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  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

L’objectif de ce protocole est de décrire un modèle animal préclinique de chorioamnionite induite par un streptocoque du groupe B (SGB). L’étude est conçue pour étudier les processus mécanistes, les liens de causalité potentiels avec les troubles du développement, et enfin pour développer des traitements anti-inflammatoires et neuroprotecteurs translationnels.

Résumé

Le streptocoque du groupe B (SGB) est l’une des bactéries les plus courantes isolées pendant la grossesse humaine. C’est l’une des principales causes d’infection/inflammation placentaire, appelée chorioamnionite. La chorioamnionite expose le fœtus en développement à un risque élevé de lésions organiques, de morbidité périnatale et de mortalité, ainsi qu’à des troubles neurocomportementaux à vie et à d’autres problèmes de développement non neurologiques. Les deux sous-types les plus fréquents d’isolats de SGB dans les tissus maternels et fœtaux sont les sérotypes Ia (13 % à 23 %) et III (25 % à 53 %). Notre laboratoire a développé et caractérisé un modèle de chorioamnionite induite par le SGB chez le rat afin d’étudier les impacts ultérieurs sur le système nerveux central du fœtus en développement et de comprendre les aspects mécanistes sous-jacents. Cet article présente la conception ainsi que les utilisations du modèle préclinique chez le rat, qui reproduit fidèlement la caractéristique de la chorioamnionite induite par le SGB chez l’homme. Cet article a pour but d’aider les scientifiques à reproduire le plan expérimental ainsi que de fournir un soutien à travers des exemples de dépannage. Le modèle actuel peut également contribuer à des découvertes potentielles en découvrant des causes, des mécanismes et de nouvelles avenues thérapeutiques, qui restent incertaines dans de nombreux troubles du développement découlant de la chorioamnionite. De plus, l’utilisation de ce modèle peut être étendue aux études de morbidités périnatales non neurologiques courantes et sévères touchant, par exemple, la rétine, l’intestin, les poumons et les reins. L’intérêt principal de cette recherche se situe dans le domaine des troubles neurodéveloppementaux fœtaux induits par le SGB, tels que la paralysie cérébrale (PC), le trouble déficitaire de l’attention avec hyperactivité (TDAH) et les troubles du spectre autistique (TSA). La raison d’être de ce modèle est présentée dans cet article, suivie des procédures et des résultats.

Introduction

L’activation immunitaire maternelle (AIM) a été décrite comme l’un des facteurs de risque indépendants les plus critiques pour la naissance prématurée, la mort fœtale et les déficiences cognitives et comportementales à vie chez la descendance 1,2,3,4. Une grande partie de la recherche préclinique existante sur le rôle de l’inflammation gestationnelle sur le placenta et le développement utilise des composants pathogènes, tels que le lipopolysaccharide (LPS) d’E. coli et l’analogue synthétique de l’ARN viral double brin, l’acide polyinosinique : polycytidylique (Poly[I : C]), qui imitent les infections virales. Cependant, même si le streptocoque du groupe B (SGB) est la cause la plus fréquente d’infection périnatale, peu de modèles animaux ont abordé son rôle dans les mécanismes inflammatoires en jeu et les résultats5.

Le SGB est un coque à Gram positif encapsulé qui colonise les voies génitales inférieures chez environ 15 à 30 % des femmes enceintes6. Elle entraîne une infection/inflammation placentaire, appelée chorioamnionite 7,8. Sur les dix sérotypes du SGB, les deux sérotypes les plus fréquents, Ia et III, sont des déterminants infectieux majeurs des lésions dans les tissus materno-fœtaux 9,10. Il a été démontré que l’infection à SGB entraîne une réponse inflammatoire plus élevée dans le sang fœtal et une déficience placentaire, qui sont fortement soupçonnées d’être impliquées dans de multiples troubles neurodéveloppementaux tels que la paralysie cérébrale (PC), le trouble déficitaire de l’attention avec hyperactivité (TDAH) et le trouble du spectre autistique (TSA)5,11.

Au cours des dix dernières années, nous avons développé un modèle de chorioamnionite induite par le SGB chez le rat qui entraîne diverses troubles du développement chez la progéniture12. Ce modèle préclinique démontre le lien de causalité entre l’inflammation placentaire induite par le SGB et une gamme de troubles neurodéveloppementaux spécifiques au sexe chez la progéniture 13,14,15. L’objectif de cet article est de fournir aux lecteurs un aperçu de la conception d’un modèle préclinique chez le rat de l’infection en fin de gestation et des déficiences neuro-comportementales qui en résultent chez la progéniture. Le protocole actuel vise à imiter la réalité clinique de la chorioamnionite induite par le SGB.

Les résultats de ce modèle préclinique montrent que l’inoculation intra-péritonéale (IP) en fin de gestation (Figure 1) du SGB entraîne (i) une infection placentaire et une inflammation, répondant aux critères diagnostiques de la chorioamnionite16 ; (ii) une régulation positive massive de l’IL-1β et des molécules inflammatoires en aval de la voie IL-1, au sein du placenta12 ; (iii) troubles neurodéveloppementaux chez la progéniture12 ; (iv) les différences entre les sexes dans les réponses immunitaires et les déficiences neurocomportementales ultérieures, telles que la progéniture féminine présentant des traits de type TDAH à l’âge adulte tandis que la progéniture masculine présente des traits de type TSA précoces et durables ; (v) des résultats neurocomportementaux distincts chez la descendance en fonction du sérotype de SGB utilisé pour induire la chorioamnionite14,15. Dans la lignée de ces résultats, les principales prochaines étapes utilisant ce modèle consisteront à tester, d’une part, le rôle des androgènes dans la chorioamnionite induite par le SGB et, d’autre part, le rôle placentaire et neuroprotecteur de molécules ciblant des voies inflammatoires spécifiques, dans l’espoir d’amener certaines de ces molécules au seuil des essais cliniques thérapeutiques.

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Protocole

Toutes les expériences ont été approuvées par l’Institut de recherche du Centre universitaire de santé McGill (IR-CUSM). Toutes les expériences ont été réalisées selon le Conseil canadien de protection des animaux.

1. Rates Lewis enceintes

  1. Obtenir des rats Lewis de sources commerciales au jour de gestation (G)14. Hébergez-les dans une animalerie appropriée (animalerie IR-CUSM) dans un environnement contrôlé à 20-23 °C avec un cycle lumière/obscurité de 12 h, et un accès à l’eau et à la nourriture à volonté17.
  2. Peser les mères quotidiennement pour détecter tout comportement pathologique de G14 (c’est-à-dire le jour de l’arrivée) jusqu’à G22 (c’est-à-dire le jour de la césarienne)

2. Croissance bactérienne

  1. Au G18, préparez deux tubes à essai stériles avec 5 ml de bouillon stérile pour perfusion cerveau-cœur (BHI). Prélever une petite portion de bactéries congelées (sérotype capsulaire β-hémolytique Ia dans BHI et 15 % de glycérol14) à -80 °C et l’ajouter dans des tubes de 5 mL de BHI (figure 2).
  2. Placez les tubes dans l’agitateur (240 tr/min) pendant 18 h à 37 °C.
  3. Au G19, préparer une solution à 3 % de SGB dans un bouillon BHI stérile en recueillant 1,5 mL de la solution incubée dans 48,5 mL de bouillon BHI stérile.
  4. Prélever 1,5 mL de la solution à 3 % de GBS plus BHI dans une cuvette. À l’aide d’un spectrophotomètre, enregistrez l’absorption initiale sous forme de T0 (densité optique (DO) 600 nm).
    REMARQUE : Une pièce blanche faite avec un bouillon BHI stérile a été utilisée à chaque fois pour équilibrer le spectrophotomètre.
  5. Placez la solution à 3 % dans l’incubateur à 37 °C en agitant à 240 tr/min pendant environ 2 h.Vérifiez l’absorption toutes les 20 min après 2 h jusqu’à ce qu’une mesure d’absorbance comprise entre 0,6 et 0,8 (OD600 nm) soit atteinte.
  6. Après avoir atteint l’absorbance souhaitée, prélever 20 ml de solution de GBS plus BHI à 3 % et l’ajouter dans un tube de 50 mL.
  7. Centrifuger (1792 x g) les échantillons à 4 °C pendant 13 min et laver le SGB précipité deux fois avec 20 ml de solution saline stérile à 0,9 %.
  8. Mettre en suspension le SGB précipité dans 2 mL de solution saline stérile à 0,9 %. Conservez cette aliquote sur de la glace jusqu’au moment de l’injection.
  9. Injecter (par voie intrapéritonéale) dans le groupe témoin 100 μL de solution saline stérile à 0,9 % et dans le groupe témoin avec 100 μL de sérotype β-hémolytique Ia GBS en suspension dans une solution saline stérile à 0,9 %.
    REMARQUE : La dose injectée était de 108 unités formant colonies (UFC) de SGB ou de solution saline (pour le contrôle). L’inoculation de 108 UFC a été bien établie comme modèle de chorioamnionite humaine. L’inoculation d’une dose plus élevée de SGB entraînera probablement la mortalité des mères. Injecter moins que la dose mentionnée n’imitera pas l’infection et l’inflammation.
  10. Faites des dilutions entre 10-5 et 10-10 et plaquez les dilutions en trois exemplaires sur des plaques de gélose BHI. Pour exclure toute contamination, effectuez deux contrôles négatifs (sans aucun ajout de substance), l’un sur une plaque de gélose BHI et l’autre sur une plaque de gélose CHROMID Strepto B. Effectuez deux contrôles positifs en plaçant les bactéries préparées sur la plaque de gélose BHI et la plaque de gélose CHROMID Strepto B. Placez toutes les plaques dans l’incubateur pendant la nuit à 37 °C (figure 3).
    REMARQUE : Les plaques de gélose CHROMID Strepto B sont un milieu sélectif pour le criblage du SGB sur lequel les colonies de SGB apparaissent en rouge.

3. Technique d’injection

  1. Sur G19, retirez délicatement le rat de la cage et placez-le sur une surface plane. Immobilisez le rat en utilisant une serviette pour couvrir la tête et le haut du corps. Soulevez la patte arrière pour permettre un accès facile au site d’injection.
    REMARQUE : Assurez-vous que la zone anatomique appropriée pour l’injection se trouve dans le quadrant inférieur droit de l’abdomen afin d’éviter la perforation d’organes tels que la vessie et le cæcum (Figure 1).
  2. Utilisez une seringue à insuline U-100 avec une aiguille de 29 G 1/2 pouce. Insérez le biseau de l’aiguille vers le haut vers la tête à un angle de 40 à 45° par rapport à l’horizontale, comme illustré à la figure 1. Effectuez des injections de SGB une fois pour chaque mère. Assurez-vous d’effectuer des injections toutes les 1 h pour éviter un effet de temps entre les mères inoculées.
    REMARQUE : Les injections doivent être variées entre les côtés gauche et droit les jours où plus d’une injection par jour est effectuée.

4. Détermination de la dose

  1. Au G20, vérifiez quatre témoins (étape 10.2) et comptez les colonies bactériennes sur chaque plaque de gélose BHI.
  2. Calculer la moyenne des colonies de SGB pour chaque facteur de dilution (10-5 à 10-10) afin de déterminer la dose exacte injectée de SGB.

5. Césarienne et prélèvement de tissus

  1. Effectuer des césariennes sur G22 (72 h après l’injection) et effectuer les chirurgies subséquentes avec 1 h entre les mères en fonction du temps d’inoculation de chaque mère.
  2. Anesthésier la digue dans une chambre d’euthanasie avec 2 % d’isoflurane et 1,5 % d’O2, pour une anesthésie générale.
  3. Placez la digue sur un coussin chauffant recouvert d’un pansement chirurgical approprié et appliquez la pommade ophtalmique sur l’œil pour éviter le dessèchement.
  4. Préparez la zone chirurgicale en enlevant les poils de la région abdominale inférieure à l’aide d’une lame ou d’un scalpel.
  5. Nettoyez la zone chirurgicale avec de la gaze stérile imbibée de désinfectant.
  6. À l’aide d’un scalpel stérile et de ciseaux à pointe fine, faites une incision horizontale dans le bas-ventre du rat. Faites une incision verticale de chaque côté de l’abdomen pour révéler les organes sous-jacents.
  7. Séparez les échantillons de placenta des fœtus. Notez le poids des fœtus, des placentas et le rapport fœtus/placenta.
  8. À l’aide d’un scalpel stérile, coupez le placenta en deux moitiés.
    1. Utilisez du 2-méthylbutane pour congeler rapidement la moitié du placenta et le maintenir à -80 °C jusqu’à ce qu’il soit nécessaire de déterminer les niveaux de protéines à l’aide de l’ELISA.
    2. Fixer l’autre moitié du placenta dans du formaldéhyde tamponné à 4 % pour une analyse in situ par immunohistochimie (IHC) afin d’étudier l’expression du SGB et des cellules polymorphonucléaires (PMN) dans les placentas collectés.
  9. Décapitez pour recueillir le sang des fœtus vivants et transférez le sang dans des tubes séparateurs de gel d’héparine de lithium.
  10. Centrifuger les échantillons de sang (18 928 x g) à 4 °C pour séparer le plasma et stocker les échantillons de plasma à -80 °C jusqu’à une analyse plus approfondie.
    REMARQUE : Les échantillons de plasma sanguin fœtal recueillis seront utilisés pour l’ELISA afin de vérifier les niveaux de protéines de différentes cytokines dans le sang du fœtus.
  11. Prélever des queues fœtales pour déterminer le sexe des fœtus par amplification d’une séquence dans le gène SRY, à l’aide des amorces suivantes (amorce avant : 5' - TAC AGC CTG AGG ACA TAT TA3' ; amorce inverse : 5' - GCA CTT TAA CCC TTC GAT GA -3') comme décrit précédemment18.
  12. À l’aide d’une aiguille de 5 ml et 23 G, prélever du sang de la digue par ponction cardiaque afin de vérifier et de comparer les niveaux de protéines de différentes cytokines dans le sang de la mère avec ceux du sang fœtal. Euthanasier les barrages par perforation du diaphragme et méthode de décapitation.
    REMARQUE : Entre les animaux, nettoyez tous les instruments utilisés avec des tissus stériles et une solution saline stérile. Pour réaliser des études neuropathologiques et comportementales chez la descendance, les mères ont mis bas naturellement sur G23. Après l’euthanasie de la progéniture le 80e jour postnatal, des cerveaux ont été prélevés pour des études moléculaires et histologiques.

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Résultats

L’inoculation IP du SGB a entraîné une infection placentaire
La coloration par immunohistochimie (IHC) (utilisant des anticorps polyclonaux ciblant le sérotype Ia du SGB) a montré que l’infection par le SGB atteignait le compartiment décidual du placenta. L’infection s’est également propagée du décidua au labyrinthe, à la plaque choriale et, dans certains cas, aux fœtus, entraînant la mort fœtale (5,8 ± 0,8 chez les portées exposées au SGB contr...

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Discussion

Étapes critiques du protocole
Plusieurs étapes du protocole sont critiques et nécessitent quelques contrôles de qualité. Par exemple, il existe un risque de contamination du stock de SGB par d’autres agents pathogènes. Cela peut être rapidement identifié à l’aide de la technique appropriée d’identification microbienne du SGB, comme l’aspect de la colonie sur la gélose BHI (par exemple, taille, forme, couleur), l’ensemencement en double de la dose ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts financier.

Remerciements

Cette étude a été financée par l’Institut de recherche du Centre universitaire de santé McGill (IR-CUSM) des Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC). Cette étude a été rendue possible grâce aux organismes de financement, aux établissements et aux fondations suivants : Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC), Fondation des étoiles, Fonds de recherche Québec-Sciences (FRQS), Université McGill et Université de Sherbrooke. Un grand merci à la Dre Claire Poyart, de l’Université Denis Diderot (Paris VII), en France, et à la Dre Mariela Segura, de l’Université de Montréal, au Canada, pour les généreux dons de GBS.

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
5 mL sterile tubeBD Biosciences
50 ml falcon tubesThermo Fisher339652
Blade or scalpelBD Medical371716
Brain Heart Infusion BrothCriterion (Hardy diagnostics)C5141
CHROMID Strepto B agar plateBioMerieux, Saint-Laurent43461
Columbia blood agar 5 % with sheep blood mediumThermo ScientificR01215
Forward primer5' - TAC AGC CTG AGG ACA TAT TA3'Sigma
Insulin syringeBecton, Dickinson and Co(BD)324702
Lewis ratsCharles River Laboratories
MethylbutanSigma AldrichM32631
Microtainer blood collection tubesBecton, Dickinson and Co(BD)365965
Reverse primer5' - GCA CTT TAA CCC TTC GAT GA -3'Sigma
Serological Pipettes 1 MLThermo Fisher170353N
Serological Pipettes 10 MLThermo Fisher170356N
Serological Pipettes 25 MLThermo Fisher170357N
Serological Pipettes 5 MLThermo Fisher170355N
Superfrost Plus Micro Slide, PremiumVWRCA48311-703

Références

  1. Hui, C. W., et al. Prenatal immune challenge in mice leads to partly sex-dependent behavioral, microglial, and molecular abnormalities associated with schizophrenia. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 13(2018).
  2. Costa, A., et al. Activation of the NLRP3 inflammasome by group B streptococci. Journal of Immunology. 188 (4), 1953-1960 (2012).
  3. Gupta, R., et al. RNA and beta-hemolysin of group B Streptococcus induce interleukin-1beta (IL-1beta) by activating NLRP3 inflammasomes in mouse macrophages. Journal of Biological Chemistry. 289 (20), 13701-13705 (2014).
  4. Henneke, P., et al. Lipoproteins are critical TLR2 activating toxins in group B streptococcal sepsis. Journal of Immunology. 180 (9), 6149-6158 (2008).
  5. Nelson, K. B., Chang, T. Is cerebral palsy preventable. Current Opinion in Neurology. 21 (2), 129-135 (2008).
  6. Larsen, J. W., Sever, J. L. Group B Streptococcus and pregnancy: a review. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 198 (4), 440-448 (2008).
  7. Patras, K. A., Nizet, V. Group B Streptococcal maternal colonization and neonatal disease: molecular mechanisms and preventative approaches. Frontiers in Pediatrics. 6, 27(2018).
  8. Tita, A. T., Andrews, W. W. Diagnosis and management of clinical chorioamnionitis. Clinics in Perinatology. 37 (2), 339-354 (2010).
  9. Teatero, S., et al. Serotype distribution, population structure, and antimicrobial resistance of Group B Streptococcus strains recovered from colonized pregnant women. Journal of Clinical Microbiology. 55 (2), 412-422 (2017).
  10. Lu, B., et al. Microbiological and clinical characteristics of Group B Streptococcus isolatescausing materno-neonatal infections: high prevalence of CC17/PI-1 and PI-2b sublineage in neonatal infections. Journal of Medical Microbiology. 67 (11), 1551-1559 (2018).
  11. Limperopoulos, C., et al. Positive screening for autism in ex-preterm infants: prevalence and risk factors. Pediatrics. 121 (4), 758-765 (2008).
  12. Bergeron, J. D., et al. White matter injury and autistic-like behavior predominantly affecting male rat offspring exposed to group B streptococcal maternal inflammation. Developmental Neuroscience. 35 (6), 504-515 (2013).
  13. Giraud, A., et al. Ampicillin treatment increases placental Interleukin-1 beta concentration and polymorphonuclear infiltration in Group B Streptococcus-induced chorioamnionitis: A preclinical study. Neonatology. 117 (3), 369-373 (2020).
  14. Allard, M. J., et al. A sexually dichotomous, autistic-like phenotype is induced by Group B Streptococcus maternofetal immune activation. Autism Research. 10 (2), 233-245 (2017).
  15. Allard, M. J., Giraud, A., Segura, M., Sebire, G. Sex-specific maternofetal innate immune responses triggered by group B Streptococci. Scientific Reports. 9 (1), 8587(2019).
  16. Allard, M. J., Brochu, M. E., Bergeron, J. D., Segura, M., Sebire, G. Causal role of group B Streptococcus-induced acute chorioamnionitis in intrauterine growth retardation and cerebral palsy-like impairments. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 10 (5), 595-602 (2019).
  17. Girard, S., Tremblay, L., Lepage, M., Sebire, G. IL-1 receptor antagonist protects against placental and neurodevelopmental defects induced by maternal inflammation. Journal of Immunology. 184 (7), 3997-4005 (2010).
  18. Bergeron, J., et al. Activation of the IL-1beta/CXCL1/MMP-10 axis in chorioamnionitis induced by inactivated Group B Streptococcus. Placenta. 47, 116-123 (2016).
  19. Allard, M. J., Brochu, M. E., Bergeron, J. D., Sebire, G. Hyperactive behavior in female rats in utero-exposed to group B Streptococcus-induced inflammation. International Journal of Developmental Neuroscience. 69, 17-22 (2018).
  20. Shuster, K. A., et al. Naturally occurring disseminated group B streptococcus infections in postnatal rats. Comparative Medicine. 63 (1), 55-61 (2013).
  21. Randis, T. M., et al. Group B Streptococcus beta-hemolysin/cytolysin breaches maternal-fetal barriers to cause preterm birth and intrauterine fetal demise in vivo. Journal of Infectious Diseases. 210 (2), 265-273 (2014).
  22. Noble, K., et al. Group B Streptococcus cpsE is required for Serotype V capsule production and aids in biofilm formation and ascending infection of the reproductive tract during pregnancy. ACS Infectious Diseases. 7 (9), 2686-2696 (2021).
  23. Kim, C. J., et al. Acute chorioamnionitis and funisitis: definition, pathologic features, and clinical significance. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 213, 29-52 (2015).
  24. Becker, K. J. Strain-related differences in the immune response: Relevance to human stroke. Translational Stroke Research. 7 (4), 303-312 (2016).
  25. Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. Journal of Immunology. 172 (5), 2731-2738 (2004).
  26. Fernandez de Cossio, L., Guzman, A., vander Veldt, S., Luheshi, G. N. Prenatal infection leads to ASD-like behavior and altered synaptic pruning in the mouse offspring. Brain, Behavior, and Immunity. 63, 88-98 (2017).
  27. Shi, L., Fatemi, S. H., Sidwell, R. W., Patterson, P. H. Maternal influenza infection causes marked behavioral and pharmacological changes in the offspring. The Journal of Neuroscience. 23 (1), 297-302 (2003).
  28. Boksa, P. Effects of prenatal infection on brain development and behavior: a review of findings from animal models. Brain, Behavior, and Immunity. 24 (6), 881-897 (2010).
  29. Girard, S., Kadhim, H., Beaudet, N., Sarret, P., Sebire, G. Developmental motor deficits induced by combined fetal exposure to lipopolysaccharide and early neonatal hypoxia/ischemia: a novel animal model for cerebral palsy in very premature infants. Neuroscience. 158 (2), 673-682 (2009).
  30. Meyer, U., Feldon, J. To poly(I:C) or not to poly(I:C): advancing preclinical schizophrenia research through the use of prenatal immune activation models. Neuropharmacology. 62 (3), 1308-1321 (2012).
  31. Lammert, C. R., Lukens, J. R. Modeling autism-related disorders in mice with Maternal Immune Activation (MIA). Methods. Journal of Molecular Biology. 1960, 227-236 (2019).
  32. Gundling, W. E., Wildman, D. E. A review of inter- and intraspecific variation in the eutherian placenta. Philosophical Transactions of the Royal Society B. 370 (1663), 20140072(2015).
  33. Harrell, M. I., et al. Exploring the pregnant guinea pig as a model for Group B Streptococcus intrauterine infection. The Journal of Infectious Diseases. 2 (2), (2017).
  34. Redline, R. W. Classification of placental lesions. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 213, 21-28 (2015).
  35. Erez, O., et al. Differential expression pattern of genes encoding for anti-microbial peptides in the fetal membranes of patients with spontaneous preterm labor and intact membranes and those with preterm prelabor rupture of the membranes. Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 22 (12), 1103-1115 (2009).
  36. Burns, C., Hall, S. T., Smith, R., Blackwell, C. Cytokine levels in late pregnancy: Are female infants better protected against inflammation. Frontiers in Immunology. 6, 318(2015).
  37. Elsmen, E., Ley, D., Cilio, C. M., Hansen-Pupp, I., Hellstrom-Westas, L. Umbilical cord levels of interleukin-1 receptor antagonist and neonatal outcome. Biology of the Neonate. 89 (4), 220-226 (2006).
  38. Chuang, K. H., et al. Neutropenia with impaired host defense against microbial infection in mice lacking androgen receptor. Journal of Experimental Medicine. 206 (5), 1181-1199 (2009).
  39. Mantalaris, A., et al. Localization of androgen receptor expression in human bone marrow. The Journal of Pathology. 193 (3), 361-366 (2001).
  40. Rasmussen, J. M., et al. Maternal Interleukin-6 concentration during pregnancy is associated with variation in frontolimbic white matter and cognitive development in early life. Neuroimage. 185, 825-835 (2019).
  41. Dozmorov, M. G., et al. Associations between maternal cytokine levels during gestation and measures of child cognitive abilities and executive functioning. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 390-397 (2018).

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