, plaquez des cellules à haute densité.
   REMARQUE : Les flacons T-25 ont été utilisés en raison de leur plus petite taille, ce qui accélère les temps de récupération de l’entreposage congelé lorsque les cellules sont à proximité par rapport aux flacons de T-75.
3. Laisser les cellules se développer dans un incubateur humidifié à 37 °C et 5 % de CO₂, se dilater en flacons plus grands (c.-à-d. T-75 ou T-150) et passer tous les 3 jours. Lorsqu’il y a suffisamment de cellules pour l’implantation souhaitée chez toutes les souris, retirez les flacons, jetez le média et rincez doucement les cellules avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS). Ensuite, ajouter 4 mL (si vous utilisez des fioles T150) de trypsine-EDTA à 0,25 % et incuber à 37 °C pendant 2 min. Augmenter ou diminuer la quantité de trypsine en fonction de la taille du plat ou du flacon utilisé.
   REMARQUE: Le type de lignée cellulaire et le degré de confluence peuvent affecter les temps de trypsinisation. De longues périodes de trypsinisation peuvent endommager les cellules, ce qui entraîne une faible viabilité. Utilisez le minimum de temps nécessaire à la trypsinisation.
4. Au microscope, les cellules détachées sur la trypsinisation se déplacent librement. Si certaines cellules sont encore attachées, tapotez très doucement la fiole pour mobiliser les cellules adhérentes restantes. Ajouter un nouveau média (tartre de média au besoin) pour arrêter la réaction de trypsine et recueillir la suspension cellulaire dans des tubes coniques de 50 mL. Centrifuger à 277 x g pendant 5 min à 25 °C pour retirer le média.
5. Remettez les cellules en suspension dans un milieu frais et comptez les cellules. Centrifuger une fois de plus (comme décrit ci-dessus), puis ajouter du PBS froid aux cellules pour obtenir une concentration finale de 10 × 10⁶ cellules/mL. Gardez la ou les suspensions cellulaires sur de la glace avant l’injection à des souris.

2. Implantation tumorale, traitement médicamenteux et mesure

REMARQUE : Les animaux de laboratoire ont été gardés dans l’installation de soins aux animaux de l’Université de l’Iowa et ont suivi les procédures d’asepsie appropriées pour les manipuler.

1. Anesthésier les souris C57Bl/6J avec un mélange de kétamine (80 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg). Rasez soigneusement la zone du flanc ou le site d’injection souhaité avec un rasoir électrique.
   REMARQUE : N’oubliez pas de documenter l’utilisation des substances désignées conformément aux règles et règlements de l’établissement (ou autres).
2. Désinfecter la zone du flanc avec un tampon d’éthanol et injecter lentement 100 μL (contenant 1 x 10⁶ cellules) de la suspension cellulaire par voie sous-cutanée à l’aide d’une seringue de 25-28 G. Anesthésiez les souris avant l’injection pour éviter les mouvements brusques et la perte cellulaire. Avant chaque injection, mélangez délicatement la suspension cellulaire pour empêcher les cellules de se déposer au fond du flacon ou du tube conique.
3. Après avoir pris la suspension cellulaire dans la seringue, retirez toutes les bulles et l’espace mort du haut. Injectez la suspension cellulaire de manière lente et régulière. N’utilisez pas la même aiguille sur plusieurs souris. Faites toujours des suspensions de cellules supplémentaires pour tenir compte de la perte accidentelle.
4. Placez l’animal dans leurs cages respectives et surveillez-les jusqu’à ce qu’ils se remettent de l’anesthésie. Pendant l’anesthésie, les animaux sont à risque d’hypothermie; Par conséquent, fournissez de la chaleur supplémentaire ou placez les souris les unes près des autres pour les garder au chaud (si elles sont logées dans la même cage).
5. Lorsque les tumeurs atteignent 3 mm dans n’importe quelle direction, randomisez les souris (par taille et / ou poids de la tumeur) dans les groupes de traitement, puis commencez le traitement médicamenteux. Injecter aux souris par voie intrapéritonéale (i.p.) des NPs¹⁵ contenant 3,75 μg de rIL-1α/souris aux jours 4 et 9. Mesurer et enregistrer le volume tumoral ((longueur x largeur 2) /²) et le poids de la souris quotidiennement ou tous les deux jours jusqu’à ce que la taille de la tumeur ou les souris atteignent les critères d’euthanasie.
   REMARQUE: Même avec un chercheur expérimenté, il est difficile d’implanter la tumeur de même taille chez toutes les souris. Randomiser les animaux en groupes expérimentaux en fonction de la taille de la tumeur et du poids de la souris.

3. Prélèvement sanguin et séparation du sérum

REMARQUE: Le prélèvement sanguin d’une veine sous-maxillaire est une technique facile et efficace qui permet le prélèvement de sang sur des animaux conscients ou sous anesthésie. Pour cette étude, du sang a été prélevé sur les animaux lorsqu’ils étaient sous anesthésie.

1. Anesthésiez les souris avec une injection de mélange kétamine/xylazine comme mentionné ci-dessus.
2. Saisissez la peau lâche sur l’épaule à l’aide de la main non dominante et percez la veine sous-maxillaire avec une aiguille ou une lancette de 18 G, légèrement derrière la mandibule (une tache blanche à cette zone).
3. Percez la veine pour assurer la circulation sanguine immédiatement. Recueillir de 200 à 300 μL de sang (selon le poids de la souris) dans un tube microcentrifuge en polypropylène de 1,5 mL ou un tube séparateur de sérum. Après le prélèvement sanguin, appliquez une légère pression sur le site de ponction jusqu’à ce que le saignement ait cessé. Remettez les souris dans leurs cages respectives et observez-les jusqu’à ce qu’elles se remettent de l’anesthésie.
   REMARQUE: Ne pas prélever plus de 1% du poids corporel de la souris en une seule collection ou sur une période de 24 heures.
4. Laissez le sang recueilli coaguler à température ambiante pendant 20-30 min. Placez les tubes sur de la glace jusqu’à ce qu’ils soient prêts à être centrifugés.
5. Centrifuger le sang coagulé à 1540 x g pendant 15 min à 4 °C.
6. Recueillir la couche supérieure (sérum) sans déranger les globules rouges. Conserver à -80 °C jusqu’à utilisation.

4. Multiplexage du sérum collecté

1. Décongelez les échantillons de sérum ou de plasma tout en les gardant sur la glace.
2. Centrifuger les échantillons à 1540 x g pendant 5 min à 4 °C pour sédimenter les débris cellulaires et prélever soigneusement la couche de sérum par le haut.
3. Sortez le kit multiplex à température ambiante.
   REMARQUE: Il existe plusieurs kits multiplex disponibles dans le commerce qui sont conçus pour des cytokines, des chimiokines ou des facteurs de croissance spécifiques. En outre, il est possible de personnaliser le kit en fonction de la protéine d’intérêt.
4. Effectuer le test selon le protocole du fabricant pour détecter les cytokines.
   REMARQUE: La plupart des kits multiplex utilisent des billes magnétiques pour lier l’anticorps capturé. Il est donc essentiel d’utiliser une laveuse magnétique automatisée ou portative pendant le lavage. Sinon, les billes magnétiques se détacheront de la plaque et on n’aura pas assez d’événements pour prendre la lecture.

5. Collecte de la tumeur et du ganglion lymphatique inguinal et préparation de la suspension unicellulaire

1. Anesthésier les souris avec un mélange kétamine/xylazine. Pour assurer une sédation complète, utilisez le réflexe de pédale (pincement ferme des orteils). Si les souris ne répondent pas, euthanasiez-les par luxation cervicale.
2. Posez chaque souris sur son dos et vaporisez de l’éthanol à 70% sur la peau de la région abdominale. Utilisez des pinces et des ciseaux pour couper la tumeur du côté gauche des souris et le ganglion lymphatique du côté droit. Si la tumeur est grosse, coupez en petits morceaux et prenez 500-600 mg de tissu. Pour le ganglion lymphatique, prélever tout l’organe.
   NOTE: Il y a deux ganglions lymphatiques des deux côtés de la région inguinale. Selon les objectifs expérimentaux, le ganglion lymphatique et la tumeur peuvent être isolés du même côté. Cependant, si la tumeur devient très grande, il ne sera pas facile de recueillir le ganglion lymphatique du même côté.
3. Placez les tissus sur les tubes dissociateurs respectifs contenant 3 à 5 ml de milieu RPMI. Homogénéiser le tissu à l’aide d’un dissociateur automatisé.
   REMARQUE: D’autres homogénéisateurs automatisés ou portables peuvent être utilisés.
4. Après homogénéisation, transférer la suspension cellulaire à travers un filtre de 70 μm dans un tube conique de 50 mL. Centrifuger à 277 x g pendant 5 min à 25 °C pour retirer le média. Lavez et remettez en suspension les cellules dans 1-2 mL de PBS froid.

6. Coloration FACS de la suspension unicellulaire

1. Utilisez une coloration au bleu trypan à 0,4% pour compter les cellules viables dans un hémocytomètre. Calculez le volume nécessaire pour obtenir 2 à 3 millions de cellules et transférez-les dans le tube FACS respectif.
2. Utiliser un colorant de viabilité pour fermer sur les cellules vivantes; Sinon, une liaison non spécifique de l’anticorps avec des cellules mortes peut se produire, ce qui peut donner un résultat faussement positif.
   REMARQUE: Le colorant zombie a été utilisé pour la coloration des cellules vivantes et mortes dans cette expérience. Plusieurs colorants réparables et non réparables (p. ex. iodure de propidium) sont disponibles dans le commerce.
3. Centrifuger (277 x g pendant 5 min à 25 °C) les cellules comptées. Décanter le surnageant et remettre les cellules en suspension dans 300 μL de PBS. Ajouter 0,5-1 μL de colorant/tube zombie. Incuber à température ambiante pendant 20 min dans l’obscurité.
4. Centrifuger (277 x g pendant 5 min à 25 °C) et laver les cellules avec 1-2 mL de tampon FACS et les remettre en suspension dans 200 μL de tampon FACS.
5. Ajouter un bloqueur des récepteurs Fc (2 μL par 200 μL ou selon le protocole du fabricant) et incuber les cellules pendant 10 min.
6. Centrifuger (277 x g pendant 5 min à 25 °C) et laver les cellules avec 1-2 ml de tampon FACS. Ajouter le cocktail d’anticorps et incuber pendant 30 min à 4 °C dans l’obscurité.
7. Après l’incubation, centrifuger (277 x g pendant 5 min à 25 °C) et laver les cellules avec un tampon FACS de 1 à 2 mL. Ajouter 300-400 μL de solution de paraformaldéhyde à 2% et remettre en suspension pour la fixation. Conservez les cellules à cette étape pendant quelques jours à 4 °C ou analysez-les immédiatement par cytomètre en flux multicolore.

Résultats

Dans cette étude, l’activité antitumorale du polyanhydride IL-1α dans un modèle murin syngénique de HNSCC a été étudiée. L’IL-1α recombinante (rIL-1α) a significativement ralenti la croissance tumorale de mEERL (Figure 1A), bien qu’une perte de poids ait été observée chez les souris traitées, qui a été restaurée après l’arrêt du traitement (Figure 1B). Les IL-1α-NPs n’ont pas induit d’effet antitumoral significatif par rapport au...

Discussion

Ce protocole permettra à tout chercheur d’étudier l’activité antitumorale et certains des mécanismes sous-jacents des médicaments immunomodulateurs dans un système modèle murin tumoral in vivo . Ici, un modèle de tumeur sous-cutanée syngénique a été utilisé, qui présente plusieurs avantages par rapport aux modèles orthotopiques, notamment son protocole techniquement simple, une surveillance facile de la croissance tumorale, une morbidité animale moindre et une productivité plus élevée. Les...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Bio-Plex 200 Systems	Bio-Rad		The system was provided from the Flow Cytometry Facility University of IOWA Health Care
Bio-Plex Pro Mouse Cytokine 23-plex Assay	Bio-Rad	M60009RDPD
C57BL/6J Mice	Jakson Labs	664	4 to 6 weeks old
DMEM (Dulbecco's Modified Eagle Medium)	Thermo Fisher Scientific	11965092
DMEM/Hams F12 (Dulbecco's Modified Eagle Medium/Nutrient Mixture F-12)	Thermo Fisher Scientific	11320033
EGF	Millipore Sigma	SRP3196-500UG
Fetal Bovine Serum	Millipore Sigma	12103C-500ML
Gentamycin sulfate solution	IBI Scientific	IB02030
gentleMACS Dissociator	Miltenyi biotec
Hand-Held Magnetic Plate Washer	Thermo Fisher Scientific	EPX-55555-000
Hydrocortisone	Millipore Sigma	H6909-10ML
Insulin	Millipore Sigma	I0516-5ML
Ketamine/xylazine			Injectable anesthesia
MEERL cell line			Murine oropharyngeal epithelial cells stably expressing HPV16 E6/E7 together with hRAS and luciferase (mEERL) cells
Portable Balances	Ohaus
Scienceware Digi-Max slide caliper	Millipore Sigma	Z503576-1EA
Sterile alcohol prep pad (70% isopropyl alcohol)	Cardinal	COV5110.PMP
Transferrin Human	Millipore Sigma	T8158-100MG
Tri-iodothyronin	Millipore Sigma	T5516-1MG